Name: Raccolta di parassiti marini di pesci isopodi gnatidi con trappole luminose (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-09-25T14:35:00.000+00:00
Duration: 6 min 43 s
Description: Scopri un metodo efficiente per raccogliere isopodi gnatidi parassiti marini utilizzando trappole luminose in barriere coralline remote. Questa tecnica facilita lo studio della dinamica ecologica dei parassiti e delle loro interazioni con i pesci.

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Il finanziamento è stato fornito dalla US National Science Foundation (NSF OCE 2023420 e DEB 2231250, P. Sikkel PI). Ringraziamo il comune di Dumaguete City, Negros Oriental, Filippine, per il permesso di condurre questo studio. Ringraziamo anche i numerosi volontari per la loro assistenza sul campo e lo staff e i nostri colleghi dell'Istituto universitario Silliman per le scienze ambientali e marine per il loro supporto.

La raccolta di campioni è stata autorizzata dal Dipartimento dell'agricoltura-Ufficio della pesca e delle risorse acquatiche (0154-18 DA-BFAR) in conformità con le leggi e i regolamenti filippini (RA 9147; FAO 233) e approvato dal comitato per l'etica animale della Silliman University (SU).
1. Trappole luminose
<ol><li>Costruzione<ol><li>Costruisci trappole luminose da tubi commerciali in cloruro di polivinile (PVC) originariamente progettati per l'impianto idraulico. Utilizzare PVC di 10-15 cm di diametro tagliato a 30-40 cm di lunghezza (Figura 1).</li>
		<li>Ad entrambe le estremità dei tubi, aggiungere "tappi" in PVC con un imbuto acrilico trasparente inserito al centro dell'apertura e incollare in posizione con colla epossidica trasparente (Figura 1). Lasciate asciugare.</li>
		<li>Assicurarsi che un'estremità del tubo abbia un coperchio avvitabile o altrimenti rimovibile e che entrambe le estremità siano a tenuta stagna quando la trappola è "chiusa" (ad esempio, con l'aggiunta di un O-ring).</li>
	</ol></li>
	<li>Sorgente luminosa<ol><li>Prima dell'installazione, accendere una luce/torcia subacquea (vedere Tabella dei materiali) e posizionarla nel tubo, di fronte a uno degli imbuti trasparenti, in modo che la luce della torcia subacquea illumini l'area davanti a un lato del tubo. Se necessario, i bastoncini luminosi chimici possono essere utilizzati al posto delle torce subacquee, sebbene la loro intensità luminosa sia inferiore. NOTA: La luce attira una varietà di piccoli organismi notturni31, compresi gli gnatiidi, e li spinge a nuotare nel tubo attraverso l'imbuto trasparente. Una volta entrati nel tubo, non sono in grado di fuggire a causa della geometria della trappola di luce (piccola apertura a imbuto) e della presenza continua di una fonte di luce.</li>
	</ol></li>
	<li>Collocamento<ol><li>Quando sei in acqua nel sito di distribuzione, riempi le trappole luminose, con la luce accesa, con acqua di mare e fissa entrambe le estremità. Per garantire che la torcia non sia sotto o non blocchi la punta dell'imbuto, inclinare la "parte anteriore" del tubo verso l'alto per consentire alla torcia di scivolare indietro lontano dall'imbuto.</li>
		<li>Posiziona trappole sul fondo del mare, nella sabbia o nelle macerie, accanto a teste di corallo o altre strutture complesse note per attirare i pesci. Focalizzare il cono di luce "verso l'interno", verso le aree in cui i pesci si aggregano. NOTA: In acque poco profonde, le trappole possono essere posizionate con immersioni in apnea. Una distribuzione più profonda richiede immersioni.</li>
	</ol></li>
	<li>Recupero<ol><li>Immediatamente prima di recuperare la trappola, sigillare le aperture di entrambi gli imbuti (su entrambe le estremità del tubo) con un pezzo di argilla modellante o tappo di gomma sigillante, mantenendo tutta l'acqua di mare e gli organismi contenuti all'interno. NOTA: Gli organismi rimarranno nella trappola una volta che le batterie delle luci saranno scadute e la luce non sarà più accesa. Ciò fornisce flessibilità quando le trappole vengono recuperate ("tempo di immersione"). I fattori da considerare quando si decide il tempo di ammollo sono presentati di seguito (vedi Discussione).</li>
