Name: Trapianto intra-peritoneale per la generazione di leucemia mieloide acuta nei topi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-01-06T14:10:00.000+00:00
Duration: 10 min 2 s
Description: Impara a generare leucemia mieloide acuta nei topi mediante trapianto intra-peritoneale di cellule leucemiche. Questo metodo offre un'alternativa più conveniente ed economica rispetto all'iniezione endovenosa convenzionale.

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Gli autori ringraziano la Flow Cytometry Core Facility dell'Huck Institute e la Histopathology Core Facility dell'Animal Diagnostic Laboratory, Dipartimento di Scienze Veterinarie e Biomediche, The Pennsylvania State University, per aver fornito un supporto tecnico tempestivo. Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni dell'American Institute for Cancer Research (KSP), Penn State College of Agricultural Sciences, Penn State Cancer Institute, USDA-NIFA project 4771, numero di adesione 00000005 a K.S.P. e R.F.P.

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<li>Nungestee, W., Wolf, A., Jourdonais, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+gastric+mucin+on+virulence+of+bacteria+in+intraperitoneal+injections+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+Society+for+Experimental+Biology+and+Medicine%22%5BJournal%5D)">Effect of gastric mucin on virulence of bacteria in intraperitoneal injections in the mouse.</a> Proceedings of the Society for Experimental Biology and Medicine. 30 (2), 120-121 (1932).</li>
<li>Gargiulo, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mice+anesthesia%2C+analgesia%2C+and+part+I%3A+anesthetic+considerations+in+preclinical+research%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+journal%22%5BJournal%5D)">Mice anesthesia, analgesia, and part I: anesthetic considerations in preclinical research.</a> ILAR journal. 53 (1), 55-69 (2012).</li>
<li>Leong, S. -K., Ling, E. -A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Labelling+neurons+with+fluorescent+dyes+administered+via+intravenous%2C+subcutaneous+or+intraperitoneal+route%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Labelling neurons with fluorescent dyes administered via intravenous, subcutaneous or intraperitoneal route.</a> Journal of Neuroscience Methods. 32 (1), 15-23 (1990).</li>
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<li>Cheng, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+bone+marrow-derived+MSCs+improves+cisplatinum-induced+renal+injury+through+paracrine+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Molecular+Pathology%22%5BJournal%5D)">Transplantation of bone marrow-derived MSCs improves cisplatinum-induced renal injury through paracrine mechanisms.</a> Experimental and Molecular Pathology. 94 (3), 466-473 (2013).</li>
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<li>Bazhanov, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraperitoneally+infused+human+mesenchymal+stem+cells+form+aggregates+with+mouse+immune+cells+and+attach+to+peritoneal+organs%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cell+Research+%26+Therapy%22%5BJournal%5D)">Intraperitoneally infused human mesenchymal stem cells form aggregates with mouse immune cells and attach to peritoneal organs.</a> Stem Cell Research & Therapy. 7, 27(2016).</li>
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<li>Krivtsov, A. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transformation+from+committed+progenitor+to+leukaemia+stem+cell+initiated+by+MLL-AF9%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Transformation from committed progenitor to leukaemia stem cell initiated by MLL-AF9.</a> Nature. 442 (7104), 818-822 (2006).</li>
<li>Chen, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Malignant+transformation+initiated+by+Mll-AF9%3A+gene+dosage+and+critical+target+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Cell%22%5BJournal%5D)">Malignant transformation initiated by Mll-AF9: gene dosage and critical target cells.</a> Cancer Cell. 13 (5), 432-440 (2008).</li>
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</ol>

Gli autori non dichiarano alcun conflitto di interessi.

Questi studi sopra descritti forniscono prove a sostegno del fatto che il trapianto di cellule Lin- è paragonabile alle cellule LSK nella generazione di LMA murina 1°. Inoltre, i dati attuali mostrano anche che l'iniezione i.p. è un metodo efficiente e conveniente per stabilire la LMA murina rispetto all'iniezione endovenosa (o r.o.).
Oltre alle cellule LSK, altre popolazioni come il progenitore granulocitario-monocitario (GMP), il progenitore linfoide comune (CLP) e il progenitore ...

