Name: Indurre il salvataggio di polipi nelle colonie di corallo per ottenere micropropagati individualizzati per uso sperimentale di laboratorio (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-04-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 23 s
Description: Scopri come indurre il bail-out dei polipi nei coralli per ottenere micropropagati individualizzati. Questo metodo non invasivo permette di studiare la fisiologia e la resilienza dei coralli in laboratorio.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ringraziamo Adam Barno e Francisca Garcia per il loro supporto negli esperimenti e nel monitoraggio dei polipi corallini. Ringraziamo anche il KAUST Coastal & Marine Resources Core Lab per la loro assistenza per quanto riguarda la manutenzione e l'infrastruttura dell'acquario. Lo studio è stato finanziato dal numero di sovvenzione KAUST BAS/1/1095-01-01.

Per il presente studio, una colonia appartenente alla specie di corallo Pocillopora verrucosa è stata raccolta dalla barriera corallina di Al Fahal (22.305118 N; 38.964568 E) da SCUBA immergendosi con un martello e uno scalpello. Il genere della colonia è stato identificato morfologicamente, e la sua specie è stata classificata come P. verrucosa sulla base di lavori precedentemente pubblicati, tra cui Pocillopora dal Mar Rosso, indicando che, da un punto di vista genetico, la specie presente in quest'area è P. verrucosa39,40. La barriera corallina di Al Fahal non fa parte di un'area ambientale protetta e non sono stati necessari permessi speciali per la raccolta dei coralli. La colonia è stata tenuta in un acquario da 300 litri per un mese prima di essere frammentata e avere i suoi polipi "salvati". L'acquario è stato mantenuto a 26 °C con due riscaldatori per acquari, tre pompe e due sorgenti luminose (vedi Tabella dei materiali), mantenendo un ciclo di luce di 12 ore. La temperatura dell'acquario è stata mantenuta collegando ciascuno dei due riscaldatori a un regolatore di temperatura. L'emissione luminosa è stata programmata per iniziare alle 6 del mattino e terminare alle 6 del pomeriggio, producendo una curva di irraggiamento che ha raggiunto il picco alle 12:00 con 230 fotoni μmol m−2s−1.
1. Salvataggio del polipo ad alta salinità dopo l'evaporazione dell'acqua
NOTA: Questo metodo è stato adattato da Shapiro et al.25. Se si utilizzano specie diverse da Pocillopora verrucosa, la dimensione dei polipi deve essere presa in considerazione prima di determinare la dimensione del frammento da tagliare.
<ol><li>Tagliare piccoli frammenti (meno di 1 cm di lunghezza) da una colonia di coralli usando pinze da taglio diagonali (vedi Tabella dei materiali). NOTA: Adattare gli utensili da taglio in base alle specie di corallo utilizzate. Le pinze diagonali sono utili per tagliare coralli con rami sottili. Nel presente studio, un frammento è stato tagliato per ogni trattamento, ma il numero e la dimensione dei frammenti possono variare a seconda del numero di polipi desiderati. La dimensione dei frammenti tagliati non deve superare la profondità dell'acqua dopo l'evaporazione, quindi i coralli rimangono completamente all'interno dell'acqua dopo che il processo è stato completato.</li>
	<li>Posizionare i frammenti tagliati in piccole piastre di Petri riempite con 12 ml di acqua di mare a cui la colonia corallina è stata acclimata. Questo può essere acqua di mare artificiale (vedi Tabella dei materiali) o acqua di mare filtrata alla stessa salinità in cui è stata inserita la colonia di coralli prima della frammentazione. NOTA: È importante coprire completamente il frammento con acqua. Se 12 ml in una capsula di Petri non sono sufficienti per coprire il frammento tagliato, ottimizzare il contenitore e il volume di conseguenza. Nel presente studio, l'acqua utilizzata è stata raccolta dal Mar Rosso e la sua salinità era di 40 PSU, misurata da un misuratore multiparametro (vedi Tabella dei materiali).</li>
	<li>Lasciare la piastra aperta per ~ 24 ore a temperatura ambiente in modo che l'acqua possa evaporare e la sua salinità possa aumentare gradualmente. Quando la digestione dei tessuti è osservabile tra i polipi, procedere al passaggio 1.4. NOTA: Dopo che il tempo di incubazione è passato, la salinità dell'acqua deve essere circa il 40% superiore rispetto all'inizio e i polipi devono essere pronti per essere staccati dallo scheletro.</li>
	<li>Utilizzando una pipetta di trasferimento da 1 mL, creare un flusso delicato vicino al tessuto corallino. Il flusso aiuterà lentamente il completo distacco dei polipi che hanno già digerito il tessuto intorno a loro dallo scheletro. NOTA: quando il flusso d'acqua viene creato con la pipetta, polipi separati o gruppi di polipi devono staccarsi dallo scheletro come scaglie. Se invece una sostanza torbida si stacca, indica la morte o la disintegrazione dei tessuti, il che significa che i coralli sono stati incubati per troppo tempo o in una condizione troppo stressante (in questo caso, alta salinità). È molto importante fare un flusso delicato di acqua per staccare i polipi, poiché un flusso più forte può causare danni fisici a loro.</li>
	<li>Sostituire lentamente l'acqua nella capsula di Petri con acqua isosmotica (utilizzare la stessa acqua del punto 1.2.) usando una pipetta. Uno scambio d'acqua del 50% in 10 minuti è sufficiente per acclimatare i polipi a una condizione di salinità non stressante. NOTA: Poiché sono state utilizzate colonie di coralli della specie pocilloporid Pocillopora verrucosa del Mar Rosso, sono stati effettuati test per determinare in quali condizioni specifiche i coralli di questo ambiente unico avrebbero salvato. È importante evidenziare l'elevata salinità del Mar Rosso rispetto alla maggior parte degli altri ambienti della barriera corallina.</li>
</ol>2. Salvataggio di polipi mediante approvvigionamento di acqua di mare ad alta salinità
NOTA: Questo metodo è stato adattato da Chuang et al.27.
<ol><li>Preparare 3 L di acqua di mare ad alta salinità aggiungendo NaCl all'acqua di mare fino a quando la salinità aumenta dell'85%, misurata da una sonda di salinità. NOTA: Nel presente studio, è stata preparata un'acqua di mare ad alta salinità 74 PSU da 40 PSU di acqua di mare del Mar Rosso.</li>
	<li>Tagliare piccoli frammenti di corallo come descritto nel passaggio 1.1.</li>
	<li>Posizionare i frammenti tagliati in un contenitore da 10 L riempito con 3 L di acqua di mare isosmotica (in questo caso, acqua di mare con salinità non stressante per i coralli, la stessa utilizzata nella fase 1.2) collegato a una pompa peristaltica (vedi Tabella dei materiali). NOTA: per un migliore mantenimento della salute dei coralli, è possibile aggiungere regolatori di temperatura, pompe d'aria e luci per simulare le stesse condizioni dell'acquario a cui la colonia era precedentemente esposta. Durante l'incubazione nel presente lavoro, i frammenti di corallo sono stati conservati in contenitori a 26 °C, sotto un ciclo di luce giornaliera di 12 ore. Il movimento dell'acqua e l'omogeneizzazione della temperatura sono stati mantenuti da pompe ad aria.</li>
	<li>Riempire il contenitore contenente frammenti di corallo con l'acqua di mare ad alta salinità preparata nella fase 2.1 utilizzando la pompa peristaltica per 24 ore a una velocità di 126 ml / h. Aggiungere un totale di 3 L di acqua ad una salinità crescente di circa il 40%. NOTA: L'acqua ad alta salinità può essere prodotta semplicemente aggiungendo NaCl all'acqua di mare fino a raggiungere la salinità prevista.</li>
	<li>Creare un flusso d'acqua delicato con una pipetta per rilasciare i polipi dallo scheletro (passaggio 1.4.).</li>
	<li>Scambiare lentamente l'acqua in cui sono contenuti i polipi con acqua isosmotica (Fase 1.5.). Quindi, procedere al passaggio 4 o al passaggio 5.</li>
</ol>3. Salvataggio del polipo mediante incubazione di acqua di mare priva di calcio
NOTA: Questo metodo è stato adattato da Pang et al.24.
<ol><li>Preparare la soluzione di acqua di mare artificiale priva di calcio (CaFSW) aggiungendo 26,29 g di NaCl, 0,872 g di KCl, 2,16 g di MgSO4, 11,94 g di MgCl2, 3,42 g di Na2SO4 e 0,286 g di NaHCO3 (vedi Tabella dei materiali) a 1 L di acqua deionizzata. NOTA: Questa soluzione è stata adattata dai protocolli precedenti per essere più adatta per i coralli adattati a una salinità di 40 PSU. Per i coralli adattati ad altre condizioni di salinità, utilizzare la stessa proporzione di sali ma regolare la massa totale dei soluti per ottenere la salinità più adatta ai coralli in uso.</li>
	<li>Tagliare piccoli frammenti di coralli come descritto nel passaggio 1.1.</li>
	<li>Immergere i frammenti di corallo in piastre di Petri riempite con il CaFSW preparato in precedenza (Step 3.1.) e incubarli in incubatori orbitali ad una velocità di rotazione di 80 rpm per 3 h. NOTA: Ancora una volta, è importante coprire completamente il frammento con acqua. Se una capsula di Petri non è sufficiente a coprire il frammento, ottimizzare il contenitore e il volume in base alle esigenze sperimentali.</li>
	<li>Trasferire i frammenti in piastre di Petri o piastre a 6 pozzetti riempite con 20% di Dulbecco's Modified Eagle Media (DMEM) e 100 mg/mL di soluzione di ampicillina (vedi Tabella dei materiali) preparata con acqua di mare artificiale a 40 PSU. Incubare i frammenti a 26 °C e 80 giri/min, scambiando il mezzo ogni giorno fino a quando la digestione dei tessuti è osservabile tra i polipi e i singoli polipi iniziano a staccarsi dallo scheletro. NOTA: Nella maggior parte dei casi, la digestione dei tessuti è completa entro 20 ore dall'incubazione in questo mezzo e non sono necessari scambi.</li>
	<li>Trasferire i polipi in acqua di mare sterilizzata per il recupero iniziale utilizzando una pipetta. Dopo 1 ora di incubazione, procedere al passaggio 4 o al passaggio 5.</li>
</ol>4. Manutenzione del polipo nelle piastre di Petri
<ol><li>Una volta che i polipi vengono restituiti all'acqua di mare filtrata con salinità non stressante, selezionare polipi vitali osservando l'integrità del tessuto e il movimento causato dal flusso ciliare sotto uno stereomicroscopio.</li>
	<li>Posizionare i polipi selezionati in una capsula di Petri di vetro o plastica e coprire la capsula di Petri con una rete di plancton (dimensione della maglia di 200 μm, vedere Tabella dei materiali) in modo che i polipi non galleggino lontano dal piatto. NOTA: la dimensione della rete a maglie può variare in base alla dimensione dei polipi. È importante notare che le reti devono avere pori più piccoli dei polipi e consentire lo scambio d'acqua e la penetrazione della luce.</li>
	<li>Posizionare la capsula di Petri all'interno di un acquario con le condizioni appropriate per le specie di corallo utilizzate. NOTA: Nel presente studio, le condizioni erano 40 PSU di acqua di mare filtrata a 26 °C e un ciclo di luce di 12 ore.</li>
	<li>Aprire le piastre di Petri almeno una volta alla settimana per rinnovare l'acqua e pulire le stoviglie. Questo passaggio è importante per eliminare la crescita eccessiva di alghe che possono competere o danneggiare i polipi di corallo rilasciando localmente composti tossici.</li>
</ol>5. Manutenzione del polipo negli incubatori
<ol><li>Selezionare polipi vitali come descritto nel passaggio 4.1.</li>
	<li>Posizionare i polipi in palloni a75 cm a 2 celle superficiali riempiti con 50 ml di acqua di mare isosmotica utilizzando pipette di trasferimento. NOTA: Nel lavoro attuale, l'acqua di mare filtrata raccolta dal Mar Rosso è stata utilizzata per la manutenzione dei polipi. È possibile utilizzare acqua con le stesse caratteristiche di quella utilizzata nel passaggio 1.2.</li>
	<li>Chiudere i palloni e spostarli negli incubatori. Impostare gli incubatori su cicli di luce di 12 ore a 26 °C e 40 giri/min. Scambia il 50% del volume d'acqua ogni 4 giorni e trasferisci il contenuto in palloni puliti quando / se si riempiono di alghe o biofilm sulle pareti. NOTA: Le immagini sono state catturate con un sistema di zoom completamente apocromatico dotato di una telecamera HD (vedi Tabella dei materiali) per i risultati rappresentativi.</li>
</ol>