	</ol></li>
	<li>Trasporto<ol><li>Una volta che le trappole sono state recuperate dal fondo, portatele su una barca o nuotate a riva.</li>
		<li>Mantenere le trappole vicino alla temperatura ambiente dell'acqua di mare una volta rimosse dall'oceano.</li>
		<li>Trasportarli in laboratorio per la lavorazione il prima possibile poiché non avverrà alcuno scambio di gas o acqua una volta rimossi dall'oceano.</li>
	</ol></li>
</ol>2 Elaborazione in laboratorio
<ol><li>Conservazione e filtraggio dei campioni<ol><li>Una volta che le trappole luminose vengono rimosse dall'oceano e riportate al laboratorio, svuotare il loro contenuto in secchi con acqua di mare fresca.</li>
		<li>Aggiungere aerazione per mantenere in vita gli organismi fino al filtraggio.</li>
		<li>Filtrare il contenuto del secchio versando attraverso un imbuto rivestito con una rete di plancton da 50-100 μm, quindi svuotare il contenuto in un contenitore da 100 ml di acqua di mare fresca.</li>
		<li>Utilizzare una pipetta per attingere da questo contenitore più piccolo per posizionare le aliquote del campione in una capsula di Petri per la microscopia. Ripetere l'operazione fino a quando l'intero campione non è stato elaborato.</li>
	</ol></li>
	<li>Identificazione e allevamento degli isopodi gnatidi<ol><li>Poiché i campioni di trappole luminose attirano più specie di piccoli invertebrati, esaminare attentamente i campioni per identificare e rimuovere gli isopodi gnathiidi. L'ingrandimento 10-20x è il migliore per questo compito (Figura 2). NOTA: L'identificazione degli gnatidi a livello familiare non richiede esemplari viventi. Tuttavia, gli gnatidi adulti, che raramente vengono catturati in trappole luminose, sono necessari per l'identificazione morfologica delle specie e l'allevamento (vedi riferimento 1,3,9 per una metodologia per l'allevamento e l'allevamento degli gnatidi in cattività).</li>
		<li>Nei casi in cui gli gnatidi devono essere tenuti in vita per l'allevamento, rimuoverli delicatamente con una pipetta e metterli in piccoli contenitori di plastica di acqua di mare fresca.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol><li>Sikkel, P. C., Welicky, R. L. The ecological significance of parasitic crustaceans. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSikkel%2C+PC+%22Parasitic+Crustacea%22">Parasitic Crustacea</a>. 17 (17), Springer. Cham. 421-477 (2019).</li>
<li>Svavarsson, J., Bruce, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+gnathiid+isopod+crustaceans+%28Cymothoida%29+from+Heron+Island+and+Wistari+Reef%2C+southern+Great+Barrier+Reef%5BTitle%5D)+AND+%22Zootaxa%22%5BJournal%5D)">New gnathiid isopod crustaceans (Cymothoida) from Heron Island and Wistari Reef, southern Great Barrier Reef.</a> Zootaxa. 4609 (1), 4609(2019).</li>
<li>Shodipo, M. O., Sikkel, P. C., Smit, N. J., Hadfield, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((First+record+and+molecular+characterisation+of+two+Gnathia+species+%28Crustacea%2C+Isopoda%2C+Gnathiidae%29+from+Philippine+coral+reefs%2C+including+a+summary+of+all+Central-Indo+Pacific+Gnathia+species%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+for+Parasitology%3A+Parasites+and+Wildlife%22%5BJournal%5D)">First record and molecular characterisation of two Gnathia species (Crustacea, Isopoda, Gnathiidae) from Philippine coral reefs, including a summary of all Central-Indo Pacific Gnathia species.</a> International Journal for Parasitology: Parasites and Wildlife. 14, 355-367 (2021).</li>
<li>Losey, G. S. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cleaning+symbiosis+in+Puerto+Rico+with+comparison+to+the+tropical+Pacific%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Cleaning symbiosis in Puerto Rico with comparison to the tropical Pacific.</a> 4 (4), 960-970 (1974).</li>
