Name: Valutazione e manipolazione dellattività neurale mediante microscopia olografica a due fotoni (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-09-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 9 s
Description: Scopri la microscopia olografica a due fotoni per valutare e manipolare l'attività neurale con alta risoluzione spaziotemporale nei modelli murini. Questo metodo avanzato aiuta a studiare i meccanismi dei disturbi neuropsichiatrici.

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Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni in aiuto per la ricerca scientifica su aree innovative (19H04753, 19H05219 e 25110732 a H. W.), sovvenzioni in aiuto per aree di ricerca trasformativa (A) (20H05899 a H. W., 20H05886 a O. M. e 21H05587 a D. K.), Promozione della ricerca internazionale congiunta (B) (20KK0170 a H. W.), sovvenzione in aiuto per la ricerca scientifica (B) (18H02598 a H. W.), Sovvenzione per la ricerca scientifica (A) (21H04663 a O. M.), sovvenzione per scienziati all'inizio della carriera (da 20K15193 a X. Q.), JST CREST numero di sovvenzione JPMJCR1755, Giappone e JST A-STEP numero di sovvenzione JPMJTR204C.

Tutti i protocolli sperimentali sono stati approvati dai comitati per la cura e l'uso degli animali della Nagoya University Graduate School of Medicine (numero di approvazione: M220295-003).
1. Impianto della piastra della testa (Figura 1A)
<ol><li>Somministrare l'anestetico (una miscela di 74 mg/kg di ketamina e 10 mg/kg di xilazina) per via intraperitoneale per anestetizzare il topo. Controllare frequentemente lo stato anestetico del mouse valutando i riflessi del pedale.</li>
	<li>Dopo l'anestesia, posizionare il mouse in uno strumento stereotassico. Applicare un unguento per gli occhi (vedere la tabella dei materiali) per evitare che la cornea si secchi quando viene impiantata la piastra della testa.</li>
	<li>Rasare l'area chirurgica e disinfettare la pelle con tre cicli alternati di scrub allo iodio povidone o clorexidina seguiti da salviette imbevute di alcool al 70%. Esporre accuratamente il cranio e pulirlo con tamponi di cotone. NOTA: Tutti gli strumenti chirurgici devono essere sterilizzati e tutte le procedure devono essere eseguite di conseguenza. Eventuali detriti residui (ad esempio, capelli o sangue secco) provocano reazioni infiammatorie. Pertanto, eventuali detriti devono essere rimossi sotto uno stereoscopio usando tamponi di cotone inumiditi con acqua sterile o alcool al 70%.</li>
	<li>Utilizzare le coordinate stereotassiche - anteriore e posteriore = 0,5 mm, mediale e laterale = 1,5 mm dal bregma - per trovare il centro della craniotomia ed etichettarla con un pennarello.</li>
	<li>Posiziona una piastra per la testa su misura al centro del cranio. Quindi, applicare il cemento dentale (vedi Tabella dei materiali) per fissarlo saldamente al cranio. Applicare una leggera pressione fino a quando la piastra della testa non entra in contatto con la parte anteriore e posteriore del cranio. NOTA: questo passaggio richiede circa 20 minuti per essere completato ed è fondamentale per ridurre gli artefatti di movimento nel cervello durante l'imaging a due fotoni. Le dimensioni della piastra di testa sono 20 mm × 40 mm × 1 mm con un'apertura a forma di piastra domestica con un bordo lungo 15 mm, due lati adiacenti lunghi 3 mm e i restanti due lati lunghi 10 mm.</li>
	<li>Mescolare insieme un cemento in resina adesiva dentale a base acrilica come segue: mezzo cucchiaio di polvere, tre gocce di liquido e una goccia di catalizzatore (vedi Tabella dei materiali). Per evitare l'essiccazione, applicare questo cemento in resina adesiva dentale mista sulla superficie intatta del cranio del topo con la piastra della testa.</li>
	<li>Metti il topo in una gabbia calda fino a quando non si è ripreso dall'anestesia. Non lasciare il topo incustodito fino a quando non ha riacquistato sufficiente coscienza per mantenere la reclinazione sternale.</li>
</ol>2. Chirurgia e iniezione di virus adeno-associati (AAV) (Figura 1B)
<ol><li>Eseguire craniotomia o iniezione virale senza rimuovere il cemento in resina adesiva dentale dal cranio 1 giorno dopo l'impianto della piastra della testa. NOTA: Somministrare l'anestesia (una miscela di 74 mg/kg di ketamina e 10 mg/kg di xilazina) per via intraperitoneale al topo durante questa procedura.</li>
	<li>Per evitare edema cerebrale, somministrare desametasone sodio fosfato (1,32 mg/kg) per via intraperitoneale 1 ora prima dell'intervento.</li>
	<li>Anestetizzare il mouse con la piastra frontale con anestesia isoflurana all'1% utilizzando un vaporizzatore (sistema di erogazione dell'anestesia) mantenendo la temperatura corporea con una piastra riscaldante. Applicare un unguento per gli occhi per prevenire l'essiccazione corneale.</li>
	<li>Sotto uno stereoscopio, eseguire una craniotomia circolare di circa 2 mm di diametro utilizzando un trapano dentale. Per ridurre i danni cerebrali, utilizzare il trapano dentale con attenzione con un leggero movimento costante e una leggera pressione verso il basso.</li>
	<li>Rimuovere i frammenti ossei più volte utilizzando un sistema di aspirazione. Dopo aver rimosso i frammenti ossei, utilizzare una soluzione di liquido spinale artificiale (ACSF) per rimuovere e lavare eventuali detriti rimasti sulla superficie del cervello. Ripetere questa procedura di pulizia più volte per sopprimere le reazioni infiammatorie. NOTA: La soluzione ACSF (140 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 5 mM HEPES, 2,0 mM CaCl 2 e 1,0 mM MgCl2) è stata conservata a 4 °C per 1 mese dopo che il reagente è stato sciolto e filtrato (dimensione dei pori = 0,22 μm).</li>
	<li>Utilizzando un sistema di iniezione a pressione (vedi Tabella dei materiali), impostare la pressione appropriata (circa 10 PSI in impulsi con una durata di 4 ms) per iniettare 500 nL di soluzione AAV attraverso un capillare di vetro con un diametro della punta di 10-20 μm (preparato con un estrattore di micropipette) per 10 minuti.</li>