La leucemia mieloide acuta (LMA) è un tipo di tumore ematologico di diversa eziologia con prognosi infausta1. La generazione di modelli animali AML pone le basi per la comprensione delle sue complesse variazioni e patobiologia nel tentativo di scoprire nuove terapie2. La leucemogenesi nei topi comporta il trapianto di cellule donatrici che esprimono oncoproteine di fusione, comprese le fusioni che coinvolgono il gene della leucemia a linea mista (MLL) per indurre potentemente la LMA, per imitare la malattia nell'uomo3. Varie origini cellulari di cellule donatrici sono state riportate nel trapianto di AML4 associata al gene MLL, con pochissime conoscenze sulle cellule responsabili dell'origine della malattia.
Sono state sviluppate molteplici vie per il trapianto nei topi; piuttosto che un'iniezione intra-femorale, che introduce direttamente cellule donatrici mutanti nel midollo osseo5, un'iniezione endovenosa che utilizza il plesso del seno venoso, la vena caudale e la vena giugulare è stata ampiamente utilizzata per generare modelli murini di LMA 6,7,8,9. Nel caso dell'iniezione retroorbitale (r.o.), vari svantaggi intrinseci, come la limitazione del volume, l'elevata richiesta tecnica, le poche possibilità di ripetuti tentativi o errori e potenziali lesioni oculari, sono stati importanti ostacoli con alternative limitate o non praticabili7. L'iniezione della vena caudale può avere problemi simili oltre alle lesioni locali; Per facilitare la procedura, i topi spesso devono essere riscaldati per dilatare le vene della coda10. È anche difficile individuare la vena caudale senza una fonte di luce aggiuntiva, in particolare nel ceppo C57BL / 6 dei topi. Per l'iniezione della vena giugulare, il personale di ricerca richiede una formazione sufficiente per localizzare la vena e limitare le possibili complicanze. Inoltre, sia le iniezioni di seno venoso che di vena giugulare devono essere eseguite in anestesia, il che aggiunge un altro livello di complessità. Pertanto, si è tentati di esplorare nuove vie per il trapianto per facilitare la creazione di modelli murini AML.
L'iniezione intraperitoneale (i.p.) è comunemente usata per somministrare farmaci, coloranti e anestetici 11,12,13,14,15; È stato anche usato per introdurre cellule ematopoietiche per l'ematopoiesi ectopica16 e per trapiantare cellule staminali mesenchimali derivate dal midollo osseo in vari modelli murini 17,18,19,20,21. Tuttavia, è stato usato raramente per stabilire neoplasie ematopoietiche nei topi, in particolare per studiare la progressione della malattia AML.
Il presente studio descrive la fattibilità dell'iniezione di i.p. nella generazione di modelli murini AML, oltre a confrontare l'efficienza del trapianto di popolazioni di lignaggio negativo (Lin-) e Lin-Sca-1 + c-Kit + (LSK) come cellule donatrici. Questi risultati forniscono un modo semplice ed efficiente per generare modelli sperimentali di LMA e leucemie mieloidi correlate. Tale metodo ha il potenziale per migliorare la nostra comprensione dei meccanismi della malattia e fornire un modello relativamente facile per testare terapie sperimentali.