<li>Grutter, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parasite+infestation+increases+on+coral+reefs+without+cleaner+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Reefs%22%5BJournal%5D)">Parasite infestation increases on coral reefs without cleaner fish.</a> Coral Reefs. 37, 15-24 (2018).</li>
<li>Smit, N. J., Davies, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+curious+life-style+of+the+parasitic+stages+of+gnathiid+isopods%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Parasitology.+58%22%5BJournal%5D)">The curious life-style of the parasitic stages of gnathiid isopods.</a> Advances in Parasitology. 58. , 289-391 (2004).</li>
<li>Tanaka, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+history+of+gnathiid+isopods-current+knowledge+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22Plankton+and+Benthos+Research%22%5BJournal%5D)">Life history of gnathiid isopods-current knowledge and future directions.</a> Plankton and Benthos Research. 2 (1), 1-11 (2007).</li>
<li>Sikkel, P. C., Schaumburg, C. S., Mathenia, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diel+infestation+dynamics+of+gnathiid+isopod+larvae+parasitic+on+Caribbean+reef+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Reefs%22%5BJournal%5D)">Diel infestation dynamics of gnathiid isopod larvae parasitic on Caribbean reef fish.</a> Coral Reefs. 25, 683-689 (2006).</li>
<li>Santos, T. R. N., Sikkel, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Habitat+associations+of+fish-parasitic+gnathiid+isopods+in+a+shallow+reef+system+in+the+central+Philippines%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Biodiversity%22%5BJournal%5D)">Habitat associations of fish-parasitic gnathiid isopods in a shallow reef system in the central Philippines.</a> Marine Biodiversity. 4, 83-96 (2019).</li>
<li>Nagel, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+vision+in+host-finding+behaviour+of+the+ectoparasite+Gnathia+falcipenis+%28Crustacea%29%5BTitle%5D)+AND+%22Isopoda%29.+Marine+and+Freshwater+Behaviour+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">The role of vision in host-finding behaviour of the ectoparasite Gnathia falcipenis (Crustacea).</a> Isopoda). Marine and Freshwater Behaviour and Physiology. 42 (1), 31-42 (2009).</li>
<li>Sikkel, P. C., Sears, W. T., Weldon, B., Tuttle, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+experimental+field+test+of+host-finding+mechanisms+in+a+Caribbean+gnathiid+isopod%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Biology%22%5BJournal%5D)">An experimental field test of host-finding mechanisms in a Caribbean gnathiid isopod.</a> Marine Biology. 158, 1075-1083 (2011).</li>
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<li>Sikkel, P. C., Cheney, K. L., Côté, I. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+evidence+for+ectoparasites+as+a+proximate+cause+of+cleaning+interactions+in+reef+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Behaviour%22%5BJournal%5D)">In situ evidence for ectoparasites as a proximate cause of cleaning interactions in reef fish.</a> Animal Behaviour. 68 (2), 241-247 (2004).</li>
<li>Sikkel, P. C., Herzlieb, S. E., Kramer, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compensatory+cleaner-seeking+behavior+following+spawning+in+female+yellowtail+damselfish%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Ecology+Progress+Series%22%5BJournal%5D)">Compensatory cleaner-seeking behavior following spawning in female yellowtail damselfish.</a> Marine Ecology Progress Series. , 1-11 (2005).</li>
<li>Triki, Z., Grutter, A. S., Bshary, R., Ros, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+short-term+exposure+to+ectoparasites+on+fish+cortisol+and+hematocrit+levels%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Biology%22%5BJournal%5D)">Effects of short-term exposure to ectoparasites on fish cortisol and hematocrit levels.</a> Marine Biology. 163, 1-6 (2016).</li>