	<li>Determinare se la soluzione AAV viene somministrata al cervello controllando se il livello della soluzione AAV nel capillare di vetro diminuisce gradualmente.</li>
	<li>Lasciare il capillare di vetro in posizione per altri 10 minuti per evitare il riflusso. Ripetere tre volte per somministrare un totale di 1,5 μL di soluzione AAV nel cervello.</li>
	<li>Per valutare e manipolare l'attività neurale nelle cellule piramidali dello strato 2/3 (L2/3), iniettare una soluzione AAV (per l'imaging Ca 2+: AAV2/1-Syn-jGCaMP8f-WPRE a 1,28 × 10 14 genomi vettoriali/ml, diluiti 1:1 in soluzione salina; per imaging Ca2+ con optogenetica: AAV2/8-CaMKII-GCaMP6m-P2A-ChRmine-Kv2.1-WPRE a 1,73 × 1014 genomi vettoriali/ml, diluiti 1:1 in soluzione salina) nell'area della zampa posteriore della corteccia somatosensoriale primaria di topi wild-type (S1, centrato a 0,5 mm posteriormente e 1,5 mm lateralmente dal bregma, 150 μm di profondità dalla superficie). NOTA: La soluzione AAV deve essere iniettata a 2-3 settimane e 1-2 settimane prima dell'imaging per l'espressione di jGCaMP8f e GCaMP6m-P2A-ChRmine, rispettivamente.</li>
	<li>Dopo un'applicazione di agarosio a basso punto di fusione al 2% (p/v) sulla superficie cerebrale di S1 utilizzando una micropipetta, posizionare una finestra di vetro sopra la craniotomia con due vetri di copertura. Fissare i due vetri di copertura (piccolo diametro 2,0 mm e grande diametro 4,5 mm; vedi Tabella dei materiali) con adesivo polimerizzabile UV.</li>
	<li>Premere il vetro di copertura contro l'agarosio mentre è ancora liquido; Ciò impedisce la formazione di bolle d'aria nell'agarosio. Sigillare i bordi della finestra cranica con cemento dentale e resina adesiva (Figura 1C).</li>
	<li>Rimuovere il mouse dallo strumento stereotassico e rimetterlo nella sua gabbia. Metti il topo in una gabbia calda e non tornare nella gabbia con altri animali fino a quando non si è completamente ripreso dall'anestesia. Mantenere attentamente le condizioni sterili durante l'intervento chirurgico di sopravvivenza.</li>
	<li>Per le prime 72 ore dopo l'intervento chirurgico, controllare lo stato di salute del topo osservando il comportamento generale. Se ci sono anomalie nel comportamento generale, iniettare per via sottocutanea agenti antinfiammatori e analgesici.</li>
</ol>3. Preparazione per il sistema di stimolazione olografica o di illuminazione (Figura 3)
<ol><li>Calibrare il sistema di stimolazione olografica posizionando la superficie di un vetrino a fluorescenza rossa (substrato acrilico colato) sul piano del campione. Posizionare il microscopio in modalità Live Imaging con una luce di eccitazione debole ed eseguire calibration_GUI.m file. Controllare il riquadro dei parametri e fare clic sul pulsante Salva .</li>
	<li>Fare clic sul pulsante Z Scan nel riquadro del passaggio 1. Genererà automaticamente tre punti casuali in tutti i 21 piani assiali, a 2 μm di distanza da ciascun piano.</li>
	<li>Sposta la barra di scorrimento e controlla l'immagine dal vivo. Trova un piano perfetto in cui i punti appaiono più piccoli e luminosi, quindi fai clic sul pulsante Salva . Questo genererà automaticamente un fronte d'onda sferico sfalsato per l'ologramma digitale. NOTA: se non si riescono a trovare i punti di fluorescenza più luminosi, modificare i valori minimo e massimo dell'intervallo di scansione e riprovare.</li>
	<li>Fare clic sul pulsante Vai nel riquadro del passaggio 2 e quindi fare clic su sei punti nel riquadro sinistro. Controlla l'immagine dal vivo. Se sono presenti sei punti di fluorescenza distinguibili, digitare gli assi x e y nelle caselle di modifica e fare clic sul pulsante Salva . Ciò genererà automaticamente coefficienti di trasformazione affine per coordinare la calibrazione tra la stimolazione olografica e il sistema di imaging. NOTA: il numero di coppia dell'asse e il numero di spot selezionato devono essere abbinati in ordine. Se non sei sicuro, o se non ci sono macchie nell'immagine, riprova e genera un modello di punti univoco o scegli un intervallo più piccolo attorno al centro del campo visivo (FOV).</li>
	<li>Fare clic sul pulsante Scansione nel riquadro del passaggio 3. Genererà 441 ologrammi digitali per eseguire la scansione a punto singolo attraverso il FOV in 21 × 21 passaggi.<ol><li>Innanzitutto, controlla le immagini mentre modifichi i modelli nella casella di riepilogo. Quindi, regolare la potenza del laser per ottenere immagini spot all'interno della gamma dinamica del dispositivo di imaging (ad esempio, per evitare immagini eccessivamente sature).</li>
		<li>Successivamente, regolare il tempo di intervallo nella casella di modifica; Il tempo di intervallo deve essere più di due volte il tempo di intervallo di registrazione. Infine, metti il dispositivo di imaging in modalità di registrazione e fai clic sul pulsante Riproduci . Se il gioco viene completato, ci saranno stringhe "visualizza OK" visualizzate nella finestra di comando. Interrompi la registrazione e impila le immagini sequenziali registrate utilizzando il metodo di intensità massima.</li>
	</ol></li>
	<li>Fare clic su Genera WM nel riquadro del passaggio 4 e scegliere un'immagine in pila dall'alto. Quindi chiudere la finestra calibration_GUI. Genererà automaticamente una mappa del peso per compensare l'intensità sbilanciata in ogni punto. NOTA: Per una descrizione più dettagliata, fare riferimento a 2; il codice Matlab può essere scaricato da qui (https://github.com/ZenKG/SLM_control).</li>
</ol>4. Imaging Ca2+ utilizzando un sensore di immagine con illuminazione olografica (Figura 4)
<ol><li>Posizionare il mouse iniettato con AAV con una piastra frontale sotto il microscopio (Figura 1D). NOTA: Durante questa procedura, il mouse è trattenuto nello stato di veglia, ma è in grado di sfuggire a stimoli scomodi.</li>
	<li>Eseguire l'imaging a due fotoni (modalità di scansione puntuale) utilizzando un microscopio olografico e un laser Ti:zaffiro bloccato in modalità sintonizzato su 920 nm con un obiettivo 25x (vedi Tabella dei materiali).</li>