<ol><li>Goffredo, S., Dubinsky, Z. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGoffredo%2C+S+%22The+Cnidaria%2C+Past%2C+Present+and+Future%3A+The+World+of+Medusa+and+her+Sisters%22">The Cnidaria, Past, Present and Future: The World of Medusa and her Sisters</a>. , Springer. (2016).</li>
<li>Knowlton, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rebuilding+coral+reefs%3A+a+decadal+grand+challenge%5BTitle%5D)+AND+%22International+Coral+Reef+Society+and+Future+Earth+Coasts%22%5BJournal%5D)">Rebuilding coral reefs: a decadal grand challenge.</a> International Coral Reef Society and Future Earth Coasts. , 56(2021).</li>
<li>Brown, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coral+bleaching%3A+causes+and+consequences%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Reefs%22%5BJournal%5D)">Coral bleaching: causes and consequences.</a> Coral Reefs. 16 (1), 129-138 (1997).</li>
<li>Douglas, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coral+bleaching--how+and+why%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Pollution+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Coral bleaching--how and why.</a> Marine Pollution Bulletin. 46 (4), 385-392 (2003).</li>
<li>Nielsen, D. A., Petrou, K., Gates, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coral+bleaching+from+a+single+cell+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22The+ISME+Journal%22%5BJournal%5D)">Coral bleaching from a single cell perspective.</a> The ISME Journal. 12 (6), 1558-1567 (2018).</li>
<li>Oakley, C. A., Davy, S. K. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aOakley%2C+CA+%22Coral+Bleaching%3A+Patterns%2C+Processes%2C+Causes+and+Consequences.+Coral+Bleaching+Book%22">Coral Bleaching: Patterns, Processes, Causes and Consequences. Coral Bleaching Book</a>. , Springer. 189-211 (2018).</li>
<li>Donner, S. D., Heron, S. F., Skirving, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Future+scenarios%3A+a+review+of+modelling+efforts+to+predict+the+future+of+coral+reefs+in+an+era+of+climate+change%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Bleaching%22%5BJournal%5D)">Future scenarios: a review of modelling efforts to predict the future of coral reefs in an era of climate change.</a> Coral Bleaching. , 159-173 (2009).</li>
<li>Hoegh-Guldberg, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Climate+change%2C+coral+bleaching+and+the+future+of+the+world%27s+coral+reefs%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+and+Freshwater+Research%22%5BJournal%5D)">Climate change, coral bleaching and the future of the world's coral reefs.</a> Marine and Freshwater Research. 50 (8), 839-866 (1999).</li>
<li>Hughes, T. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+warming+impairs+stock-recruitment+dynamics+of+corals%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Global warming impairs stock-recruitment dynamics of corals.</a> Nature. 568 (7752), 387-390 (2019).</li>
<li>Moore, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unprecedented+mass+bleaching+and+loss+of+coral+across+12+of+latitude+in+Western+Australia+in+2010-11%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Unprecedented mass bleaching and loss of coral across 12 of latitude in Western Australia in 2010-11.</a> PLoS One. 7 (12), 51807(2012).</li>
<li>Duarte, G. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heat+waves+are+a+major+threat+to+turbid+coral+reefs+in+Brazil%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Marine+Science%22%5BJournal%5D)">Heat waves are a major threat to turbid coral reefs in Brazil.</a> Frontiers in Marine Science. 7, 179(2020).</li>
<li>Santoro, E. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coral+microbiome+manipulation+elicits+metabolic+and+genetic+restructuring+to+mitigate+heat+stress+and+evade+mortality%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Advances%22%5BJournal%5D)">Coral microbiome manipulation elicits metabolic and genetic restructuring to mitigate heat stress and evade mortality.</a> Science Advances. 7 (33), (2021).</li>
<li>Voolstra, C. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extending+the+natural+adaptive+capacity+of+coral+holobionts%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Earth+%26+Environment%22%5BJournal%5D)">Extending the natural adaptive capacity of coral holobionts.</a> Nature Reviews Earth & Environment. 2 (11), 747-762 (2021).</li>
<li>Debergh, P. C., Read, P. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDebergh%2C+PC+%22Micropropagation%22">Micropropagation</a>. 1, Kluwer Academic Publishers. 1-13 (1991).</li>
<li>Nitish, K., Reddy, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+plant+propagation%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Forest+and+Environmental+Science%22%5BJournal%5D)">In vitro plant propagation: a review.</a> Journal of Forest and Environmental Science. 27 (2), 61-72 (2011).</li>
<li>Bokhari, M., Carnachan, R. J., Cameron, N. R., Przyborski, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+cell+culture+device+enabling+three-dimensional+cell+growth+and+improved+cell+function%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemical+and+Biophysical+Research+Communications%22%5BJournal%5D)">Novel cell culture device enabling three-dimensional cell growth and improved cell function.</a> Biochemical and Biophysical Research Communications. 354 (4), 1095-1100 (2007).</li>
<li>Yao, T., Asayama, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal-cell+culture+media%3A+history%2C+characteristics%2C+and+current+issues%5BTitle%5D)+AND+%22Reproductive+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Animal-cell culture media: history, characteristics, and current issues.</a> Reproductive Medicine and Biology. 16 (2), 99-117 (2017).</li>
<li>Merten, O. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Introduction+to+animal+cell+culture+technology-past%2C+present+and+future%5BTitle%5D)+AND+%22Cytotechnology%22%5BJournal%5D)">Introduction to animal cell culture technology-past, present and future.</a> Cytotechnology. 50 (1-3), 1(2006).</li>
<li>Ravi, M., Paramesh, V., Kaviya, S. R., Anuradha, E., Solomon, F. D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+cell+culture+systems%3A+advantages+and+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cellular+Physiology%22%5BJournal%5D)">3D cell culture systems: advantages and applications.</a> Journal of Cellular Physiology. 230 (1), 16-26 (2015).</li>
<li>Goldstein, B., King, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+future+of+cell+biology%3A+emerging+model+organisms%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">The future of cell biology: emerging model organisms.</a> Trends in Cell Biology. 26 (11), 818-824 (2016).</li>
<li>Lecointe, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scleractinian+coral+cell+proliferation+is+reduced+in+primary+culture+of+suspended+multicellular+aggregates+compared+to+polyps%5BTitle%5D)+AND+%22Cytotechnology%22%5BJournal%5D)">Scleractinian coral cell proliferation is reduced in primary culture of suspended multicellular aggregates compared to polyps.</a> Cytotechnology. 65 (5), 705-724 (2013).</li>
<li>Nowotny, J. D., Connelly, M. T., Traylor-Knowles, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+methods+to+establish+whole-body+primary+cell+cultures+for+the+cnidarians+Nematostella+vectensis+and+Pocillopora+damicornis%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Novel methods to establish whole-body primary cell cultures for the cnidarians Nematostella vectensis and Pocillopora damicornis.</a> Scientific Reports. 11 (1), 1-9 (2021).</li>
<li>Kawamura, K., Nishitsuji, K., Shoguchi, E., Fujiwara, S., Satoh, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+sustainable+cell+lines+of+a+coral%2C+Acropora+tenuis%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Establishing sustainable cell lines of a coral, Acropora tenuis.</a> Marine Biotechnology. 23, 373-388 (2021).</li>
<li>Pang, A. -P., Luo, Y., He, C., Lu, Z., Lu, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+polyp-on-chip+for+coral+long-term+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">A polyp-on-chip for coral long-term culture.</a> Scientific Reports. 10 (1), 1-9 (2020).</li>
<li>Shapiro, O. H., Kramarsky-Winter, E., Gavish, A. R., Stocker, R., Vardi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+coral-on-a-chip+microfluidic+platform+enabling+live-imaging+microscopy+of+reef-building+corals%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">A coral-on-a-chip microfluidic platform enabling live-imaging microscopy of reef-building corals.</a> Nature Communications. 7 (1), 1-10 (2016).</li>
<li>Tambutté, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coral+biomineralization%3A+From+the+gene+to+the+environment%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Marine+Biology+and+Ecology%22%5BJournal%5D)">Coral biomineralization: From the gene to the environment.</a> Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 408 (1-2), 58-78 (2011).</li>
<li>Chuang, P. -S., Mitarai, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signaling+pathways+in+the+coral+polyp+bail-out+response%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Reefs%22%5BJournal%5D)">Signaling pathways in the coral polyp bail-out response.</a> Coral Reefs. 39 (6), 1535-1548 (2020).</li>
<li>Schweinsberg, M., Gösser, F., Tollrian, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+history%2C+biological+relevance%2C+and+potential+applications+for+polyp+bail-out+in+corals%5BTitle%5D)+AND+%22Ecology+and+Evolution%22%5BJournal%5D)">The history, biological relevance, and potential applications for polyp bail-out in corals.</a> Ecology and Evolution. 11 (13), 8424-8440 (2021).</li>
<li>Rakka, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((First+description+of+polyp+bail-out+in+cold-water+octocorals+under+aquaria+maintenance%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Reefs%22%5BJournal%5D)">First description of polyp bail-out in cold-water octocorals under aquaria maintenance.</a> Coral Reefs. 38 (1), 15-20 (2019).</li>
<li>Wells, C. D., Tonra, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polyp+bail-out+and+reattachment+of+the+abundant+Caribbean+octocoral+Eunicea+flexuosa%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Reefs%22%5BJournal%5D)">Polyp bail-out and reattachment of the abundant Caribbean octocoral Eunicea flexuosa.</a> Coral Reefs. 40 (1), 27-30 (2021).</li>
<li>Coppari, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unveiling+asexual+reproductive+traits+in+black+corals%3A+polyp+bail-out+in+Antipathella+subpinnata%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Reefs%22%5BJournal%5D)">Unveiling asexual reproductive traits in black corals: polyp bail-out in Antipathella subpinnata.</a> Coral Reefs. 39 (6), 1517-1523 (2020).</li>
<li>Chuang, P. S., Ishikawa, K., Mitarai, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphological+and+genetic+recovery+of+coral+polyps+after+bail-out%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Marine+Science%22%5BJournal%5D)">Morphological and genetic recovery of coral polyps after bail-out.</a> Frontiers in Marine Science. 8, 280(2021).</li>
<li>Serrano, E., Coma, R., Inostroza, K., Serrano, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polyp+bail-out+by+the+coral+Astroides+calycularis+%28Scleractinia%2C+Dendrophylliidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Biodiversity%22%5BJournal%5D)">Polyp bail-out by the coral Astroides calycularis (Scleractinia, Dendrophylliidae).</a> Marine Biodiversity. 48 (3), 1661-1665 (2018).</li>
<li>Kopecky, E. J., Ostrander, G. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+primary+culture+of+viable+multicellular+endothelial+isolates+from+hard+corals%5BTitle%5D)+AND+%22In+Vitro+Cellular+%26+Developmental+Biology-Animal%22%5BJournal%5D)">Isolation and primary culture of viable multicellular endothelial isolates from hard corals.</a> In Vitro Cellular & Developmental Biology-Animal. 35 (10), 616-624 (1999).</li>
<li>Kvitt, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Breakdown+of+coral+colonial+form+under+reduced+pH+conditions+is+initiated+in+polyps+and+mediated+through+apoptosis%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Breakdown of coral colonial form under reduced pH conditions is initiated in polyps and mediated through apoptosis.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (7), 2082-2086 (2015).</li>