<li>Hayes, P. M., Smit, N. J., Grutter, A. S., Davies, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unexpected+response+of+a+captive+blackeye+thicklip%2C+Hemigymnus+melapterus+%28Bloch%29%2C+from+Lizard+Island%2C+Australia%2C+exposed+to+juvenile+isopods+Gnathia+aureamaculosa+Ferreira+%26+Smit%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Fish+Diseases%22%5BJournal%5D)">Unexpected response of a captive blackeye thicklip, Hemigymnus melapterus (Bloch), from Lizard Island, Australia, exposed to juvenile isopods Gnathia aureamaculosa Ferreira & Smit.</a> Journal of Fish Diseases. 34 (7), 563-566 (2011).</li>
<li>Grutter, A. S., Pickering, J. L., McCallum, H., McCormick, M. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+micropredatory+gnathiid+isopods+on+young+coral+reef+fishes%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Reefs%22%5BJournal%5D)">Impact of micropredatory gnathiid isopods on young coral reef fishes.</a> Coral Reefs. 27 (3), 655-661 (2008).</li>
<li>Artim, J. M., Sellers, J. C., Sikkel, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micropredation+by+gnathiid+isopods+on+settlement-stage+reef+fish+in+the+eastern+Caribbean+Sea%5BTitle%5D)+AND+%22Bulletin+of+Marine+Science%22%5BJournal%5D)">Micropredation by gnathiid isopods on settlement-stage reef fish in the eastern Caribbean Sea.</a> Bulletin of Marine Science. 91 (4), 479-487 (2015).</li>
<li>Sellers, J. C., Holstein, D. M., Botha, T. L., Sikkel, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lethal+and+sublethal+impacts+of+a+micropredator+on+post-settlement+Caribbean+reef+fishes%5BTitle%5D)+AND+%22Oecologia%22%5BJournal%5D)">Lethal and sublethal impacts of a micropredator on post-settlement Caribbean reef fishes.</a> Oecologia. 189, 293-305 (2019).</li>
<li>Allan, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parasite+infection+directly+impacts+escape+response+and+stress+levels+in+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Parasite infection directly impacts escape response and stress levels in fish.</a> Journal of Experimental Biology. 223 (16), (2020).</li>
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<li>Sikkel, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nocturnal+migration+reduces+exposure+to+micropredation+in+a+coral+reef+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Bulletin+of+Marine+Science%22%5BJournal%5D)">Nocturnal migration reduces exposure to micropredation in a coral reef fish.</a> Bulletin of Marine Science. 93 (2), 475-489 (2017).</li>
<li>Artim, J. M., Hook, A., Grippo, R. S., Sikkel, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predation+on+parasitic+gnathiid+isopods+on+coral+reefs%3A+a+comparison+of+Caribbean+cleaning+gobies+with+non-cleaning+microcarnivores%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Reefs%22%5BJournal%5D)">Predation on parasitic gnathiid isopods on coral reefs: a comparison of Caribbean cleaning gobies with non-cleaning microcarnivores.</a> Coral Reefs. 36, 1213-1223 (2017).</li>
<li>Artim, J. M., Sikkel, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+coral+repels+a+common+reef+fish+ectoparasite%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Reefs%22%5BJournal%5D)">Live coral repels a common reef fish ectoparasite.</a> Coral Reefs. 32, 487-494 (2013).</li>
<li>Paula, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+corals+on+the+abundance+of+a+fish+ectoparasite+in+the+Great+Barrier+Reef%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Reefs%22%5BJournal%5D)">The role of corals on the abundance of a fish ectoparasite in the Great Barrier Reef.</a> Coral Reefs. 40, 535-542 (2021).</li>
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<li>Artim, J. M., Sikkel, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+sampling+methodologies+and+estimation+of+population+parameters+for+a+temporary+fish+ectoparasite%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+for+Parasitology%3A+Parasites+and+Wildlife%22%5BJournal%5D)">Comparison of sampling methodologies and estimation of population parameters for a temporary fish ectoparasite.</a> International Journal for Parasitology: Parasites and Wildlife. 5 (2), 145-157 (2016).</li>
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</ol>