<table><tbody><tr><td>a-Seleziona le cellule competenti&nbsp;</td><td>Bioline</td><td>BIO-85027</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro di ammonio (NH4Cl)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Cat# A-9434</td><td></td></tr><tr><td>Ampicillina</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Cat# A0797</td><td></td></tr><tr><td>Albumina sierica bovina (BSA), Frazione V&mdash; Basso grado di endotossine</td><td>Gemini bio-prodotti</td><td>Cat# 700-102P</td><td></td></tr><tr><td>Ciprofloxacina HCl</td><td>GoldBio.com</td><td>Cat# C-861-100</td><td></td></tr><tr><td>DMEM, alto glucosio, senza glutammina</td><td>Gibco</td><td>Cat# 11960-044</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco' s Soluzione salina tamponata con fosfato (PBS)</td><td>Corning</td><td>Cat# 21-031-CV</td><td></td></tr><tr><td>EDTA, sale disodico (EDTA-2Na), diidrato, grado di biologia molecolare</td><td>Calbiochem</td><td>Cat# 324503</td><td></td></tr><tr><td>Siero fetale bovino - Premium Select</td><td>Atlanta Biologicals</td><td>Cat# S11550</td><td></td></tr><tr><td>Holo-transferrina, bovino</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Cat# T1283</td><td></td></tr><tr><td>Soluzione di insulina umana</td><td>Sigma</td><td>Cat# I-9278</td><td></td></tr><tr><td>Iscove's Modified Dulbecco's Medium (IMDM)</td><td>Gibco</td><td>Cat# 12440-053</td><td></td></tr><tr><td>L-glutammina 200 mM (100&times;) soluzione</td><td>HyClone, Gelifesciences</td><td>Cat# SH30034.01</td><td></td></tr><tr><td>LB brodo, Lennox</td><td>NEOGEN</td><td>Cat #: 7290A</td><td></td></tr><tr><td>LB Brodo con agar (Miller)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Cat# L-3147</td><td></td></tr><tr><td>Mouse anti-topo CD45.1 (FITC)</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>Cat# 130-124-211</td><td></td></tr><tr><td>Interleuchina di topo-3 (IL-3)</td><td>Gemini bio-products</td><td>Cat# 300-324P</td><td></td></tr><tr><td>Interleuchina di topo-6 (IL-6)</td><td>Gemini bio-products</td><td>Cat# 300-327P</td><td></td></tr><tr><td>Fattore di cellule staminali di topo (SCF)</td><td>Gemini bio-products</td><td>Cat# 300-348P</td><td></td></tr><tr><td>Soluzione di penicillina-streptomicina, 100x</td><td>Corning</td><td>Cellule Cat# 30-002-CI</td><td></td></tr><tr><td>Phenix-Eco (pECO)</td><td>ATCC</td><td>CRL-3214</td><td></td></tr><tr><td>Bicarbonato di potassio (KHCO3), Granulare</td><td>JT. Baker</td><td>Cat# 2940-01</td><td></td></tr><tr><td>Ratto anti-topo CD117 (c-kit) (APC)</td><td>BioLegend&nbsp;</td><td>Cat # 105812</td><td></td></tr><tr><td>Rat anti-mouse Ly-6A/E (Sca-1) (PE-Cy7)</td><td>BD Pharmingen</td><td>Cat# 558162</td><td></td></tr><tr><td>Recombinant Murine Flt3-Ligand</td><td>Pepro Tech, INC.</td><td>Cat# 250-31L</td><td></td></tr><tr><td>Frammento di fibronectina umana ricombinante RetroNectina</td><td>TaKaRa</td><td>Cat# T100A</td><td></td></tr><tr><td>TransIT-293 Reagente</td><td>MirusBio</td><td>Cat# MIR 2705</td><td></td></tr><tr><td>TRI Reagente</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Cat# T9424</td><td></td></tr><tr><td>Soluzione blu di tripano, 0,4%</td><td>Gibco</td><td>Cat # 15250061</td><td></td></tr><tr><td>Tripsina-EDTA (0,25%), rosso</td> <td>fenoloGibco</td><td>Cat# 25200-056</td><td></td></tr><tr><td>&beta;-Mercaptoetanolo (BME)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Cat# M3148</td><td></td></tr><tr><td>Saggi commerciali&nbsp; </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>EasySep Kit di isolamento delle cellule progenitrici ematopoietiche del topo&nbsp;</td><td>StemCell technologies</td> Kit di trascrizione inversa cDNA ad alta capacità <td>Cat# 19856A</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Thermo Fisher</td><td>Cat# 4368813</td><td></td></tr><tr><td>PerfeCTa qPCR SuperMix</td><td>Quanta Bio</td><td>Cat# 95051-500</td><td></td></tr><tr><td>Plasmid Maxi Kit (25)</td><td>Qiagen</td><td>Cat#:12163</td><td></td></tr><tr><td>Animals</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ai14TdTomato topi</td><td>Jackson Laboratory</td><td>Strain # 007914</td><td></td></tr><tr><td>CD45.1 C57BL6/J topi & nbsp;</td><td>Ceppo di laboratorio Jackson</td><td># 002014</td><td></td></tr><tr><td>topi CD45.2 C57BL6 / J</td><td>Jackson Laboratory</td><td>Strain # 000664</td><td></td></tr><tr><td>Strumenti e software</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Adobe illustrator&nbsp;</td><td>Versione 25.2.3</td><td></td><td></td></tr><tr><td>BD accuri C6 citometro a flusso</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>FlowJo 10.8.0</td><td>BD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>GeneSys programma software</td><td>Versione 1.5.7.0</td><td></td><td></td></tr><tr><td>GraphPad Prism versione 6&nbsp;</td><td>GraphPad</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hemavet 950FS&nbsp;</td><td>Drew Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>7300 Sistema di PCR in tempo reale</td><td>Biosystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>applicata Syngene G:BOX Chemi XR5 Chemiluminescenza Fluorescenza Imaging</td><td>G:Box Chemi</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