<li>Gösser, F., Raulf, A., Mosig, A., Tollrian, R., Schweinsberg, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signaling+pathways+of+heat-and+hypersalinity-induced+polyp+bail-out+in+Pocillopora+acuta%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Reefs%22%5BJournal%5D)">Signaling pathways of heat-and hypersalinity-induced polyp bail-out in Pocillopora acuta.</a> Coral Reefs. 40 (6), 1713-1728 (2021).</li>
<li>Fordyce, A. J., Camp, E. F., Ainsworth, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polyp+bail-out+in+Pocillopora+damicornis+following+thermal+stress%5BTitle%5D)+AND+%22F1000Research%22%5BJournal%5D)">Polyp bail-out in Pocillopora damicornis following thermal stress.</a> F1000Research. 6, 687(2017).</li>
<li>Wecker, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exposure+to+the+environmentally-persistent+insecticide+chlordecone+induces+detoxification+genes+and+causes+polyp+bail-out+in+the+coral+P.+Damicornis%5BTitle%5D)+AND+%22Chemosphere%22%5BJournal%5D)">Exposure to the environmentally-persistent insecticide chlordecone induces detoxification genes and causes polyp bail-out in the coral P. Damicornis.</a> Chemosphere. 195, 190-200 (2018).</li>
<li>Schmidt-Roach, S., Miller, K. J., Lundgren, P., Andreakis, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((With+eyes+wide+open%3A+a+revision+of+species+within+and+closely+related+to+the+Pocillopora+damicornis+species+complex+%28Scleractinia%3B+Pocilloporidae%29+using+morphology+and+genetics%5BTitle%5D)+AND+%22Zoological+Journal+of+the+Linnean+Society%22%5BJournal%5D)">With eyes wide open: a revision of species within and closely related to the Pocillopora damicornis species complex (Scleractinia; Pocilloporidae) using morphology and genetics.</a> Zoological Journal of the Linnean Society. 170 (1), 1-33 (2014).</li>
<li>Gélin, P., Postaire, B., Fauvelot, C., Magalon, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reevaluating+species+number%2C+distribution+and+endemism+of+the+coral+genus+Pocillopora+Lamarck%2C+1816+using+species+delimitation+methods+and+microsatellites%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Phylogenetics+and+Evolution%22%5BJournal%5D)">Reevaluating species number, distribution and endemism of the coral genus Pocillopora Lamarck, 1816 using species delimitation methods and microsatellites.</a> Molecular Phylogenetics and Evolution. 109, 430-446 (2017).</li>
<li>Capel, K. C. C., Migotto, A., Zilberberg, C., Kitahara, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Another+tool+towards+invasion%3F+Polyp+%26%2334%3Bbail-out%26%2334%3B+in+Tubastraea+coccinea%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Reefs%22%5BJournal%5D)">Another tool towards invasion? Polyp &#34;bail-out&#34; in Tubastraea coccinea.</a> Coral Reefs. 33 (4), 1165(2014).</li>
<li>Kawaguti, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Materials+for+the+study+of+reef-building+corals+III%5BTitle%5D)+AND+%22Science+of+the+South+Sea+%28Kagaku+Nanyo%29%22%5BJournal%5D)">Materials for the study of reef-building corals III.</a> Science of the South Sea (Kagaku Nanyo). 5, 95-106 (1942).</li>
<li>Goreau, T. F., Goreau, N. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+physiology+of+skeleton+formation+in+corals.+II.+Calcium+deposition+by+hermatypic+corals+under+various+conditions+in+the+reef%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Bulletin%22%5BJournal%5D)">The physiology of skeleton formation in corals. II. Calcium deposition by hermatypic corals under various conditions in the reef.</a> Biological Bulletin. 117, 239-250 (1959).</li>
<li>Swain, T. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiological+integration+of+coral+colonies+is+correlated+with+bleaching+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Ecology+Progress+Series%22%5BJournal%5D)">Physiological integration of coral colonies is correlated with bleaching resistance.</a> Marine Ecology Progress Series. 586, 1-10 (2018).</li>
<li>Sweet, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insights+into+the+cultured+bacterial+fraction+of+corals%5BTitle%5D)+AND+%22mSystems%22%5BJournal%5D)">Insights into the cultured bacterial fraction of corals.</a> mSystems. 6 (3), 01249(2020).</li>
<li>Peixoto, R. S., Rosado, P. M., Leite, D. C. dA., Rosado, A. S., Bourne, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beneficial+microorganisms+for+corals+%28BMC%29%3A+proposed+mechanisms+for+coral+health+and+resilience%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Beneficial microorganisms for corals (BMC): proposed mechanisms for coral health and resilience.</a> Frontiers in Microbiology. 8, 341(2017).</li>
<li>Peixoto, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coral+probiotics%3A+premise%2C+promise%2C+prospects%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Animal+Biosciences%22%5BJournal%5D)">Coral probiotics: premise, promise, prospects.</a> Annual Review of Animal Biosciences. 9, 265-288 (2021).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Il tasso di sopravvivenza dei polipi dopo essere stato sottoposto a processi di salvataggio e il tempo necessario per il completamento del processo variano trale ricerche precedentemente riportate 25,33,41, il che è probabilmente spiegato dai diversi approcci sperimentali applicati in ogni studio. Ad esempio, diverse specie di coralli, o anche coralli della stessa specie ma acclimatati a diverse condizioni ambientali (ad esempio, coralli del Mar Rosso), presentano soglie diverse ai livelli di salinità. Anche il metodo di salvataggio selezionato e le condizioni di laboratorio/ acquario svolgono un ruolo importante nei risultati. In alcuni casi, il mantenimento dei micropropaghi di corallo in condizioni di laboratorio ha superato il tempo di sopravvivenza delle colture cellulari di corallo raggiungendo mesi di sopravvivenza in azooxanthellato3 3,41 e zooxantelato25 coralli. Il tempo per il completamento del processo di salvataggio del polipo è variato anche in diversi studi, che vanno da poche ore2 5,2 7,30 a settimane35 di incubazione esposte al fattore di stress responsabile di causare il salvataggio. Un'altra variabile da tenere in considerazione quando si studia il salvataggio dei polipi è il recupero dei polipi dopo l'esposizione allo stress acuto che ne ha innescato il rilascio. È ancora discutibile se i polipi dopo il salvataggio siano in condizioni abbastanza buone da essere utilizzati come modelli per studiare la biologia dei coralli. Il recupero dei loro tessuti dopo la degradazione del cenosarco è motivo di preoccupazione quando si utilizzano questi micropropaghi. Tuttavia, i polipi in molti studi, incluso il presente, sono stati in grado di presentare cellule di zooxantelle all'interno dei loro tessuti e morfologie esterne con polarizzazione orale-aborigena intatta e tentacoli settimane dopo il salvataggio 25,27,32,36. Studi precedenti hanno anche scoperto che, dopo essere stati sollevati dallo stress acuto, i polipi di corallo rilasciati esposti ad acqua di mare altamente salina o riscaldata sono stati in grado di recuperare l'espressione di geni legati a processi come l'apoptosi, la proteolisi e la divisione cellulare a livelli simili a quelli trovati prima del salvataggio32,36 e persino di aumentare l'espressione di geni legati alla guarigione dei tessuti36.
Per quanto riguarda la differenza di sopravvivenza tra i metodi, è importante evidenziare che questo tempo può variare tra diversi esperimenti anche se vengono utilizzate le stesse tecniche, e può essere correlato alla salute dei frammenti utilizzati e al corretto mantenimento dei polipi dopo il processo di salvataggio. Nel caso del salvataggio attraverso l'incubazione di acqua di mare priva di calcio, la sopravvivenza del polipo è stata limitata a 1 giorno. Pertanto, si può concludere che il metodo non è adatto per la sopravvivenza a lungo termine delle specie studiate, o deve essere fatto un migliore adattamento della tecnica per i coralli P. verrucosa del Mar Rosso. I risultati riportati hanno mostrato che un tempo di sopravvivenza più lungo è stato ottenuto con i metodi basati sul graduale aumento della salinità, quando i polipi sono stati sottoposti al gocciolamento di acqua ad alta salinità. Questo metodo può fornire un aumento più controllato della salinità rispetto al metodo di evaporazione, non essendo allo stesso tempo responsabile di un aumento della concentrazione di altre sostanze presenti nell'acqua di mare, compresi i rifiuti metabolici del corallo, che sono potenzialmente tossici per l'organismo. Per tutti questi motivi, questo metodo è stato suggerito come alternativa più sicura per mantenere polipisani 27. Sebbene questo metodo sia stato ipotizzato per essere più sicuro per la salute dei polipi e in grado di produrre polipi che vivono più a lungo, un fatto che è stato confermato in questa pubblicazione attuale, sono necessari ulteriori sondaggi per confermarlo. Entrambi gli esperimenti di salvataggio indotti da salinità elevata hanno dimostrato un completo distacco di polipi dopo che la salinità ha raggiunto 59 PSU in 24 ore. Se la salinità viene aumentata oltre il livello al quale il salvataggio è completo, ulteriore stress sarà causato ai polipi, riducendo le loro possibilità di sopravvivere e riprendersi dal trattamento dello stress acuto. Pertanto, non è consigliabile mantenere i polipi più a lungo in tali livelli di salinità. Quando si esegue il metodo di induzione del salvataggio mediante esposizione ad acqua di mare priva di calcio, è stato ottenuto un distacco completo da un'incubazione di 3 ore in acqua di mare artificiale priva di calcio, il che significa che anche un'ulteriore esposizione a questo mezzo non è raccomandata.
Per affrontare i metodi che erano più adeguati per lo studio dei polipi di corallo in indagini di laboratorio / in vitro , questo studio si è concentrato solo su tre procedure che hanno richiesto quasi 24 ore per il completamento del processo di salvataggio e sono state utilizzate in studi che hanno coinvolto il mantenimento a lungo termine dei polipi di corallo da coralli scleractiniani. Altri metodi segnalati per richiedere molto più tempo di questo tempo non sono stati impegnati. L'insediamento di polipi su un substrato non è stato tentato in questo studio, che si è concentrato sulla produzione di polipi che potrebbero essere trasferiti in ambienti diversi o facilmente raccolti per le analisi utilizzando pipette usa e getta. I risultati dimostrano che i polipi della specie di corallo P. verrucosa sono stati mantenuti in vita, con cellule zooxantelle associate, stato visivo sano e una struttura anatomica esterna grossolana conservata, fino a 8 settimane, anche senza attaccamento a un substrato. Questi risultati indicano che più repliche biologiche possono essere generate da singoli frammenti di corallo utilizzando alcune delle tecniche dimostrate in questo studio. Tali repliche biologiche possono essere conservate in ambienti controllati (come piastre di Petri e fiaschi cellulari) e mantenute in condizioni di laboratorio per esperimenti di un mese e utilizzate per diversi scopi.
Dalle prime descrizioni incidentali del salvataggio dei polipi 42,43, sono stati stabiliti nuovi protocolli per trovare metodi più standardizzati per indurre il rilascio di polipi e mantenere vivi tali polipi, che possono essere utilizzati per future applicazioni di ricerca. Questi includono lo studio di diversi aspetti associati alla fisiologia dell'olobionte del corallo44 e alle interazioni ospite-microbioma45, i meccanismi molecolari coinvolti nello sbiancamento dei coralli 5,25 e la salute, la resilienza e la protezione dell'olobionte del corallo 12,13,46,47 . Inoltre, i polipi di corallo rilasciati possono essere utilizzati per applicazioni al di fuori del regno della ricerca e sono stati suggeriti utili per creare propaguli che possono attaccarsi a un substrato e crescere, creando potenzialmente più individui di corallo che possono essere utilizzati per scopi di restauro una volta che i protocolli standardizzati per il salvataggio diventano diffusi28 . Nel complesso, sebbene dovrebbero essere eseguiti esperimenti più approfonditi utilizzando polipi salvati per standardizzare la metodologia, è stato dimostrato che il salvataggio dei polipi è un approccio riproducibile che può essere applicato come strumento nella ricerca sui coralli per diversi scopi.