Gli autori non dichiarano alcuna divulgazione da fare.

Le trappole luminose tradizionali, come quelle utilizzate per la raccolta dei pesci larvali, sono di grandi dimensioni e sono sospese nella colonna d'acqua34. Al contrario, le trappole luminose qui descritte sono piccole e dispiegate sul fondo del mare. Queste trappole possono essere facilmente trasportate e rapidamente dispiegate. Possono essere posizionati con apnea (libera) in siti poco profondi (come in questo studio) o immersioni in siti più profondi, e attirano sia nutriti che non nutriti.<b...

I crostacei parassiti sono importanti nell'ecologia e nelle storie di vita dei pesci di barriera. La biomassa e l'energia che rimuovono dai loro ospiti sono considerevoli e influenzano il comportamento, la fisiologia e la sopravvivenza1. I crostacei isopodi gnatidi rappresentano il gruppo più importante di parassiti dei pesci nei sistemi di barriera tropicale e subtropicale, dove sono abbondanti e diversificati 2,3 e sono il principale alimento dei pesci più puliti 4,5. Gli gnatidi hanno generalmente dimensioni di 1-3 mm. Hanno storie di vita insolite in cui solo i tre stadi giovanili si nutrono del sangue e dei fluidi corporei dei pesci 6,7. Sono più attivi di notte 8,9, e mentre la visione sembra giocare un certo ruolo, la ricerca dell'ospite 10 si basa fortemente sui segnali olfattivi per trovare gli ospiti11,12. Ciascuna delle tre fasi di alimentazione del novellame si nutre di un singolo pesce ospite, con ogni alimentazione separata da una fase di muta. Dopo l'alimentazione finale, le larve del terzo stadio si trasformano in adulti non nutrienti, che si riproducono e poi muoiono. Dato che l'alimentazione richiede solo una breve associazione con l'ospite, mentre ogni intervallo di interalimentazione dura giorni, gli gnatidi trascorrono la maggior parte della loro vita vivendo liberi nel benthos.
Gli gnatidi influenzano gli host in diversi modi1. A parte il loro ruolo come driver delle interazioni tra pesci più puliti e clienti 13,14,15, gli gnatidi possono aumentare i livelli di cortisolo e diminuire l'ematocrito negli ospiti adulti di pesci16 e in numero elevato, possono persino causare la morte 17. Per i pesci giovani, anche un singolo gnathiide può essere fatale18,19,20, e anche se il pesce sopravvive, la sua capacità di competere per lo spazio e sfuggire ai predatori è compromessa20,21,22. Evitare gli gnatidi può anche costituire uno dei benefici della migrazione notturna in alcuni pesci di barriera23.
Oltre ai pesci più puliti, le popolazioni gnatidi possono essere influenzate da altri micro pesci carnivori24, così come dai coralli25,26. Il riscaldamento degli oceani e la conseguente perdita di coralli vivi sembrano avere impatti opposti sugli gnatidi27,28,29.
Data la loro chiara importanza ecologica e la probabile influenza del cambiamento ambientale antropogenico sulle loro popolazioni, ci sono ragioni convincenti per includerli negli studi ecologici delle barriere coralline. Tuttavia, la loro storia di vita unica e il piccolo numero di ricercatori che li studiano creano una barriera allo sviluppo, all'implementazione e alla diffusione di metodi di campionamento affidabili e riproducibili per raccoglierli per la ricerca.
Le trappole luminose sono state a lungo utilizzate per raccogliere piccoli organismi marini di notte30,31. Sfruttano e si basano sul fatto che molti organismi notturni attivi, compresi gli artropodi, sono attratti dalla luce. Tradizionalmente sono stati utilizzati per raccogliere organismi planctonici nella colonna d'acqua30. Tuttavia, i principi di base possono essere applicati alla raccolta di organismi che nuotano liberamente che sono attivi vicino al benthos. Qui presentiamo un metodo di cattura della luce adattato per la raccolta di stadi di vita libera di isopodi gnatidi vicino al fondo dell'oceano in ambienti remoti della barriera corallina come le Filippine. Per la raccolta in aree remote, queste trappole luminose (Figura 1) offrono alcuni vantaggi rispetto ad altri metodi sviluppati per la raccolta di questi organismi32. Sono altamente portatili e durevoli, richiedono solo tre parti, che sono facilmente ottenibili e poco costose. Sono anche negativamente galleggianti, poiché quando vengono distribuiti, sono completamente riempiti di acqua di mare. Poiché dipendono dalla luce per l'attrazione, sono efficaci solo di notte per la raccolta di specie attive di notte. Inoltre attirano più delle specie bersaglio, richiedendo lo smistamento dei campioni sotto un ambito di dissezione per ottenere gli organismi bersaglio. Tre metodi sono stati finora utilizzati dal nostro team e dai nostri collaboratori per raccogliere gnatiidi nei sistemi di barriera corallina in tutto il mondo32. Questi includono trappole di emergenza, trappole vive con esca per pesci e trappole leggere, ognuna con vantaggi e limitazioni.