	<li>Attivare il software di imaging commerciale (vedere Tabella dei materiali). Nella modalità live imaging, regolare la tensione del rilevatore di immagini (vedere Tabella dei materiali) e la potenza del laser di imaging per ottimizzare la luminosità dei neuroni che esprimono jGCaMP8f. Cattura le immagini dei neuroni che esprimono questa proteina. NOTA: L'intensità del laser di imaging (920 nm) è 20-30 mW. Il FOV era 512 μm × 512 μm ad una profondità di 100-150 μm dalla superficie corticale.</li>
	<li>Per illuminare neuroni specifici che esprimono jGCaMP8f con illuminazione olografica, eseguire il file di script SLMcontrol.m. Fare clic sull'immagine di riferimento e scegliere l'immagine acquisita sopra. Quindi, fare clic sul pulsante Spot per scegliere pixel specifici sui neuroni nell'immagine facendo clic continuamente con il mouse (Figura 4A). Se la selezione è completa, premere il pulsante Invio sulla tastiera per finalizzarla. NOTA: L'ologramma digitale viene calcolato e visualizzato automaticamente sull'SLM. Questo modello può anche essere rivisitato facendo clic su una casella di riepilogo. La risoluzione spaziale di un singolo spot generato dall'SLM era di circa 1,2 μm lungo la direzione trasversale e ~8,3 μm lungo l'asse ottico. Abbiamo usato un obiettivo ad alta apertura numerica (1,1) per ottenere una stimolazione olografica più localizzata. La tabella 1 riassume i rapporti precedenti e questo sistema rispetto alla risoluzione spaziale della stimolazione olografica.</li>
	<li>Per rilevare l'attività neurale con un'elevata risoluzione temporale utilizzando un sensore di immagine (vedere Tabella dei materiali), impostare il tempo di esposizione, l'area di imaging e il binning (Figura 4B) prima di eseguire l'acquisizione dell'immagine (Figura 4C). NOTA: L'intensità del laser di illuminazione olografica (920 nm) che stimola continuamente un neurone è di 2 mW, che è sufficiente per rilevare l'attività neurale. Ad esempio, per ottenere una frequenza fotogrammi di 100 Hz per l'imaging, il tempo di esposizione è di 9 ms, l'area di imaging è di 400 μm × 400 μm e il binning è 4.</li>
	<li>Dopo l'esperimento, riporta il topo nella sua gabbia di casa.</li>
</ol>5. Imaging a due fotoni (modalità di scansione puntuale) con optogenetica utilizzando un microscopio olografico (Figura 2)
<ol><li>Ripetere i passaggi 4.1 e 4.2.</li>
	<li>Attivare il software di imaging commerciale (vedere Tabella dei materiali). Nella modalità live imaging, regolare la tensione del rilevatore di immagini (vedere Tabella dei materiali) e la potenza del laser di imaging per ottimizzare la luminosità dei neuroni che esprimono GCaMP6m-P2A-ChRmine. Cattura immagini dei neuroni che esprimono queste proteine (Figura 1E).</li>
	<li>Ripetere il passaggio 4.4.</li>
	<li>Per studiare la connettività funzionale all'interno dei neuroni L2/3, utilizzare un SLM per generare modelli olografici di stimolazione optogenetica (ChRmine; 1.040 nm) e combinarlo con l'imaging Ca 2+ a due fotoni (GCaMP6m; 920 nm, 512 × 512 pixel, 2 Hz o 30 Hz, zoom digitale2x, modalità di scansione puntuale; Figura 4D-H).<ol><li>Per questo protocollo, impostare l'intensità del laser di imaging a 920 nm, a 10-20 mW, e il FOV come 256 μm × 256 μm misurato a una profondità di 100-150 μm dalla superficie corticale. Impostare il tempo di permanenza dei pixel a 1,5 μs per 2 Hz o 100 ns per 30 Hz.</li>
		<li>Per vedere se un singolo stimolo olografico ha causato una risposta al calcio nei neuroni, utilizzare sia 2 Hz che 30 Hz come frame rate di imaging. Impostare l'intensità del laser di stimolazione olografica (1.040 nm) che stimola un singolo neurone a 10 mW, che è sufficiente per indurre l'attività neurale (Figura 4D). NOTA: La risoluzione spaziale di un singolo spot generato dall'SLM è di circa 1,2 μm lungo la direzione trasversale e ~8,3 μm lungo l'asse ottico. L'intervallo di volume accessibile in direzione laterale è di circa 500 μm × 500 μm e 100 μm in direzione assiale. Abbiamo inoltre confermato con l'imaging Ca2+ a frame rate di imaging a 2 Hz o 30 Hz che non solo un neurone, ma più neuroni possono essere stimolati olograficamente simultaneamente (Figura 4E).</li>
	</ol></li>
	<li>Eseguire l'acquisizione di immagini con il seguente protocollo: visualizzare simultaneamente la risposta Ca2+ a 920 nm con 10 stimoli olografici a 1.040 nm con intervalli di 8 s (0,125 Hz) per una durata di 50 ms dopo un periodo basale di 10 s. Dopo che tutti gli esperimenti sono stati completati, i topi vengono eutanasiati. NOTA: I transitori Ca2+, se presenti, sono stati evocati dalla stimolazione olografica, con il loro picco che appare entro 1 s dopo la stimolazione (Figura 4F-H).</li>
</ol>6. Analisi delle immagini e valutazione della connettività funzionale (Figura 4)
<ol><li>Aprire le immagini raw salvate nei passaggi 4.5 o 5.5 utilizzando ImageJ. Per compensare lo spostamento del piano focale, utilizzare il plug-in ImageJ TurboReg. NOTA: Se la correzione con TurboReg non è sufficiente, si consiglia di utilizzare CaImAn (http://github.com/simonsfoundation) per correggere lo spostamento del piano focale.</li>
	<li>Per valutare l'attività neurale, determinare le regioni di interesse (ROI) in L2/3 utilizzando un algoritmo automatizzato (CaImAn). Rilevare e analizzare i transitori Ca2+ dopo aver definito l'intensità di fluorescenza basale (F0) e il valore di soglia. NOTA: F0 è il 35° percentile dell'intensità di fluorescenza acquisita durante il periodo di imaging basale. I transitori Ca2+ sono indicati con Δ F/F 0 (Δ F = F-F0), dove F è il segnale di fluorescenza istantanea. Se il valore di Δ F è superiore a 2 S.D. da F0, valutiamo un transitorio Ca2+ significativo.</li>
	<li>Per definire la connettività funzionale nei neuroni L2/3, stimolare i neuroni bersaglio e misurare le risposte GCaMP6m nei neuroni stimolati e circostanti, di conseguenza (Figura 4F-H).</li>
</ol>