I coralli scleractiniani o che costruiscono barriere coralline sono cnidari in grado di formare scheletri carbonatici, creare barriere coralline ed ecosistemi strutturalmente complessi che possono essere trovati da ambienti di acque profonde a poco profonde1. Le barriere coralline tropicali ospitano un'elevata biodiversità e forniscono servizi ecosistemici essenziali, come la protezione costiera e la manutenzione della pesca2. La maggior parte dei coralli che costruiscono barriere coralline di acque poco profonde si basano su una relazione mutualistica con le alghe della famiglia delle Symbiodiniaceae, che forniscono l'energia di cui i coralli hanno bisogno per costruire i loro scheletri. La simbiosi tra il corallo e le alghe può essere interrotta dallo stress ambientale, causando lo sbiancamento dei coralli 3,4,5,6. Recenti anomalie di temperatura hanno causato importanti eventi di sbiancamento dei coralli in tutto il mondo, portando alla mortalità di massa dei coralli e al degrado permanente della barriera corallina 7,8,9,10,11. Poiché questo fenomeno si basa sull'espulsione di simbionti da parte di meccanismi cellulari associati allo stress post-calore, come l'apoptosi, l'autofagia e l'esocitosi, lo sbiancamento dei coralli può essere descritto come un processo cellulare che ha conseguenze su scala ecosistemica 5,6,12, il che significa che avere colture in vitro di cellule o tessuti di corallo sarebbe applicabile per studiare da vicino questo fenomeno.
A causa dell'importanza delle barriere coralline e delle principali minacce che hanno dovuto affrontare, in particolare negli ultimi due decenni2, i coralli sono diventati il fulcro della ricerca per scopi di protezione e ripristino in tutto il mondo13. Tuttavia, lo sviluppo di approcci e sistemi sperimentali che siano affidabili, riproducibili e offrano un impatto ambientale minimo per studiare i coralli è una grande lotta in questo campo.
La micropropagazione è definita come la proliferazione in vitro del genotipo di un organismo coltivando il suo materiale biologico in vasi controllati14,15. La coltura di cellule, tessuti e organi è stata cruciale per la biologia vegetale e animale negli ultimi decenni. Permette la riproduzione di massa di organismi in laboratorio, la rapida valutazione di diversi trattamenti (come farmaci e prodotti farmaceutici), e lo studio diretto della funzione cellulare 14,15,16,17. In generale, i modelli in vitro sono stati utili per integrare e approfondire gli studi di diversi organismi in condizioni fisiche e chimiche meglio controllate. A causa dei vantaggi delle tecniche di coltivazione in vitro, sono state sviluppate, ottimizzate e utilizzate diverse tecnologie di coltura di cellule e tessuti animali come strumenti importanti in molti campi di ricerca, dove sono state studiate e commercializzate più linee cellulari per numerose applicazioni 16,17,18.
Molti progressi nella conoscenza della coltura cellulare e tissutale sono stati fatti dalla prima coltura di tessuti animali nel 188217, come l'uso di mezzi naturali e sintetici, l'invenzione di linee cellulari consolidate e lo sviluppo di mezzi 3D per coltivare una moltitudine di tipi di cellule in modo migliore16,17, 18,19. Tuttavia, il campo della biologia cellulare si è concentrato principalmente su un gruppo selezionato di organismi modello, mentre molti taxa non hanno ancora colture in vitro ben consolidate di cellule, tessuti o organi20. Ad esempio, nella ricerca sui coralli, nessuna linea cellulare immortalizzata è stata ampiamente utilizzata per la ricerca, vincolando la ricerca sulle cellule di corallo all'uso di colture cellulari primarie. Queste colture hanno vitalità limitata a poche settimane21, senza studi che registrano la sopravvivenza di singole cellule da tutti i tessuti di corallo per più di 13 giorni fino all'inizio del 202122. Il primo rapporto sulle linee cellulari di corallo sostenibili ad essere pubblicato è stato con cellule di Acropora tenuis che hanno vissuto fino a 6 mesi, e l'utilità di queste cellule per la ricerca futura rimane da esplorare23.
Per superare i limiti nella coltivazione di colture cellulari di corallo e per mantenere una coltura di laboratorio che preservi l'organizzazione tissutale complessiva dei coralli, l'uso di polipi isolati è stato recentemente proposto come modello per la ricerca sulla biologia dei coralli24,25. I polipi sono le unità anatomiche dei coralli e ognuno di essi ha una bocca situata al centro del loro disco orale ed è collegato ad altri polipi dal cenosarco nella sua regione aborigena26. La separazione dei polipi vivi avviene naturalmente attraverso il processo di salvataggio dei polipi, in cui lo stress acuto provoca la digestione del cenosarco tra i polipi, che può quindi staccarsi dallo scheletro della colonia 25,27,28. Questo fenomeno è stato segnalato per verificarsi in una varietà di taxa, tra cui octocoralli29,30,31, coralli neri32 e coralli scleractini 25,27,28,32,33, ed è stato collegato a molteplici fattori di stress ambientali, come la mancanza di calcio nell'acqua 24,34, l'aumento dell'acidità35, condizioni iperosmotiche 25,27,32,36, alte temperature36,37, fame 33, esposizione all'aria25,30 e contaminazione da insetticidi28,38. Il salvataggio di polipi è stato, ad esempio, riportato nei coralli pocilloporidi19, che sono ampiamente distribuiti in tutto il mondo e sono comunemente usati come modelli nella ricerca sui coralli. Specie appartenenti a questo gruppo, come Pocillopora damicornis e Styllophora pistillata, hanno generato circa 30-40 micropropaghi da un frammento di 5 mm25. Questo numero sottolinea il vantaggio di utilizzare il salvataggio del polipo come metodo per la micropropagazione del corallo, in quanto crea la possibilità di generare molti individui geneticamente identici da un piccolo pezzo di corallo. L'uso di polipi isolati per la ricerca ha anche gli stessi vantaggi delle colture cellulari per quanto riguarda la possibilità di essere coltivati in ambienti di laboratorio controllati, come fiaschi e piastre di Petri. Inoltre, le piattaforme microfluidiche per mantenere polipi vivi hanno dimostrato che questi micropropagati possono essere conservati in ambienti relativamente economici e facili da riprodurre, con flusso d'acqua controllato, superficie e temperatura 24,25. Queste piattaforme di microfluidica possono anche essere utilizzate per visualizzare le strutture di coralli vivi al microscopio direttamente24,25.
Nel presente articolo, riassumiamo e dimostriamo le tecniche che sono state sviluppate per isolare i singoli polipi di corallo dalle loro colonie, mostrando come mantenerli in condizioni di laboratorio per la coltura a lungo termine. I metodi discussi includono il salvataggio del polipo attraverso condizioni iperosmotiche per evaporazione e pompaggio di acqua di mare ad alta salinità e incubazione in acqua di mare priva di calcio.