<table><tbody><tr><td>Secchi, piccoli contenitori</td><td></td> per campioni <td>Negozio di ferramenta</td><td></td></tr><tr><td>Canalizzazioni</td><td>Fornitore n. 2209-03</td><td>Imbuti: AMERICAN SCIENTIFIC LLC SE&nbsp;-&nbsp; 75 mm (3")&nbsp;</td><td>https://us.vwr.com/store/product/8884369/plastic-funnels</td></tr><tr><td>Corpo principale delle trappole fotoelettriche (realizzate con tubi sanitari in PVC disponibili in commercio)</td> <td>(SKU 145640)</td><td>Tubi sanitari in PVC Alasco serie 1000 107mm/4'&nbsp;</td><td>https://alascopvcpipes.com/product/alasco-standard-sanitary-upvc-pipe-series-1000/.&nbsp; Questo marchio può essere trovato nelle Filippine. Possono essere utilizzate anche altre marche di simulare</td></tr><tr><td>Argilla da modellare&nbsp;</td><td></td><td>Può essere trovato nei negozi di giocattoli per l'arte e per bambini</td><td>Per sigillare l'imbuto dopo il recupero</td></tr> della <tr><td>rete di plancton (50-100 & micro; m)</td><td></td> <td>qualsiasi marca e fonte rispettabile</td><td>https://www.adkinstruments.in/products/plankton-nets-in-various-mesh-size-1633936883</td></tr><tr><td>Avvitare i coperchi per la trappola</td><td></td> luminosa <td>Alasco&nbsp; Sanitario &nbsp; Pulizia&nbsp; 4"</td><td>https://alascopvcpipes.com/product/alasco-standard-sanitary-upvc-clean-out/. Questo marchio può essere trovato nelle Filippine. Possono essere utilizzate anche altre marche di simulari</td></tr><tr>Attrezzatura <td></td><td>per immersioni/snorkeling</td><td>di qualsiasi marca e fonte</td><td></td>rispettabile</tr><tr><td>Stereomicroscopi</td><td></td><td>Fornitori</td><td></td>scientifici</tr><tr><td>Tocchi</td><td></td><td>subacquei Princeton Tec Ecoflare o Fantasea Nanospotter 6023</td><td></td></tr></tbody></table>

raccolta di parassiti marini di pesci isopodi gnatidi con trappole luminose

Collecting Marine Gnathiid Isopod Fish Parasites with Light Traps

Viene presentato un metodo per raccogliere parassiti marini isopodi isopodi con l'uso di trappole leggere. Gli isopodi gnatiidi sono un importante gruppo di parassiti marini che si nutrono di sangue e fluidi dai pesci ospiti, soprattutto di notte. Come zecche e zanzare sulla terraferma, si associano solo temporaneamente con il loro ospite e trascorrono la maggior parte della loro vita vivendo liberi nel benthos. Data la loro elevata mobilità e l'associazione transitoria e prevalentemente notturna con gli ospiti, non possono essere facilmente raccolti catturando ospiti che vivono liberi. Tuttavia, sono prontamente attratti dalle fonti di luce subacquee, creando l'opportunità di raccoglierli in trappole di luce. Qui vengono delineati il design e le singole fasi coinvolte nell'implementazione e nell'elaborazione di trappole luminose appositamente adattate per la raccolta di stadi di vita libera di isopodi gnathiidi. Vengono presentati e discussi i risultati dei campioni e le possibili modifiche del protocollo di base per una varietà di diverse esigenze di campionamento.

Per il campionamento nelle Filippine centrali, è stato utilizzato il disegno della trappola delineato (Figura 1). Quando 36 trappole sono state posizionate durante la notte (in un sito), sono stati raccolti da 1 a 1343 gnatidi per trappola (275 ± 54). Questi includevano sia stadi giovanili alimentati che non nutriti (Figura 2; Tabella 1, 2). Questi risultati dimostrano l'efficacia delle trappole luminose per la raccolta di isopodi gnatidi nelle ...