trapianto intra-peritoneale per la generazione di leucemia mieloide acuta nei topi

Intra-Peritoneal Transplantation for Generating Acute Myeloid Leukemia in Mice

C'è un bisogno insoddisfatto di nuove terapie per trattare la leucemia mieloide acuta (LMA) e la ricaduta associata che coinvolge le cellule staminali persistenti della leucemia (LSC). Un modello sperimentale di roditore AML per testare terapie basate sul trapianto di successo di queste cellule tramite iniezioni retro-orbitali nei topi riceventi è irto di sfide. Lo scopo di questo studio era quello di sviluppare un metodo semplice, affidabile e coerente per generare un robusto modello murino di LMA utilizzando una via intra-peritoneale. Nel presente protocollo, le cellule del midollo osseo sono state trasdotte con un retrovirus che esprime oncoproteina di fusione umana MLL-AF9. È stata testata l'efficienza delle popolazioni di lignaggio negativo (Lin-) e Lin-Sca-1+c-Kit+ (LSK) come LSC donatrici nello sviluppo della LMA primaria ed è stata adottata l'iniezione intraperitoneale come nuovo metodo per generare LMA. Il confronto tra iniezioni intra-peritoneali e retro-orbitali è stato fatto in trapianti seriali per confrontare e contrastare i due metodi. Entrambe le cellule Lin e LSK trasdotte con il virus umano MLL-AF9 si sono innestate bene nel midollo osseo e nella milza dei riceventi, portando a una LMA conclamata. L'iniezione intra-peritoneale di cellule donatrici ha stabilito la LMA nei riceventi dopo il trapianto seriale e l'infiltrazione delle cellule AML è stata rilevata nel sangue, nel midollo osseo, nella milza e nel fegato dei riceventi mediante citometria a flusso, qPCR e analisi istologiche. Pertanto, l'iniezione intraperitoneale è un metodo efficiente di induzione della LMA utilizzando il trapianto seriale di cellule leucemiche del donatore.

Confronto dell'efficienza del trapianto di cellule LMA murine utilizzando vie di trapianto r.o. e i.p. In precedenza, l'istituzione di 1° AML è stata riportata in topi riceventi trapiantati retroorbitalmente con cellule LSK trasdotte MLL-AF9 e la trapiantabilità di 1° cellule AML è stata dimostrata mediante trapianto seriale30. Il presente studio è il primo a valutare la possibilità di utilizzare le cellule Lin- del midollo osseo per eseguire il trapianto. La presenz...

Qui, l'iniezione intra-peritoneale delle cellule leucemiche viene utilizzata per stabilire e propagare la leucemia mieloide acuta (LMA) nei topi. Questo nuovo metodo è efficace nel trapianto seriale di cellule LMA e può servire come alternativa per coloro che possono sperimentare difficoltà e incongruenze con l'iniezione endovenosa nei topi.

Trapianto intra-peritoneale per la generazione di leucemia mieloide acuta nei topi

There is an unmet need for novel therapies to treat acute myeloid leukemia (AML) and the associated relapse that involves persistent leukemia stem cells ...