<table><tbody><tr><td>5560 Sonda di conducibilità/temperatura</td><td>YSI</td><td>5560</td><td>Sonda di conducibilità utilizzata con il misuratore multiparametrico ProQuatro</td></tr><tr><td>Ace 5 in. Pinze diagonali in acciaio legato</td><td>Ace Hardware</td><td>2004083</td><td>Utilizzato per tagliare frammenti di corallo</td></tr><tr><td>Ampicillina sale sodico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9518</td><td>Utilizzato in DMEM medio.</td></tr><tr><td>DMEM (1x) Dulbecco's Modified Eagle Medium</td><td>Gibco</td><td>41965-039</td><td>Utilizzato per incubare frammenti di corallo con il metodo di salvataggio dei polipi privi di calcio</td></tr><tr><td>Piastra di Petri Fisherbrand, coperchio impilabile 60 mm x 15 mm Sterile, polistirene</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>FB0875713A</td><td>Piastra di Petri utilizzata per il salvataggio mediante evaporazione e per mantenere i polipi all'interno di un acquario.</td></tr><tr><td>Heizer Titanrohr Heizstab SW MW 600 Watt</td><td>Schego</td><td>548</td><td>Riscaldatori utilizzati in acquario</td></tr><tr><td>Leica Application Suite Versione 4.2</td><td>Leica Microsystems</td><td>NA</td><td>Software utilizzato per l'acquisizione di immagini in risultati dimostrativi</td></tr><tr><td>Leica IC80 HD</td><td>Leica Microsystems</td><td>12730216</td><td>Fotocamera utilizzata per scattare foto di risultati dimostrativi</td></tr><tr><td>Leica MDG33</td><td>Leica Microsystems</td><td>10 450 123</td><td>Supporto per stereoscopio utilizzato per scattare foto di risultati dimostrativi</td></tr><tr><td>Leica Z6 APO</td><td>Leica Microsystems</td><td>NA</td><td>Macroscopio utilizzato per scattare immagini di risultati dimostrativi</td></tr><tr><td>Cloruro di magnesio</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>7487-88-9</td><td>Utilizzato per la preparazione di acqua di mare artificiale priva di calcio.</td></tr><tr><td>Solfato di magnesio anidro</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7791-18-6</td><td>Utilizzato per la preparazione di acqua di mare artificiale priva di calcio.</td></tr><tr><td>Testa della pompa Masterflex I/P Easy-Load per tubi di precisione, alloggiamento in PPS bianco, rotore SS</td><td>Testa della pompa peristaltica</td> <td>Masterflex</td><td>HV-77602-10</td>.</tr><tr><td>Azionamenti modulari di precisione Masterflex L/S con controller da banco</td><td>Masterflex</td><td>EW-07557-00</td><td>Azionamento per pompa peristaltica utilizzato per il pompaggio di acqua di mare ad alta salinità. Può essere sostituita da qualsiasi pompa peristaltica in grado di mantenere il flusso d'acqua come descritto nel protocollo.</td></tr><tr><td>Tubo per pompa di precisione Masterflex L/S, silicone polimerizzato al platino, L/S 16; 25 piedi</td><td>Tubo Masterflex</td><td>HV-96410-16</td><td>per pompa peristaltica.</td></tr><tr><td>Millex 33 mm PVDF 0,22 &; micro; m Sterile RUO</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>SLGVR33RS</td><td>Utilizzato per filtrare l'acqua di mare artificiale.</td></tr><tr><td>Nunc EasYFlask 75 cm2 Nunclon Delta Surface</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>156499</td><td>Flask solitamente utilizzato per la coltura cellulare utilizzato per la coltura di polipi.</td></tr><tr><td>Agitatore orbitale, Advanced 5000, VWR</td><td>VWR</td><td>444-2916</td><td>Agitatore utilizzato all'interno dell'incubatrice.</td></tr><tr><td>Incubatrice Percival - I-22VL</td> Incubatrice <td>Percival</td><td>NA</td><td>utilizzata per la manutenzione dei coralli conservati in fiasche cellulari.</td></tr><tr><td>Rete per plancton 200 &micro; m dimensione delle maglie</td><td>KC Danimarca</td><td>NA</td><td>Utilizzato per coprire piastre di Petri contenenti polipi di corallo.</td></tr><tr><td>Cloruro di potassio</td><td>VWR Chemicals</td><td>7447-40-7</td><td>Utilizzato per la preparazione di acqua di mare artificiale priva di calcio.</td></tr><tr><td>Misuratore multiparametrico ProQuatro</td><td>YSI</td><td>606950</td><td>Utilizzato per misurare la salinità in tutto il protocollo</td></tr><tr><td>RADION XR15 G5 PRO</td><td>Ecotech</td><td>NA</td><td>Luci utilizzate nell'acquario</td></tr><tr><td>Sale del Mar Rosso Alcalinità moderata di alta qualità</td> Mar <td>Rosso</td><td>NA</td><td>Utilizzato per preparare acqua di mare artificiale a 40 PSU.</td></tr><tr><td>Bicarbonato di sodio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>144-55-8</td><td>Utilizzato per la preparazione di acqua di mare artificiale priva di calcio.</td></tr><tr><td>Cloruro di sodio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S3014</td><td>Utilizzato per la preparazione di acqua di mare artificiale priva di calcio.</td></tr><tr><td>Solfato di sodio anidro</td><td>VWR Chemicals</td><td>7757-82-6</td><td>Utilizzato per la preparazione di acqua di mare artificiale priva di calcio.</td></tr><tr><td>Termostato TRD 112</td><td>Schego</td><td>NA</td><td>Termostato utilizzato in acquario</td></tr><tr><td>Turbelle Nanostream 6025</td><td>Tunze</td><td>6025 000</td><td>Pompe utilizzate in acquario</td></tr></tbody></table>