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<li>Zong, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+two-photon+calcium+imaging+in+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Large-scale two-photon calcium imaging in freely moving mice.</a> Cell. 185 (7), 1240-1256 (2022).</li>
<li>Villette, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ultrafast+two-photon+imaging+of+a+high-gain+voltage+indicator+in+awake+behaving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">ultrafast two-photon imaging of a high-gain voltage indicator in awake behaving mice.</a> Cell. 179 (7), 1590-1608 (2019).</li>
</ol>

Gli autori non hanno conflitti di interesse da dichiarare.

Per comprendere la funzione cerebrale, è necessario valutare con precisione i circuiti neurali alla base della funzione cerebrale estraendo la dinamica dell'attività neurale. Inoltre, è essenziale identificare come questo circuito neurale viene alterato per chiarire la patogenesi dei disturbi neuropsichiatrici. Infatti, è noto che l'attività neurale è elevata nei modelli murini di Alzheimer4 e sindrome dell'X fragile26 e topi con funzione della sostanza bianca compromessa3. Inoltre, in un modello murino di dolore infiammatorio, l'aumento della sincronizzazione dell'attività neurale e della connettività funzionale tra i neuroni è associato ai sintomi24. La microscopia olografica a due fotoni ci consente di osservare simultaneamente l'attività dei singoli neuroni e le connessioni funzionali tra i neuroni, necessaria per comprendere i circuiti neurali. Abbiamo usato un obiettivo 25x con apertura numerica = 1,1 con lunghezze d'onda di 1.040 nm. La funzione teorica di diffusione puntuale è una distribuzione gaussiana con larghezza completa a metà massimo di 0,5 μm lateralmente e 1,7 μm assialmente. Tuttavia, l'apertura numerica effettiva è inferiore a 1,1 e la dimensione dello spot misurata su un cordone di fluorescenza è di 1,2 μm lateralmente e 8,3 μm assialmente. Dato che il diametro del neurone è di circa 15 μm e l'errore di calibrazione è entro 3 μm, il targeting è generalmente buono. Tuttavia, le celle nella direzione assiale possono essere influenzate dalla dimensione dello spot più lunga6. Qui, abbiamo descritto l'iniezione virale, la chirurgia, la calibrazione dei sistemi di stimolazione olografica o di illuminazione e i protocolli di imaging per valutare e manipolare l'attività neurale nei topi vivi utilizzando il nostro sistema di microscopia.
Ci vogliono 2-4 settimane per completare tutte le procedure sperimentali, dall'impianto della piastra frontale e l'iniezione del virus all'acquisizione dei dati per l'imaging in vivo Ca2+ utilizzando la microscopia olografica. Il processo è complesso e laborioso e il successo finale dell'esperimento dipende da molteplici fattori, tra cui la condizione della finestra cranica, che è influenzata dall'infiammazione postoperatoria, la scelta corretta dell'indicatore Ca2+ e dell'opsina e se gli artefatti di movimento nelle immagini acquisite possono essere corretti. In particolare, due passaggi sono importanti per un risultato positivo. Il primo riguarda la fissazione della piastra frontale e la chirurgia; È fondamentale che la piastra della testa sia fissata saldamente alla testa del topo con cemento dentale. Inoltre, è importante pulire ripetutamente i frammenti ossei e il sangue coagulato usando ACSF freddo durante l'intervento chirurgico. Poiché l'aderenza a questa procedura riduce l'infiammazione, abbiamo osservato con successo la dinamica della microglia, le cellule responsabili del sistema immunitario del cervello, senza attivare i loro processi e spine o le microstrutture dei neuroni27,28. Il secondo problema è la valutazione e la manipolazione dell'attività neurale. Abbiamo scelto AAV2/8-CaMKII-GCaMP6m-P2A-ChRmine-Kv2.1 per esprimere l'indicatore Ca2+ e l'opsina in un neurone contemporaneamente. Questo perché è difficile infettare efficacemente un neurone con diversi tipi di AAV. Un altro motivo di questa scelta è che ChRmine può attivare in modo efficiente l'attività neurale a 1.040 nm utilizzando un laser a due fotoni12. Recentemente, è stato riportato che ChRmine, mutando la sua struttura sulla base di informazioni strutturali ottenute dalla microscopia crioelettronica, migliora la sua funzione29, che è considerata utile per l'analisi della funzione target nel campo delle neuroscienze. Alla luce di questi problemi, è necessario condividere metodi efficaci per valutare e manipolare i neuroni durante la lettura dell'attività neurale e la scrittura di informazioni utilizzando la microscopia olografica.
I recenti progressi nell'imaging e nell'optogenetica hanno rivelato l'attività neurale dettagliata coinvolta nelle funzioni cerebrali come l'apprendimento e la memoria, ed è possibile manipolare artificialmente questa attività neurale per esprimere le funzioni cerebrali30. Tuttavia, i metodi convenzionali per la manipolazione dell'attività neurale sono altamente invasivi a causa dell'inserimento di fibre ottiche nel cervello e perché un gruppo di cellule che esprimono opsina viene stimolato simultaneamente, rendendo impossibile manipolare l'attività neurale con precisione temporale e spaziale. Il nostro metodo può manipolare l'attività neurale stimolando solo specifici neuroni nel cervello, consentendo così la manipolazione dell'attività neurale con specifici modelli di stimolazione e alta risoluzione spaziotemporale. Inoltre, è importante notare che la connettività funzionale tra i neuroni può essere valutata solo in un piccolo numero di neuroni utilizzando esperimenti di fette di cervello31; Tuttavia, questa tecnica consente la valutazione simultanea di più neuroni negli animali vivi.
Uno dei principali limiti degli attuali microscopi olografici è la necessità di fissare la testa del mouse, che limita il comportamento del mouse. Recentemente, è stato sviluppato un microscopio miniaturizzato a due fotoni32 e, con l'ulteriore miniaturizzazione del dispositivo, l'imaging in vivo Ca2+ con stimolazione olografica può essere possibile nei topi in movimento libero. Inoltre, il potenziale di questo microscopio potrebbe essere ampliato migliorando la risoluzione temporale dell'imaging e combinandola con proteine fluorescenti altamente sensibili alla tensione33.

L'imaging a due fotoni Ca2+ è una tecnica utile per la valutazione dell'attività neurale. Può essere utilizzato per identificare non solo l'attività neurale richiesta per il comportamento e la memoria negli animali normali1,2 ma anche un'attività neuronale anormale che si verifica in modelli murini di disturbi neuropsichiatrici 3,4. La tecnica è stata utilizzata per chiarire le basi neurali delle funzioni cerebrali. Tuttavia, sebbene possa fornire immagini ad alta risoluzione e di alta qualità, la sua risoluzione temporale è inferiore a quella del metodo elettrofisiologico 1,3.
L'optogenetica ha contribuito a innovare il modo in cui i neuroscienziati comprendono la funzione cerebrale5. Date le limitazioni tecniche, la maggior parte della ricerca optogenetica ha utilizzato schemi di attivazione con bassa risoluzione spaziale, limitando così i tipi di manipolazioni dell'attività neurale che possono essere eseguite di conseguenza. Tuttavia, manipolare l'attività neurale su scale spazio-temporali più fini può potenzialmente essere utile per una comprensione più completa del calcolo neurale e della patogenesi dei disturbi neuropsichiatrici. La tecnologia olografica spazialmente precisa in grado di modellare i raggi laser a femtosecondi vicino all'infrarosso promette di superare questa sfida e apre diverse nuove classi sperimentali che in precedenza erano impossibili 6,7. Questa tecnologia consente ai neuroscienziati di scoprire gli aspetti fondamentali e le patologie dei codici neurali sensoriali, cognitivi e comportamentali che sono stati fuori portata.
La proiezione olografica comporta la generazione di modelli di luce desiderati per accedere selettivamente alle singole cellule e reti funzionali. Gli esperimenti in vivo richiedono una trasmissione ottimale della luce per colpire le cellule nel cervello vivente. La luce infrarossa penetra più in profondità nel tessuto vivente e può essere utilizzata per l'eccitazione non lineare a due fotoni (2PE)8,9,10. Pertanto, la microscopia olografica a due fotoni, che combina la proiezione olografica e 2PE, può essere utilizzata per valutare e manipolare le attività neurali per sondare le reti cellulari e funzionali in vivo. Recenti applicazioni biologiche della microscopia olografica a due fotoni hanno chiarito l'attività neurale e i circuiti necessari per l'apprendimento nella corteccia visiva11,12, nel bulbo olfattivo 13 e nell'ippocampo 14.
Numerosi laboratori in tutto il mondo hanno riportato risultati e miglioramenti entusiasmanti utilizzando i loro sistemi di stimolazione olografica 15,16,17,18,19,20,21,22,23. Nel sistema qui descritto, il sistema di stimolazione olografica può essere costruito come dispositivo aggiuntivo per un microscopio convenzionale. Il modulatore di luce spaziale di sola fase (SLM) è il dispositivo chiave per modulare un fronte d'onda piano a qualsiasi forma e l'effetto di interferenza viene utilizzato per controllare l'intensità e la posizione dei fuochi. La Figura 2 mostra la stimolazione olografica e i percorsi luminosi di imaging. Il primo percorso della luce è per la modalità di imaging a scansione puntuale ed è costituito da una testina di scansione e rilevatori di immagini. Il secondo percorso della luce è per la stimolazione olografica con una lunghezza d'onda di 1040 nm ed è costituito da un SLM1. Il terzo percorso della luce è per l'illuminazione olografica con lunghezza d'onda di 920 nm ed è costituito da un SLM2 e un sensore di immagine. La modalità di imaging olografico può registrare intensità da più regioni di interesse illuminando più punti nel campione. In questo modo, la velocità di registrazione può essere aumentata a poche centinaia di fotogrammi al secondo. Per ottenere immagini a scansione puntuale o immagini di illuminazione olografica, il laser a 920 nm è stato diviso in due percorsi da un beam splitter con un rapporto fisso di 3:7. Tutti gli elementi ottici erano allineati su una breadboard ottica con dimensioni di 600 mm × 600 mm. La luce modulata entrava attraverso la porta luminosa sul lato del corpo microscopico, mentre la luce di imaging a scansione puntuale entrava attraverso la testina di scansione nella parte superiore del corpo microscopico. Queste luci sono state integrate appena sopra la lente dell'obiettivo e hanno creato fuochi nel piano campione. Inoltre, il software personalizzato ha permesso al normale flusso di lavoro di essere semplice e coerente.
In questo articolo, viene presentato un protocollo completo per l'uso della stimolazione olografica o dell'illuminazione per misurare l'attività neurale e valutare la connettività funzionale tra i neuroni. A scopo dimostrativo, descriviamo qui un intervento chirurgico cerebrale mirato all'area degli arti posteriori della corteccia somatosensoriale primaria (S1HL) del cervello del topo e un metodo per valutare e manipolare l'attività neurale utilizzando la microscopia olografica a due fotoni. La procedura sperimentale è divisa in quattro parti. In primo luogo, la piastra della testa è stata fissata al cranio del topo usando cemento dentale. In secondo luogo, un vettore virale che esprime jGCaMP8f o GCaMP6m-P2A-ChRmine è stato iniettato stereotassicamente nell'S1HL. In terzo luogo, il sistema di stimolazione olografica o di illuminazione è stato calibrato. In quarto luogo, dopo il recupero postoperatorio e l'espressione di queste due proteine, è stato eseguito l'imaging in vivo Ca2+ per valutare l'attività neurale e la connettività funzionale tra i neuroni con microscopia olografica a due fotoni.