Presentiamo un metodo per raccogliere parassiti marini isopodi isopodi utilizzando trappole luminose posizionate nei siti di campo tramite immersioni in apnea o immersioni subacquee.

Raccolta di parassiti marini di pesci isopodi gnatidi con trappole luminose

A method to collect marine gnathiid isopod fish parasites with the use of light traps is presented. Gnathiid isopods are a major group of marine fish ...

I crostacei parassiti sono fattori importanti nell'ecologia e nella storia della vita dei pesci di barriera. Con la biomassa e l'energia che hanno rimosso dai loro ospiti che sono considerevoli e influenzano il comportamento, la fisiologia e la sopravvivenza. I crostacei isopodi gnatidi rappresentano il gruppo più importante di parassiti dei pesci nei sistemi di barriera tropicale e subtropicale, dove sono sia abbondanti che diversificati e sono il principale alimento dei pesci più puliti.Gli gnatidi hanno storie di vita insolite in cui solo i tre stadi giovanili si nutrono di sangue e fluidi corporei dei pesci, mentre nella fase adulta non si nutrono più. Dato che l'alimentazione richiede solo una breve associazione con l'ospite, mentre ogni intervallo di interalimentazione dura giorni, gli gnatidi trascorrono la maggior parte della loro vita vivendo liberi nel benthos. Dati i molti modi in cui gli gnatidi influenzano i loro ospiti, ci sono ragioni convincenti per includerli negli studi ecologici delle barriere coralline.Tuttavia, la loro storia di vita unica e il piccolo numero di ricercatori che li studiano crea una barriera allo sviluppo, all'implementazione e alla diffusione di metodi di campionamento affidabili e riproducibili per raccoglierli per la ricerca. Le trappole luminose sono state a lungo utilizzate per raccogliere piccoli organismi marini durante la notte. Sfruttano e si basano sul fatto che molti organismi notturni attivi, compresi gli artropodi, sono attratti dalla luce.Tradizionalmente, sono stati utilizzati per raccogliere organismi planctonici nella colonna d'acqua. Tuttavia, i principi di base possono essere applicati alla raccolta di organismi di nuoto libero che sono attivi vicino al benthos. Qui presentiamo un metodo di cattura della luce adattato per raccogliere stadi di vita libera di isopodi Gnathiid vicino al fondo dell'oceano in ambienti remoti della barriera corallina come le Filippine.Nella raccolta di aree remote, queste trappole offrono alcuni vantaggi rispetto ad altri metodi che sono stati sviluppati per la raccolta di questi organismi. Sono altamente portatili e durevoli e richiedono solo tre parti, che sono facilmente ottenibili e poco costose. Sono anche negativamente vivaci.Poiché dipendono dalla luce per l'attrazione, sono efficaci solo di notte per la raccolta di specie attive di notte. Inoltre attirano più delle specie bersaglio, richiedendo lo smistamento dei campioni al microscopio da dissezione per ottenere gli organismi bersaglio. Trappole luminose. Costruzione.Le trappole luminose sono costruite al meglio con tubi in PVC commerciali originariamente progettati per scopi idraulici. Utilizzare PVC da 20 a 25 centimetri di diametro tagliato da 30 a 40 centimetri di lunghezza. Ad entrambe le estremità del tubo, aggiungere tappi in PVC con imbuti acrilici trasparenti inseriti al centro dell'apertura e incollare in posizione con colla epossidica trasparente.Assicurarsi che un'estremità del tubo abbia una vite sul coperchio altrimenti rimovibile e che entrambe le estremità siano a tenuta stagna quando la trappola è chiusa. Sorgente luminosa. Prima del dispiegamento, una torcia subacquea, come un Fantasea nano spotter 6023, deve essere accesa e posizionata nel tubo di fronte all'imbuto trasparente in modo tale che la luce della torcia subacquea illumini l'esterno davanti a un lato del tubo.La luce attira una varietà di piccoli organismi notturni, tra cui gli gnathiidi, e li spinge a nuotare nel tubo con l'imbuto trasparente. Una volta entrati nel tubo, non sono in grado di fuggire a causa della geometria della trappola di luce e della presenza continua di una fonte di luce. Collocamento. Riempire le trappole luminose con la luce accesa e con acqua di mare e fissare entrambe le estremità.Posiziona trappole sul