indurre il salvataggio di polipi nelle colonie di corallo per ottenere micropropagati individualizzati per uso sperimentale di laboratorio

Inducing Polyp Bail-out in Coral Colonies to Obtain Individualized Micropropagates for Laboratory Experimental Use

I coralli sono animali coloniali formati da unità modulari chiamate polipi. I polipi di corallo sono fisiologicamente collegati e collegati dai tessuti. Il fenomeno del salvataggio dei polipi è un processo indotto dallo stress acuto, in cui i polipi di corallo digeriscono il tessuto che li collega al resto della colonia e alla fine si staccano dallo scheletro per continuare a vivere come individui separati. I biologi del corallo hanno riconosciuto il processo di salvataggio dei polipi per anni, ma solo di recente i micropropagati generati da questo processo sono stati riconosciuti come un sistema modello per gli studi di biologia dei coralli. L'uso del salvataggio del polipo può creare un numero elevato di unità clonali da un singolo frammento di corallo. Un altro vantaggio è che singoli polipi o patch di polipi possono essere facilmente visualizzati al microscopio e mantenuti in ambienti a basso costo altamente standardizzati come piastre di Petri, fiaschi e chip microfluidici. Il presente protocollo dimostra metodi riproducibili in grado di indurre la micropropagazione dei coralli e diversi approcci per mantenere in vita i singoli polipi a lungo termine. Questa metodologia è stata in grado di coltivare con successo polipi della specie di corallo Pocillopora verrucosa fino a 8 settimane dopo il salvataggio, mostrando la praticità dell'uso di singoli polipi di corallo per la ricerca sui coralli.