<table><tbody><tr><td>Obiettivo 25x</td><td>Nikon</td><td>N25X-APO-MP</td><td>Obiettivo</td></tr><tr><td>A1MP</td><td>Nikon</td><td>A1MP</td><td>Microscopio</td></tr><tr><td>AnesII</td><td>Bio machinery</td><td>AnesII</td><td>Sistema di erogazione dell'anestesia</td></tr><tr><td>C2 plus</td><td>Nikon</td><td>C2 plus</td><td>Microscopio</td></tr><tr><td>DECADRON&nbsp; Fosfato&nbsp; Iniezione</td><td>Aspen</td><td>21N024</td><td>Evitare l'edema cerebrale</td></tr><tr><td>Trapano dentale</td><td>Jota</td><td>C1. HP.005</td><td>Trapano dentale</td></tr><tr><td>Microiniettore elettrico</td><td>NARISHIGE</td><td>IM-31</td><td>Sistema di iniezione a pressione</td></tr><tr><td>FEATHERS</td><td>FEARGER</td><td>FA-10</td><td>Rasatura</td></tr><tr><td>G-CEM ONE ADHESIVE ENHANCING PRIMER</td><td>GC</td><td></td> 2110271 <td>Primer cementizio resinoso per adesione dentale</td></tr><tr><td>G-CEM ONE neo</td><td>GC</td><td>43093</td><td>Cemento resinoso per adesione dentale</td></tr><tr><td>Capillare in vetro con Filamento</td><td>NARISHIGE</td><td>GDC-1</td> Rivelatore di immagini <td>capillare in vetro</td></tr><tr><td></td><td>Hamamatsu</td><td>H10770PA-40</td><td>GaAsP tubo fotocatodico fotomoltiplicatore</td></tr><tr><td>Software di imaging</td><td>Nikon</td><td>NISelements</td><td>Software</td></tr><tr><td>di imaging Soluzione di inalazione di isoflurano</td><td>Pfizer</td><td>229KAR</td><td>Anestetici</td></tr><tr><td>iXon EMCCD Fotocamera</td><td>Andor</td><td>iXon Life 888</td><td>Immagine sensore</td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>daiitisannkyou</td><td>s9-018506</td><td>Anestetici</td></tr><tr><td>Leica-M60</td><td>Leica</td><td>M60</td><td>Stereoscopio</td></tr><tr><td>Linicon</td><td>Linicon</td><td>LV-125</td><td>Pompa a vuoto</td></tr><tr><td>Mode-locked Ti:zaffiro Chameleon Ultra II laser&nbsp;</td><td></td><td>Camaleonte coerente Discovery NX</td><td>laser a femtosecondi</td></tr><tr><td>Mos-Cure</td><td>U-VIX</td><td>mini 365</td><td>Sorgente di luce UV LED portatile</td></tr><tr><td>PEN Bright</td><td>SHOFU INC.</td><td>PEN Bright</td><td>Fotopolimerizzatore dentale</td></tr><tr><td>Estrattore</td><td>SUTTER instaument</td><td>P-97</td><td>Estrattore</td></tr><tr><td>Strumento stereotassico (per topi)</td><td>NARISHIGE</td><td>SR-6M-H</td><td>Strumento stereotassico</td></tr><tr><td>Micromanipolatore stereotassico</td><td>NARISHIGE</td><td>SM-15R</td><td>Micromanipolatore stereotassico</td></tr><tr><td>Super-Bond CATALYST V</td><td>SUN MEDICAL</td><td>8070</td><td>Cemento resinoso adesivo dentale</td></tr><tr><td>Monomero adesivo dentale Super-Bond</td><td>SUN MEDICAL</td><td>8071</td><td>Monomero adesivo dentale</td></tr><tr><td>Super-Bond Polvere polimerica colorata per denti</td><td>SUN MEDICAL</td><td>145052000</td><td>Polvere polimerica colorata per denti</td></tr><tr><td>Tarivid&nbsp; Oftalmico&nbsp; Unguento 0,3%</td><td>Santen Pharmaceutical&nbsp;</td><td>TRN3952</td><td>Unguento per gli occhi</td></tr><tr><td>UlTIMATE XL</td><td>NSK</td><td></td> Y141446 <td>Unità di controllo micromotore per laboratorio odontotecnico</td></tr><tr><td>Adesivi ottici a polimerizzazione UV THORLABS</td><td></td><td>NOA61</td><td>Adesivi ottici a polimerizzazione UV</td></tr><tr><td>Xilazina</td><td>Bayer</td><td>KP0F2BK</td><td>Anestetici</td></tr></tbody></table>

valutazione e manipolazione dell'attività neurale mediante microscopia olografica a due fotoni

Evaluation and Manipulation of Neural Activity Using Two-Photon Holographic Microscopy

I recenti progressi nella bioimaging ottica e nell'optogenetica hanno permesso la visualizzazione e la manipolazione di fenomeni biologici, comprese le attività cellulari, negli animali viventi. Nel campo delle neuroscienze, è stata ora rivelata un'attività neurale dettagliata relativa alle funzioni cerebrali, come l'apprendimento e la memoria, ed è diventato possibile manipolare artificialmente questa attività per esprimere le funzioni cerebrali. Tuttavia, la valutazione convenzionale dell'attività neurale mediante imaging a due fotoni Ca2+ ha il problema della bassa risoluzione temporale. Inoltre, la manipolazione dell'attività neurale da parte dell'optogenetica convenzionale attraverso la fibra ottica può regolare solo simultaneamente l'attività dei neuroni con lo stesso background genetico, rendendo difficile controllare l'attività dei singoli neuroni. Per risolvere questo problema, abbiamo recentemente sviluppato un microscopio con un'alta risoluzione spaziotemporale per applicazioni biologiche combinando l'optogenetica con la tecnologia olografica digitale in grado di modificare i raggi laser infrarossi a femtosecondi. Qui, descriviamo i protocolli per la visualizzazione, la valutazione e la manipolazione dell'attività neurale, compresa la preparazione di campioni e il funzionamento di un microscopio olografico a due fotoni (Figura 1). Questi protocolli forniscono informazioni spaziotemporali accurate sull'attività neurale, che possono essere utili per chiarire la patogenesi dei disturbi neuropsichiatrici che portano ad anomalie nell'attività neurale.