Questo protocollo è significativo perché le cellule lin-negative e le cellule SK isolate dagli stessi topi donatori non avevano alcuna differenza apparente nella generazione di LMA indotta da MLL-AF9. Inoltre, l'iniezione IP di cellule leucemiche può sviluppare con successo un modello murino di LMA. Rispetto ai metodi di trapianto convenzionali, questa tecnica è più conveniente e meno costosa.Per iniziare, sterilizzare il topo femmina CD45.1 C57BL/6J di 8-10 settimane con etanolo al 70%. Posizionare il mouse su un tampone chirurgico sterile su una tavola di polistirolo e fissare le gambe attraverso le zampe del mouse. Tagliare la pelle sopra la cavità addominale sulla linea mediana e allargare lo spazio sottocutaneo verso le zampe posteriori con forbici sterili affilate.Estendere l'incisione dalla linea mediana addominale fino alle caviglie e allargare lo spazio sottocutaneo sotto le zampe posteriori con le lame delle forbici affilate. Tagliare il tendine d'Achille con forbici affilate. Tenere il tendine usando una pinza con i denti e tagliare l'altra estremità attaccata al femore per rimuovere il muscolo gastrocnemio.Tagliare il tendine del quadricipite attaccato al ginocchio con forbici affilate. Tenere il tendine e tagliare la testa muscolare attaccata al femore per rimuovere il muscolo gastrocnemio. Tagliare gli altri muscoli che circondano il femore all'estremità attaccata alla tibia.Quindi, tagliare la caviglia con forbici affilate, assicurandosi che la tibia rimanga intatta. Tenere l'estremità distale del femore e tagliare l'articolazione dell'anca con forbici affilate, assicurandosi che la testa del femore rimanga intatta. Trasferire le tibie e i femori in un tampone di flusso in un tubo da 15 millilitri.Separare la tibia e il femore rompendo il ginocchio a mano. Rimuovere la rotula, la cartilagine e i condili femorali per esporre il plateau tibiale e il femore distale. Rimuovere i muscoli con una garza sterile e immergere le ossa in un tampone di flusso.Tagliare il collo del femore e lavare le cellule del midollo osseo con tampone di flusso da entrambe le estremità del femore utilizzando una siringa da 10 millilitri con un ago calibro 23. Quindi, tagliare il malleolo tibiale e lavare le cellule del midollo osseo con tampone di flusso da entrambe le estremità della tibia. Disperdere le cellule pipettando su e giù usando una siringa da 10 millilitri con un ago da 18 gauge.Centrifugare la sospensione monocellulare a quattro gradi Celsius e 400 G per tre minuti. Scartare il surnatante e risospendere le cellule in cinque millilitri di globuli rossi, o RBC, tampone di lisi per lisare i globuli rossi per tre minuti. Aggiungere cinque millilitri di tampone di flusso per fermare la lisi.Quindi centrifugare la sospensione cellulare e risospendere il pellet in cinque millilitri di tampone di flusso. Posizionare un filtro cellulare da 70 micron su un tubo da 50 millilitri e passare la sospensione attraverso il filtro per raccogliere le celle. Regolare la concentrazione della cella con tampone di flusso a una volta 10 all'otto per millilitro in tubi di polipropilene a fondo tondo.Selezionare le cellule negative del lignaggio utilizzando un kit di isolamento delle cellule ematopoietiche del topo secondo le istruzioni del produttore. Una volta fatto, centrifugare le cellule staminali ematopoietiche selezionate e le cellule negative del lignaggio non selezionate e risospendere in tre millilitri di 2X di citochine, mezzi IMDM e tre millilitri di surnatante virale in un piatto rivestito retro-riducente. Incubare il piatto in un incubatore umidificato al 5% di anidride carbonica a 37 gradi Celsius per 6 o 24 ore.Dopo la trasduzione, raccogliere le cellule mediante centrifugazione. Se necessario, utilizzare la tripsina per raccogliere le cellule attaccate al fondo del piatto. Scartare il surnatante e risospendere il pellet in PBS preriscaldato.Iniettare cellule nel topo ricevente primario retroorbitalmente o intraperitonealmente con un mezzo ago calibro 27. Monitorare il mouse ogni giorno. Dopo un mese, raccogliere il sangue settimanalmente mediante sanguinamento retroorbitale per monitorare la leucocitosi valutando l'emocromo completo su un HEMAVET.Proptose l'occhio con il pollice e l'indice, quindi penetrare nel plesso del seno venoso con un tubo capillare ematocrito sterile