Il salvataggio di polipi è stato indotto in frammenti di corallo appartenenti a una singola colonia della specie P. verrucosa seguendo tre diversi metodi (Figura 1). Il salvataggio indotto dall'elevata salinità dopo che l'evaporazione dell'acqua è stata completata dopo 24 ore di incubazione di frammenti di corallo in piastre di Petri a temperatura ambiente riempite con acqua inizialmente a 40 PSU, che ha poi raggiunto una salinità finale di 59 PSU una volta terminato il processo (Figura 2A-C,I). Il salvataggio per approvvigionamento di acqua salata è stato raggiunto anche dopo 24 ore di incubazione in acqua inizialmente a 40 PSU che ha raggiunto una salinità di 52 PSU dopo 12 ore e 59 PSU alla fine del processo, dopo 24 ore (Figura 2D-F,I). In entrambi gli esperimenti, un aumento della salinità è stato responsabile dell'induzione della digestione dei tessuti da parte dei polipi. Dopo 12 ore, l'elevata condizione di salinità ha causato la contrazione dei polipi in concomitanza con il graduale assottigliamento del cenosarco, causando infine il distacco finale dei polipi dopo 24 ore. L'induzione del salvataggio attraverso l'incubazione in acqua di mare priva di calcio è stata completata dopo un'incubazione di 3 ore in CaFSW seguita da un'incubazione di 20 ore nel mezzo DMEM al 20% (Figura 2G-H). Il tessuto è stato staccato dallo scheletro in tutti e tre i metodi dopo averlo spinto via con una pipetta fino a quando non sono stati generati polipi di corallo individualizzati (Figura 3A-C) e "sfere di tessuto".
Dopo il distacco, i polipi di tutti e tre i metodi sono stati raccolti e lasciati recuperare in acqua di mare prima di essere assegnati a piastre di Petri coperte da reti o fiaschi cellulari. I polipi ottenuti dall'evaporazione e dai metodi di approvvigionamento idrico sono stati mantenuti in piastre di Petri all'interno di acquari e sono sopravvissuti rispettivamente per 6 settimane e 8 settimane (Figura 3D e Figura 3F). Questi micropropagati hanno mantenuto la solita anatomia dei polipi, presentando tentacoli, dischi basali e bocche1. I polipi ottenuti attraverso l'incubazione in acqua di mare priva di calcio hanno avuto una breve durata di vita, sopravvivendo fino a 1 giorno, dopo di che il loro tessuto si è dissociato. I polipi ottenuti dal metodo di evaporazione dell'acqua di mare conservati in palloni di coltura cellulare all'interno di incubatori sono sopravvissuti fino a 3 settimane senza dissociazione dei tessuti (Figura 3F). In tutti i casi, anche se i polipi non potevano attaccarsi al substrato, erano visivamente sani e mantenevano il loro colore, con le cellule zooxantelle ancora visibili all'interno dei loro tessuti1.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63840/63840fig01v2.jpg"> Figura 1: Rappresentazione schematica delle tre diverse metodologie testate per l'induzione del salvataggio dei polipi (a sinistra) seguita dall'illustrazione di due metodi per mantenere i polipi acquisiti in condizioni di laboratorio (a destra). (A) Rappresentazione della metodologia per il salvataggio dei polipi mediante evaporazione dell'acqua. (B) Rappresentazione della metodologia per il salvataggio dei polipi mediante l'approvvigionamento di acqua di mare ad alta salinità. (C) Rappresentazione della metodologia per il salvataggio dei polipi mediante incubazione di acqua di mare priva di calcio. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63840/63840fig01largev2.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63840/63840fig02.jpg"> Figura 2: Immagini del processo di salvataggio del polipo indotto da tre diverse metodologie utilizzando frammenti della specie corallina P. verrucosa. (A-C) Un frammento di corallo a 0 h, 12 h e 24 h dopo l'incubazione, rispettivamente, in una capsula di Petri usando il metodo di evaporazione dell'acqua. (D-F) Un frammento di corallo a 0 h, 12 h e 24 h dopo l'incubazione, rispettivamente, utilizzando il metodo di approvvigionamento di acqua di mare ad alta salinità. (G,H) Frammenti di corallo esposti al metodo di incubazione dell'acqua di mare priva di calcio prima e dopo, rispettivamente. Le incubazioni in acqua di mare artificiale priva di calcio sono state per 3 ore e in DMEM al 20% per 21 ore. (I) Rappresentazione grafica dei valori di salinità in PSU dell'acqua di mare nel tempo durante l'evaporazione dell'acqua e i metodi di induzione di salvataggio dell'acqua di mare ad alta salinità. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63840/63840fig02large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63840/63840fig03.jpg"> Figura 3: Immagini di polipi di P. verrucosa ottenute dalle tre procedure di induzione del salvataggio dimostrate. (A-C) Le immagini dei polipi ottenute rispettivamente dall'evaporazione, dall'approvvigionamento di acqua salata e dai metodi di acqua di mare priva di calcio sono state catturate immediatamente dopo essere state staccate dallo scheletro. (D) L'immagine di un polipo di corallo ottenuto dal metodo di evaporazione dopo essere sopravvissuto 6 settimane in una capsula di Petri. (E) L'immagine di un polipo di corallo ottenuto dal metodo di approvvigionamento di acqua salata dopo essere sopravvissuto 8 settimane in una capsula di Petri. (F) L'immagine di un polipo di corallo ottenuto dal metodo di evaporazione dopo essere sopravvissuto 3 settimane in un pallone di coltura cellulare. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63840/63840fig03large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

Il salvataggio del polipo è un processo indotto dallo stress acuto, in cui i polipi di corallo digeriscono il tessuto che li collega alla loro colonia e si staccano da esso per vivere come individui. Il presente protocollo descrive come indurre la micropropagazione del corallo mediante salvataggio utilizzando trattamenti di acqua di mare ipersalini o privi di calcio.

Indurre il salvataggio di polipi nelle colonie di corallo per ottenere micropropagati individualizzati per uso sperimentale di laboratorio

Corals are colonial animals formed by modular units called polyps. Coral polyps are physiologically linked and connected by tissue. The phenomenon of ...