Vengono presentate registrazioni rappresentative ottenute con il metodo qui descritto. In vivo L'imaging Ca2+ mediante microscopia olografica richiede 2-4 settimane per essere completato dall'impianto della piastra frontale e dall'iniezione di AAV all'acquisizione dei dati. Pertanto, per ottenere risultati stabili, è importante ridurre gli artefatti di movimento nel cervello. L'impianto della piastra cranica (fase 1.5) e il posizionamento della finestra cranica (fase 2.9) sono passaggi molto importanti in questo processo. Inoltre, è anche importante selezionare un AAV (AAV2/8-CaMKII-GCaMP6m-P2A-ChRmine-Kv2.1) che esprima simultaneamente indicatore di calcio e opsina in un singolo neurone (fase 2.8).
La Figura 4A mostra un punto per l'illuminazione olografica di un'immagine neuronale acquisita utilizzando uno script MATLAB personalizzato. Se l'illuminazione olografica illumina con successo i neuroni che esprimono jGCaMP8f, le tracce di Ca2+ potrebbero essere ottenute con un sensore di immagine (Figura 4B), come mostrato in Figura 4C.
La connettività funzionale tra i neuroni è stata valutata utilizzando la stimolazione olografica (Figura 4D), come mostrato nella Figura 4E. Poiché la connettività funzionale tra i neuroni è una delle proprietà dei circuiti neurali che viene alterata nella patogenesi di un topo modello di dolore24, descriviamo una semplice procedura per valutarla. La Figura 4F mostra un'immagine tipica dei neuroni L2/3 in S1HL visualizzata usando GCaMP6m. Quando un neurone (cerchio arancione) veniva stimolato olograficamente, un altro neurone (cerchio rosso) era simultaneamente attivo; quindi, il numero di connettività funzionale tra i neuroni era uno (Figura 4G).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64205/64205fig01v2.jpg"> Figura 1: Schema schematico della procedura sperimentale . (A) Fissazione della piastra di testa al cranio. (B) Iniezione stereotassica di AAV nell'area della zampa posteriore della corteccia somatosensoriale primaria (S1HL). (C) Impianto della finestra cranica. Per valutare e manipolare l'attività neurale, l'imaging in vivo Ca2+ viene eseguito in topi svegli (D) con stimolazione olografica (E). I segni del flash indicano la stimolazione olografica o l'illuminazione. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64205/64205fig01largev2.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64205/64205fig02.jpg"> Figura 2: Sistema utilizzato per il microscopio olografico. (A) Immagini dei percorsi della luce olografica di stimolazione e illuminazione (a sinistra) vicino al microscopio (al centro) con un sensore di immagine (a destra). (B) Si tratta di immagini ingrandite di percorsi di luce di stimolazione olografica e illuminazione attorno ai rispettivi SLM (sinistra e destra) e un percorso di luce a scansione puntiforme attorno a una testa di scansione (al centro e a destra). (C) Uno schema dei percorsi ottici di stimolazione e imaging. Gli SLM di sola fase vengono utilizzati per visualizzare ologrammi digitali e un espansore del fascio (una combinazione di L1 e L2) e un sistema di relè 4f (una combinazione di L3 e L4 per la stimolazione olografica e L4 e L5 per l'illuminazione olografica) sono posizionati prima e dopo i rispettivi SLM per assicurarsi che ogni ologramma digitale sia ripreso alla pupilla di uscita di una lente obiettivo ad immersione in acqua, con dimensioni dell'immagine leggermente sotto-riempite. Per sopprimere i componenti residui di ordine zero, un blocco del fascio viene posizionato sul piano intermedio. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64205/64205fig02large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64205/64205fig03.jpg"> Figura 3: Diagramma di flusso di come calibrare il sistema di stimolazione olografica o di illuminazione. Questo diagramma di flusso descrive i passaggi per calibrare un sistema di stimolazione olografica o di illuminazione nello spazio del campione e nel sistema di imaging. Si prega di visitare il passaggio 3, preparazione per la stimolazione olografica o il sistema di illuminazione, per istruzioni dettagliate e scaricare un programma di esempio. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64205/64205fig03large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64205/64205fig04.jpg"> Figura 4: Risultati rappresentativi dell'imaging e della connettività funzionale utilizzando un microscopio olografico . (A) Per illuminare neuroni specifici che esprimono jGCaMP8f o GCaMP6m-P2A-ChRmine, viene catturata l'immagine dei neuroni e quindi si forma un punto sul neurone utilizzando uno script MATLAB personalizzato. (B) L'impostazione del sensore di immagine (tempo di esposizione, area di imaging e binning). (C) Immagine rappresentativa e tracce di neuroni che esprimono jGCaMP8f in imaging a 100 Hz con illuminazione olografica e un sensore di immagine. (D) Questo grafico mostra la risposta neurale alla stimolazione olografica (1.040 nm) a ciascuna potenza laser (dati da GCaMP6m-P2A-ChRmine che esprimono neuroni a 2 Hz frame rate di imaging [n = 16]). Le barre di errore indicano l'errore standard della media. (E) Tracce rappresentative di Ca2+ durante la stimolazione olografica (linee verticali blu) di 10 diversi neuroni a frame rate di imaging a 2 Hz (a sinistra) e 30 Hz (a destra). Nelle tracce di 2 Hz e 30 Hz Ca2+ , lo stesso colore indica lo stesso neurone. (F) Diagramma schematico che valuta le connessioni funzionali tra i neuroni. Quando il neurone arancione viene stimolato, i neuroni rossi rispondono allo stesso tempo, indicando che esiste una connettività funzionale tra questi neuroni. (G) Un'immagine tipica dei neuroni S1HL che esprimono GCaMP6m in WT. Barra di scala = 10 μm. (H) Tracce tipiche di Ca2+ durante la stimolazione olografica (linee verticali blu) a frame rate di imaging a 2 Hz (superiore) e 30 Hz (inferiore). Il neurone stimolato è cerchiato in arancione, i neuroni rispondenti sono cerchiati in rosso e i neuroni non rispondenti sono cerchiati in grigio. La reattività neurale alla stimolazione olografica può essere rilevata a velocità di imaging sia a 2 Hz che a 30 Hz. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64205/64205fig04large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td></td>
			<td>Il nostro allestimento 6 </td>
			<td>Prakash, R. et al. 25 </td>
			<td>Marshel, J. H. et al. 12</td>
			<td>Robinson, N. T. M. et al. 14</td>
		</tr><tr><td>Risoluzione laterale</td>
			<td>1,2 μm</td>
			<td>1,27 μm</td>
			<td>―</td>
			<td>2,22 μm</td>
		</tr><tr><td>Risoluzione assiale</td>
			<td>8,3 μm</td>
			<td>56,86 μm</td>
			<td>15,5 μm</td>
			<td>10,26 μm</td>
		</tr><tr><td>Obiettivo obiettivo/apertura numerica</td>
			<td>25x/1,1</td>
			<td>20x/0,5</td>
			<td>16x/0,8</td>
			<td>16x/0,8</td>
		</tr></tbody></table>Tabella 1: Riassunto delle relazioni precedenti e di questo sistema per la risoluzione spaziale della stimolazione olografica. Vengono descritti la risoluzione laterale, la risoluzione assiale e la lente dell'obiettivo utilizzata durante la misurazione.