attraverso il canto interno. Raccogliere da 20 a 25 microlitri di sangue in un tubo di raccolta del sangue EDTA e chiudere le palpebre per fermare l'emorragia. Applicare una goccia di soluzione oftalmica di gentamicina solfato sull'occhio.Quando i globuli bianchi raggiungono quattro volte 10 alle quattro cellule per microlitro, isolare le cellule del midollo osseo lavando i femori e le tibie con tampone di flusso, seguito da lisi dei globuli rossi come descritto in precedenza. Successivamente, per raccogliere gli splenociti, posizionare il mouse su un tampone chirurgico sterile su una tavola di polistirolo e fissare le gambe attraverso le zampe del topo. Sterilizzare il mouse con etanolo al 70%.Tagliare la pelle e il muscolo sulla linea mediana per esporre la cavità addominale con forbici sterili affilate. Isolare la milza e metterla in un buffer di flusso in un tubo da 15 millilitri. Mescolare la milza attraverso un filtro da 70 micron in un piatto di sei centimetri con tre millilitri di buffer di flusso.Trasferire le cellule dal piatto a un tubo da 15 millilitri, quindi centrifugare la sospensione monocellulare, scartare il surnatante e risospendere il pellet in cinque millilitri di tampone di lisi RBC per tre minuti. Aggiungere cinque millilitri di tampone di flusso per fermare la lisi e centrifugare la sospensione cellulare. Risospendere il pellet in cinque millilitri di tampone di flusso, mescolare e passare attraverso un filtro a celle da 70 micron per raccogliere le cellule in un tubo da 50 millilitri.Identificare le cellule della leucemia mieloide acuta primaria, o LMA, colorando gli splenociti e le cellule del midollo osseo con l'anticorpo CD45.1 coniugato FITC e rilevando su un citometro a flusso. Le cellule vengono prima controllate su FSC-A FSC-H e FSC-A SSC-A per acquisire singoletti. La popolazione CD45.1 positiva è controllata sul grafico FL1 confrontandolo con le cellule non colorate.Per il trapianto secondario, risospendere le cellule spleniche LMA CD45.1 da riceventi retroorbitali primari in PBS e iniettarle retroorbitalmente nel topo maschio CD45.2. La presenza di leucocitosi aberrante e una maggiore infiltrazione di cellule leucemiche nel midollo osseo e nella milza supporta la fattibilità dell'utilizzo di cellule negative del midollo osseo per generare LMA primaria. Non sono state osservate differenze significative nei riceventi primari tradotti con LSK o cellule negative per il lignaggio.Le cellule AML si diffondono nella cavità addominale dei riceventi primari dalla leucemia a linea mista o dalle cellule negative trasdotte della linea MLL-AF9. Questi risultati hanno anche confermato l'istituzione di LMA primaria tramite iniezione intraperitoneale di cellule negative della linea del midollo osseo trasdotte MLL-AF9 sotto forma di leucocitosi e la presenza di cellule LMA nel midollo osseo e nella milza dei topi riceventi. Tuttavia, il trapianto primario tramite iniezione intraperitoneale ha richiesto più tempo per sviluppare AML rispetto all'iniezione retro-orbitale nonostante lo stesso numero di cellule donatrici.I riceventi secondari hanno mostrato leucocitosi ed epatosplenomegalia significativa in meno di un mese dopo il trapianto. Le cellule AML sono state rilevate anche nel sangue periferico, nel midollo osseo e nella milza, nonché nella cavità peritoneale. L'iniezione intraperitoneale di otto volte 10 alle cinque cellule AML ha ottenuto un attecchimento paragonabile all'iniezione retro-orbitale di otto volte 10 alle cinque AML.I topi riceventi terziari mostravano acutamente segni di LMA tra cui leucocitosi ed epatosplenomegalia, presenza di cellule leucemiche nel sangue, nel midollo osseo e nella milza, l'osservazione istologica del femore e della milza dimostravano ulteriormente l'infiltrazione delle cellule leucemiche. Rispetto ai trapianti secondari e terziari, il trapianto terziario è progredito molto più velocemente del trapianto secondario. Per il modello corrente, l'ordinamento delle celle LSK non è necessario.Le cellule Lin-negative possono essere trasdotte con il virus AML per 6 ore o 24 ore. Non influirà sull'efficienza dell'istituzione del modello.

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Trapianto intra-peritoneale per la generazione di leucemia mieloide acuta nei topi

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