fondo del mare nella sabbia o nelle macerie accanto a teste di corallo o altre strutture complesse note per attirare i pesci. Focalizzare il cono di luce verso l'interno verso le aree in cui i pesci si aggregano. In acque poco profonde, le trappole possono essere posizionate con immersioni in apnea.Una distribuzione più profonda richiede immersioni. Recupero. Gli organismi rimarranno nella trappola una volta che le batterie delle luci sono scadute e la luce non è più accesa. Ciò offre flessibilità nel tempo in cui le trappole vengono recuperate.Immediatamente prima di recuperare la trappola, sigillare le aperture di entrambi gli imbuti su entrambe le estremità del tubo con un pezzo di argilla o gomma che sigilla il tappo, mantenendo tutta l'acqua di mare e gli organismi contenuti all'interno. Trasporto. Una volta che le trappole sono state recuperate dal fondo, possono essere trasportate dai subacquei su una barca o nuotate a riva. Tuttavia, è meglio mantenere le trappole il più vicino possibile alla temperatura ambiente dell'acqua di mare una volta rimosse dall'oceano.Trasportarli in laboratorio per la lavorazione il prima possibile poiché non avverrà alcuno scambio di gas o acqua una volta rimossi dall'oceano. Elaborazione di laboratorio. Memorizzazione e filtraggio dei campioni.Una volta che le trappole luminose vengono rimosse dall'oceano e riportate al laboratorio, svuotare il loro contenuto in secchi con acqua di mare fresca. Aggiungere aerazione per mantenere in vita gli organismi fino al filtraggio. Filtrare il contenuto del secchio versando attraverso un imbuto rivestito con una maglia di plancton da 50 a 100 UM.Quindi svuotare il contenuto in un contenitore da cento millilitri di acqua di mare fresca. Utilizzare una pipetta per attingere da questo piccolo contenitore per posizionare le aliquote del campione in una capsula di Petri per la microscopia. Ripetere l'operazione fino a quando l'intero campione non è stato elaborato.Identificazione e allevamento degli isopodi gnathiidi. Poiché i campioni di trappole luminose attireranno più specie di piccoli invertebrati, i campioni devono essere attentamente selezionati per identificare e rimuovere gli isopodi degli gnathiidi. L'ingrandimento da 10 a 20 volte è il migliore per questo compito.L'identificazione degli gnatidi a livello di famiglia non richiede esemplari viventi. Tuttavia, gli gnatidi adulti, che raramente vengono catturati in trappole luminose, sono necessari per l'identificazione morfologica delle specie e per la riproduzione. Pertanto, nei casi in cui gli gnatiidi devono essere mantenuti vivi durante l'allevamento, rimuoverli delicatamente con una pipetta e metterli in piccoli contenitori di plastica di acqua di mare fresca.Risultati rappresentativi. Il campionamento nelle Filippine centrali, il design della trappola di contorno è stato utilizzato quando le trappole sono state posizionate durante la notte. Sono stati raccolti da uno a 1.343 gnatidi per trappola.Questi includevano sia stadi giovanili nutriti che non nutriti. Questi risultati dimostrano chiaramente l'efficacia delle trappole luminose per la raccolta di isopodi Gnathiid nelle condizioni di studio. Questo metodo per la raccolta di Gnathiid è efficace e sufficientemente flessibile per una varietà di siti sul campo e domande scientifiche.Ad esempio, in uno studio di Artim et al nel 2020 nei Caraibi, dove hanno usato trappole luminose per quantificare la copertura corallina e la biomassa dei pesci sull'abbondanza di Gnathiid. Conclusione. Mentre altre tecniche sono state sviluppate e utilizzate per raccogliere gli gnathiidi, questa tecnica è particolarmente efficiente. Mentre le trappole luminose qui descritte attirano una vasta gamma di piccoli invertebrati mobili, la composizione di questa cattura accidentale è molto variabile.Tuttavia, quando vengono collocati in un habitat che include macerie e pesci, gli gnatidi vengono catturati costantemente. Sebbene questo studio dimostrativo si sia concentrato su siti nelle Filippine, trappole di un design simile sono state utilizzate con successo anche per studi in siti nella regione dei Caraibi e nella Grande Barriera Corallina.

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