Abbiamo sviluppato un microscopio olografico a due fotoni in grado di visualizzare, valutare e manipolare l'attività neurale utilizzando un'alta risoluzione spaziotemporale, con l'obiettivo di chiarire la patogenesi dei disturbi neuropsichiatrici associati ad attività neurale anormale.

Valutazione e manipolazione dell'attività neurale mediante microscopia olografica a due fotoni

Recent advances in optical bioimaging and optogenetics have enabled the visualization and manipulation of biological phenomena, including cellular ...

Questo protocollo fornisce informazioni spazio-temporali accurate sulla neuroattività. Il vantaggio principale di questa tecnica è la capacità di manipolare e valutare la neuroattività con un'alta risoluzione temporale spaziale. Può essere utile per illustrare i patogeni dei disturbi neuropsichiatrici che portano ad anomalie nell'attività neurale.Questo metodo può essere applicato allo studio dei neuroni e della salute negli altri organi. A dimostrare la procedura sarà Zhongtian Guo, dottorando del nostro laboratorio. Un giorno dopo l'impianto della piastra frontale somministrare 1,32 milligrammi per chilogrammo di desametasone fosfato di sodio per via intraperitoneale un'ora prima dell'intervento chirurgico per evitare l'edema cerebrale.Sotto uno stereoscopio, eseguire una craniotomia circolare di circa due millimetri di diametro utilizzando un trapano dentale. Per ridurre i danni cerebrali, utilizzare il trapano dentale con attenzione con un leggero movimento costante e una leggera pressione verso il basso. Rimuovere i frammenti ossei più volte utilizzando un sistema di aspirazione.Dopo aver rimosso il frammento osseo, utilizzare un liquido spinale artificiale o una soluzione ACSF per rimuovere e lavare eventuali detriti rimasti sulla superficie del cervello. Ripetere questa procedura di pulizia più volte per sopprimere le reazioni infiammatorie. Utilizzando un sistema di iniezione a pressione, impostare la pressione appropriata per iniettare 500 nanolitri di soluzione AAV attraverso un capillare di vetro con un diametro della punta da 10 a 20 micrometri per 10 minuti.Se il livello della soluzione AAV nel capillare di vetro diminuisce gradualmente, la soluzione AAV viene somministrata al cervello. Lasciare il capillare di vetro in posizione per altri 10 minuti per evitare il riflusso. Ripeti questo tre volte per somministrare un totale di 1,5 microlitri di soluzione AAV nel cervello.Applicare il 2% di agarosio a basso punto di fusione sulla superficie cerebrale di S1 utilizzando una micropipetta, quindi posizionare una finestra di vetro sopra la craniotomia con due occhiali di copertura. Premere il vetro di copertura contro l'agarosio mentre è ancora liquido. Ciò impedisce la formazione di bolle d'aria nell'agarosio.Sigillare i bordi della finestra cranica con cemento in resina adesiva dentale. Per calibrare il sistema di stimolazione olografica, posizionare la superficie di un vetrino fluorescente rosso sul piano del campione e impostare il microscopio in modalità di imaging dal vivo con una debole luce di eccitazione. Eseguire la GUI di calibrazione.mfile, controllare il riquadro dei parametri e fare clic sul pulsante Salva. Fai clic sul pulsante Z Scan nel riquadro Step One se genererà automaticamente tre punti casuali in 21 diversi piani assiali a due micrometri di distanza da ciascun piano. Sposta la barra di scorrimento e controlla l'immagine dal vivo.Trova il piano perfetto in cui i punti appaiono più piccoli e luminosi, quindi fai clic sul pulsante Salva. Questo genererà automaticamente un fronte d'onda sferico sfalsato per l'ologramma digitale. Fare clic sul pulsante Vai nel riquadro dei passaggi due, quindi fare clic su sei punti nel riquadro sinistro.Controlla l'immagine dal vivo. Se sono presenti sei punti fluorescenti distinguibili, digitare gli assi x e Y nelle caselle di modifica e fare clic sul pulsante Salva. Ciò genererà automaticamente un coefficiente di trasformazione fine per coordinare la calibrazione tra la stimolazione olografica e il sistema di imaging.Quindi, fare clic sul pulsante Scansione nel riquadro del passaggio tre. Genererà 441 ologrammi digitali per eseguire la scansione a punto singolo attraverso il campo visivo in 21 per 21 passaggi. Controlla le immagini mentre modifichi i motivi nella casella di riepilogo.Regolare la potenza del laser per ottenere immagini spot all'interno della gamma dinamica del dispositivo di imaging. Mettere il dispositivo di imaging in modalità di registrazione e fare clic sul pulsante Riproduci. Al termine del gioco, fai clic su Genera mappa del peso nel riquadro dei passaggi quattro e scegli un'immagine in pila.Quindi chiudere la finestra della GUI di calibrazione. Genererà automaticamente una mappa del peso per compensare l'intensità sbilanciata in ogni punto. Posizionare il mouse iniettato AAV con una piastra frontale sotto il microscopio ed eseguire l'imaging a due fotoni utilizzando un microscopio olografico e un laser zaffiro di titanio bloccato in modalità sintonizzato su 920 nanometri con un obiettivo 25x.Aprire il software di imaging commerciale in modalità live imaging. Regolare la tensione del rilevatore di immagini e la potenza del laser di imaging per ottimizzare la luminosità dei neuroni che esprimono GCaMP8f. Cattura le immagini dei neuroni che esprimono questa proteina.Per illuminare i neuroni specifici con l'illuminazione olografica, eseguire SLMcontrol. m file di script. Fare clic sull'immagine di riferimento e scegliere l'immagine acquisita.Quindi, fai clic sul pulsante Spot per scegliere pixel specifici sui neuroni nell'immagine e premi il pulsante Invio sulla tastiera per finalizzarlo. Per rilevare l'attività neurale con un'elevata risoluzione temporale utilizzando un sensore di immagine, impostare il tempo di esposizione, l'area di imaging e il binning, quindi eseguire l'acquisizione dell'immagine. Dopo aver posizionato il mouse al microscopio ed eseguito l'imaging a due fotoni, aprire il software di imaging commerciale.Nella modalità live imaging, regolare la tensione del rilevatore di immagini e la potenza del laser di imaging per ottimizzare la luminosità dei neuroni che esprimono GCaMP-6m-p2A-ChRmine. Cattura le immagini dei neuroni che esprimono queste proteine e poi illumina i neuroni specifici seguendo la procedura mostrata in precedenza. Per studiare la connettività funzionale all'interno dei neuroni di livello due e tre, utilizzare un modulatore di luce spaziale per generare modelli olografici di stimolazione optogenetica e combinarlo con l'imaging del calcio a due fotoni.Impostare l'intensità del laser di imaging su 920 nanometri a 10-20 milliwatt e il campo visivo su 256 micrometri per 256 micrometri misurati a una profondità di 100-150 micrometri dalla superficie corticale. Imposta il tempo di permanenza dei pixel su 1,5 microsecondi per due hertz o 100 nanosecondi per 30 hertz. Usa sia due hertz che 30 hertz come frame rate di imaging per vedere se un singolo stimolo olografico ha causato una risposta di calcio nei neuroni.Imposta l'intensità del laser di stimolazione olografica che stimola un singolo neurone a 10 milliwatt che è sufficiente per indurre l'attività neurale. Contemporaneamente, visualizzare la risposta del ferro e calcio a 920 nanometri con 10 stimoli olografici a 1040 nanometri e intervalli di otto secondi per una durata di 50 millisecondi dopo un periodo basale di 10 secondi. Successivamente, riporta il mouse nella sua gabbia di casa.L'immagine rappresentativa e le tracce di neuroni che esprimono GCaMP8f nell'imaging a 100 hertz con stimolazione olografica e un sensore di immagine sono mostrati qui. Questo grafico mostra la risposta neurale alla stimolazione olografica ad ogni potenza del laser. Le tracce rappresentative di Calcium 2++ durante la stimolazione olografica di 10 diversi neuroni a frame rate di imaging a due hertz e 30 hertz sono presentate qui.Lo stesso colore indica lo stesso neurone. Un diagramma schematico che valuta le connessioni funzionali tra i neuroni è raffigurato qui. Quando il neurone arancione viene stimolato, i neuroni rossi rispondono allo stesso tempo indicando che esiste una connettività funzionale tra questi neuroni.Un'immagine tipica dei neuroni primari della corteccia somatosensoriale che esprimono GCaMP6m in wild type è mostrata qui. Queste immagini grafiche rappresentano le tipiche tracce di calcio 2++, durante la stimolazione olografica a frame rate di imaging di due hertz e 30 hertz. La neuro reattività alla stimolazione olografica può essere rilevata a velocità di imaging sia di due hertz che di 30 hertz.Questi passaggi sono importanti per ridurre il movimento del cervello e due, ottenere risultati stabili. Crediamo che questo microscopio possa indurre un comportamento nella scrittura di neuroni con schemi specifici. Con questa tecnica, siamo ora in grado di valutare e manipolare l'attività del singolo neurone e caratterizzare la neuropsichiatria in dettaglio.