La micropropagazione del corallo è ancora agli inizi. L'ottimizzazione dei protocolli per il salvataggio dei polipi è la chiave per colmare questa lacuna consentendo agli scienziati di utilizzare i polipi come modelli per studiare i coralli in ambienti di laboratorio. Il salvataggio di Polipi consente di creare più propagazioni da piccoli frammenti di corallo.I polipi possono essere utilizzati in diversi esperimenti facilitando l'osservazione di processi microscopici nei coralli, per esempio. Le barriere coralline sono minacciate. Il nostro obiettivo è quello di utilizzare questo modello replicabile per sviluppare strategie per proteggere i coralli dallo sbiancamento e da altre minacce ambientali in modo efficiente e non invasivo.Questo metodo potrebbe aiutare lo studio della fisiologia del corallo, delle interazioni del microbioma ospite e dei meccanismi coinvolti nello sbiancamento. Tali risultati possono contribuire all'ottimizzazione dei probiotici di corallo, per esempio. L'uso di acqua di mare con un'adeguata salinità è fondamentale.La salinità deve iniziare a livello dell'ambiente naturale del corallo e aumentare lentamente in modo che lo stress non sia eccessivamente dannoso. Raccogliere polipi al momento giusto e scegliere quelli più intatti è fondamentale per la loro sopravvivenza. Una dimostrazione visiva può essere vitale per comprendere questi segnali.In primo luogo, utilizzare pinze da taglio diagonali per tagliare piccoli frammenti da una colonia di coralli, quindi metterli in piccole piastre di Petri riempite con 12 millilitri di acqua di mare a cui la colonia di coralli è stata acclimatata. Lasciare la piastra aperta per circa 24 ore a temperatura ambiente in modo che l'acqua evapori e la sua salinità aumenti gradualmente. Quando la digestione dei tessuti è osservabile tra i polipi, utilizzare una pipetta di trasferimento da 1 millilitro per creare un flusso delicato vicino al tessuto corallino.Il flusso aiuterà lentamente a completare il distacco dei polipi che hanno già digerito il tessuto intorno a loro dallo scheletro, quindi con la pipetta, scambierà lentamente l'acqua nella capsula di Petri con acqua isosmotica. Per preparare acqua di mare ad alta salinità, prendere la normale acqua di mare e aggiungere cloruro di sodio all'acqua di mare per preparare tre litri di acqua di mare ad alta salinità fino a quando la salinità aumenta dell'85% Dopo aver tagliato piccoli frammenti di corallo come dimostrato in precedenza, metterli in un contenitore da 10 litri con tre litri di acqua di mare isosmotica collegata a una pompa peristaltica. Riempire questo contenitore con tre litri di acqua di mare ad alta salinità precedentemente preparata per 24 ore ad una velocità di 126 millilitri all'ora per aumentare la salinità di circa il 40% Utilizzando una pipetta, creare un flusso delicato di acqua per rilasciare i polipi dallo scheletro.Scambia lentamente l'acqua nel contenitore con acqua di mare isosmotica. Aggiungere 26,29 grammi di cloruro di sodio, 0,872 grammi di cloruro di potassio, 2,16 grammi di solfato di magnesio, 11,94 grammi di cloruro di magnesio, 3,42 grammi di solfato di sodio e 0,26 grammi di bicarbonato di sodio a un litro di acqua di mare deionizzata per preparare acqua di mare priva di calcio, quindi riempire le piastre di Petri con questa acqua di mare priva di calcio. Dopo aver tagliato piccoli frammenti di corallo, immergerli in acqua di mare priva di calcio nelle piastre di Petri.Mettere le piastre in un incubatore orbitale per tre ore ad una velocità di rotazione di 80 rpm, quindi trasferire i frammenti a piastre di Petri riempite con DMEM al 20% preparate con acqua di mare artificiale di 40 unità di salinità pratiche e contenenti 100 milligrammi per litro di ampicillina. Incubare i frammenti a 26 gradi Celsius e 80 rpm. Scambia il mezzo ogni giorno fino a quando la digestione dei tessuti è osservabile tra polipi e i singoli polipi iniziano a staccarsi dallo scheletro, quindi trasferisci i polipi in acqua di mare sterilizzata e incuba per un'ora.Una volta che i polipi vengono restituiti all'acqua di mare filtrata con salinità non stressante, selezionare i polipi vitali osservando l'integrità del tessuto e il movimento causato dal flusso ciliare sotto uno stereomicroscopio. Posizionare i polipi selezionati in una capsula di Petri e coprire la capsula di Petri con una rete di plancton di 200 micrometri di dimensioni della rete in modo che i polipi non galleggino lontano dal piatto. Posizionare la capsula di Petri all'interno di un acquario con condizioni appropriate per le specie di corallo utilizzate.Per prevenire la crescita eccessiva di alghe, aprire la capsula di Petri almeno una volta alla settimana per rinnovare l'acqua e pulire il piatto. Dopo aver selezionato i polipi come mostrato in precedenza, utilizzando una pipetta di trasferimento, posizionarli in un pallone a celle di superficie di 75 centimetri quadrati riempito con 50 millilitri di acqua di mare isosmotica, quindi chiudere il pallone e metterli in un incubatore impostato a cicli di luce di 12 ore, 26 gradi Celsius e 40 giri / min. Se il pallone viene riempito con alghe o biofilm, trasferire il contenuto in un pallone pulito.In questo studio, il salvataggio del polipo è stato indotto da tre diversi metodi. Il metodo di evaporazione dell'acqua ha portato a un salvataggio completo entro 24 ore dall'incubazione e la salinità è aumentata da 40 a 59 unità di salinità pratiche dopo 24 ore. Il metodo di approvvigionamento di acqua salata ha anche portato al salvataggio del polipo dopo 24 ore di incubazione.Qui, la salinità è aumentata da 40 a 52 unità di salinità pratica dopo 12 ore di incubazione, e poi a 59 unità di salinità pratiche dopo 24 ore. L'induzione del salvataggio attraverso l'incubazione in acqua di mare priva di calcio è stata completata dopo tre ore di incubazione di polipi in esso, seguita da 20 ore di incubazione nel mezzo DMEM al 20%, In tutti e tre i metodi, potrebbero essere generati polipi di corallo individualizzati. I polipi di corallo generati dal metodo di evaporazione potrebbero sopravvivere per sei settimane, mentre quelli prodotti dal metodo di approvvigionamento di acqua di mare ad alta salinità potrebbero sopravvivere per otto settimane in piastre di Petri all'interno di acquari.I polipi ottenuti dal metodo di evaporazione dell'acqua di mare conservati in palloni di coltura cellulare all'interno di incubatori sono sopravvissuti fino a tre settimane senza la completa dissociazione dei loro tessuti. Quando si staccano i polipi dallo scheletro, è importante essere gentili. Se non sono completamente staccati, forzare il distacco con acqua fortemente pipettata causerà danni e tassi di sopravvivenza più bassi.Usando questi metodi, l'insediamento di polipi può essere indotto. L'insediamento di polipi può rispondere a domande sui suoi processi di calcificazione e crescita. Dopo lo sviluppo dell'induzione del salvataggio dei polipi, i ricercatori sono stati in grado di studiare la formazione iniziale dello scheletro di corallo e visualizzare direttamente lo sbiancamento dei coralli nella scala dei polipi.

inducing-polyp-bail-out-coral-colonies-to-obtain-individualized

Research

Ricerca

JoVE Journal

Biology

Biologia

Una suite integrata di tecniche di imaging è stata applicata per determinare polipo morfologia e struttura del tessuto in coralli dei Caraibi Montastraea annularis e M. faveolata. Fluorescenza, blocco faccia seriale, e due fotoni laser microscopio confocale a scansione hanno identificato struttura lobate, pareti polipo, e chromatophore stimato e densità di zooxantelle e distribuzioni.

Multimodali ottici Metodi Microscopia Reveal Polyp Tissue morfologia e struttura in Caribbean Reef costruzione Coralli

Qui dimostriamo come indurre e monitorare la rigenerazione nell'Anemone marino Starlet Nematostella vectensis, un antozoo cnidario modello.  Dimostriamo come amputare e classificare la rigenerazione utilizzando un sistema di stadiazione morfologica e utilizziamo questo sistema per rivelare un requisito per l'autofagia nella rigenerazione delle strutture dei polipi.

Indurre completa Polyp Rigenerazione dal aboral Physa della Starlet Anemone di mare Vectensis Nematostella

L'obiettivo del presente protocollo è effettuare ibridazione in situ su adulti coralli campioni che sono stati inclusi in paraffina e sezionati su vetrini. Si tratta di un metodo qualitativo permette di visualizzare l'espressione spaziale di una sonda di RNA anti-senso in tessuti paraffina-incastonati.

In Situ Tecniche di ibridazione per paraffina adulti coralli campioni

L'inquinamento colpisce tutti i biomi. Gli ambienti marini sono stati particolarmente colpiti, in particolare le barriere coralline, uno degli ecosistemi più sensibili sulla Terra. La biorisanamento è la capacità degli organismi di degradare i contaminanti. Qui, descriviamo le metodologie per isolare e testare i microbi che presentano capacità di biorimediazione e potenziali caratteristiche probiotiche per i coralli.

Prospezione ceppi microbici per biorimediazione e lo sviluppo di probiotici per la ricerca e la conservazione dei metaorganismi

I coralli creano ecosistemi di biodiversità importanti sia per l'uomo che per gli organismi marini. Tuttavia, ancora non comprendiamo il pieno potenziale e la funzione di molte cellule coralline. Qui, presentiamo un protocollo sviluppato per l'isolamento, l'etichettatura e la separazione delle popolazioni di cellule coralline rocciose.

Ordinamento cellulare attivato dalla fluorescenza per l'isolamento delle popolazioni cellulari Scleractiniane

Questo protocollo descrive la messa a punto e il funzionamento di un sistema di micro-respirometria che può essere impiegato per studiare le caratteristiche fisiologiche dell'olobionte corallo.

Caratterizzazione fisiologica dell'olobionte di corallo mediante un nuovo strumento di micro-respirometria

Il cambiamento climatico sta avendo un impatto sugli ecosistemi delle barriere coralline a livello globale. I coralli provenienti da sistemi di acquacoltura ex situ possono contribuire a sostenere gli sforzi di ripristino e di ricerca. In questo articolo, vengono delineate le tecniche di alimentazione e coltura dei coralli che possono essere utilizzate per promuovere il mantenimento a lungo termine dei coralli scleractini in cova ex situ .

Tecniche efficaci per l'alimentazione e la coltura ex situ di un corallo scleractiniano in cova, Pocillopora acuta

Questo protocollo descrive lo sviluppo di un sistema modulare di micro-dispositivi controllabili che può essere applicato per la coltura e il monitoraggio a lungo termine dei coralli marini.

Un sistema integrato di micro-dispositivi per la crescita e il monitoraggio dei coralli

Questo protocollo descrive un percorso semi-automatizzato per migliorare l'efficienza e la capacità di elaborazione e crioconservazione dello sperma proveniente da specie di coralli minacciate, con l'obiettivo di garantire la diversità genetica e sostenere gli sforzi di ripristino della barriera corallina.

Un flusso di lavoro semi-automatizzato per la crioconservazione di sperma di corallo a supporto del biobanking e dell'acquacoltura

Neurogenesi corticale: Transizione dai progressi nel laboratorio di terapie basate sulle cellule

Scopri come indurre il bail-out dei polipi nei coralli per ottenere micropropagati individualizzati. Questo metodo non invasivo permette di studiare la fisiologia e la resilienza dei coralli in laboratorio.

Indurre il salvataggio di polipi nelle colonie di corallo per ottenere micropropagati individualizzati per uso sperimentale di laboratorio (Video) | JoVE Journal

Indurre il salvataggio di polipi nelle colonie di corallo per ottenere micropropagati individualizzati per uso sperimentale di laboratorio

Esplora altri video