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Comprensione della funzione del sistema nervoso centrale dei vertebrati richiede registrazioni da molti neuroni perché funzione corticale pone a livello di popolazioni di neuroni. Qui si descrive un metodo ottico per registrare l'attività neurale suprathreshold con risoluzione di singola cellula e single-spike, dithering casuale scansione in accesso. Questo metodo registra somatiche segnali di calcio di fluorescenza da un massimo a 100 neuroni con alta risoluzione temporale. Un algoritmo di...

Registrazione ottica di attività neurale suprathreshold con risoluzione singola cellula e single-picco

Fonte: Maruoka, H., et. al. Imaging simultaneo della dinamica microgliale e dell'attività neuronale in topi svegli. J. Vis. Exp. (2022) Questo video mostra una procedura di microscopia a due fotoni per l'imaging dell'attività neuronale e della dinamica microgliale in un topo sveglio durante la stimolazione visiva, evidenziando i transitori del calcio e le interazioni cellulari.

Imaging simultaneo della dinamica microgliale e dell'attività neuronale in un topo sveglio

Source: Mizuno, H., et al. In Vivo Imaging a due fotoni dei neuroni corticali nei topi neonatali. J. Vis. Exp. (2018)Questo video mostra la microscopia a due fotoni utilizzata per visualizzare i neuroni nel cervello di un cucciolo di topo transgenico anestetizzato. Il laser a due fotoni consente immagini più approfondite con un'elevata risoluzione spaziale e una dispersione della luce minima, consentendo l'acquisizione dettagliata della morfologia neuronale, comprese le proiezioni dendritiche.

Microscopia a due fotoni per l'imaging della morfologia neuronale in un cucciolo di topo

Fonte: Kato, D. et. al., Valutazione e manipolazione dell'attività neurale utilizzando la microscopia olografica a due fotoni. J. Vis. Exp. (2022)Questo video dimostra la tecnica di imaging a due fotoni combinata con l'optogenetica utilizzando la microscopia olografica. Utilizzando un modulatore di luce spaziale, questa tecnica consente una stimolazione neuronale precisa che esprime la proteina sensibile alla luce rossa e l'imaging del calcio con un fotodanno minimo. Questo approccio fornisce...

Microscopia olografica a due fotoni per studiare l'attività neurale e la connettività in un modello murino

Un metodo è descritto per l'etichettatura di neuroni con coloranti fluorescenti in predeterminate funzionali micro-domini della neocorteccia. Primo, imaging segnale intrinseco ottico viene utilizzato per ottenere una mappa funzionale. Poi microscopia a due fotoni è usato per l'etichetta e neuroni di immagine all'interno di un micro-dominio della mappa.

Etichettatura mirata di neuroni in una specifica funzionale Micro-dominio della neocorteccia combinando segnale intrinseca e due fotoni Imaging

Qui si descrivono le procedure sperimentali coinvolti in due fotoni di imaging di topo corteccia durante il comportamento in un ambiente di realtà virtuale.

Due fotoni Imaging di calcio in topi Navigazione una realtà ambiente virtuale

Questo video mostra la procedura di craniotomia che consente l'imaging cronico dei neuroni nella corteccia retrospleniale del topo utilizzando la microscopia a due fotoni in vivo nella linea transgenica Thy1-GFP. Questo approccio è combinato con l'iniezione di virus adeno-associato che esprime mCherry nell'ippocampo dorsale. Queste tecniche consentono il monitoraggio a lungo termine della plasticità strutturale dipendente dall'esperienza in RSC.

Simultanea a due fotoni<em&gt; In Vivo</em&gt; Imaging di Synaptic ingressi e degli obiettivi postsinaptici nella corteccia mouse retrosplenial

Presentiamo un metodo che unisce le registrazioni della intero-cellula patch-clamp e due-fotone imaging per registrare transitori di Ca2 + nei dendriti neuronali nelle fette del cervello acuto.

Imaging del due-fotone calcio nei dendriti neuronali nelle fette del cervello

Questo metodo descrive una preparazione cronica che consente l'accesso ottico all'ippocampo di topi viventi. Questa preparazione può essere utilizzata per eseguire l'imaging ottico longitudinale della plasticità strutturale neuronale e della plasticità cellulare evocata dall'attività per un periodo di diverse settimane.

Imaging longitudinale a due fotoni dell'ippocampo dorsale CA1 in topi vivi

Qui, descriviamo un protocollo che combina l'iniezione di virus adeno-associato con l'impianto di finestre craniche per l'imaging simultaneo delle dinamiche microgliali e dell'attività neuronale nei topi svegli.

Imaging simultaneo delle dinamiche microgliali e dell'attività neuronale in topi svegli

Se integrata con una piastra di testa e un design ottico compatibile con microscopi a singolo e due fotoni, la lente del microprisma presenta un vantaggio significativo nella misurazione delle risposte neurali in una colonna verticale in diverse condizioni, inclusi esperimenti ben controllati in stati di fissazione della testa o compiti comportamentali naturali in animali che si muovono liberamente.

Imaging a lungo termine di popolazioni neurali identificate utilizzando microprismi in animali che si muovono liberamente e fissano la testa

Scopri la microscopia olografica a due fotoni per valutare e manipolare l'attività neurale con alta risoluzione spaziotemporale nei modelli murini. Questo metodo avanzato aiuta a studiare i meccanismi dei disturbi neuropsichiatrici.

Valutazione e manipolazione dell'attività neurale mediante microscopia olografica a due fotoni

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