The Serial Anesthesia Array for the High-Throughput Investigation of Volatile Agents Using Drosophila melanogaster

La SAA consente un'elaborazione ad alto rendimento per studiare la farmacologia degli agenti volatili in organismi modello invertebrati dotati di un cervello sofisticato e di un vasto repertorio di comportamenti. In combinazione con la cassetta degli attrezzi genetica disponibile in Drosophila melanogaster, questa tecnica consente di studiare la farmacogenetica degli agenti volatili in modo rapido ed economico. Molte persone sono esposte ad agenti volatili come inquinanti o agenti terapeutici.

Oltre all'anestesia, gli anestetici volatili hanno numerosi effetti collaterali tossici e benefici. Il grado di effetto è in parte determinato dalla genetica, che è rimasta in gran parte inesplorata. Dopo aver realizzato il telaio in legno, modificare i tappi del tubo cronaca da 50 millilitri praticando due fori in ciascun cappuccio con una punta da 9/32 pollici.

Carteggiare i fori per pulire la plastica lacera. Carteggiare anche la parte superiore del cappuccio per irruvidire la superficie. Quindi tagliare cinque pipette sierologiche da millilitri a misura incidendo la plastica e rompendola sulla linea segnata.

Carteggiare le estremità delle pipette tagliate o rotte. Successivamente, incollare la rete ai tubi e tagliare la rete alle dimensioni del tubo una volta che l'adesivo si asciuga. Inserire i tubi nei fori dei cappucci conici con entrambi i tubi che si estendono sopra il cappuccio.

Assicurarsi che il tubo di afflusso si estenda più a lungo nel tubo rispetto al deflusso. Applicare la colla sulla parte superiore dei tappi attorno ai tubi per fissare le parti insieme e lasciarle asciugare. Fissare le fascette dei cavi adesivi al telaio.

Fissare i cappucci al telaio usando fascette e tagliare le estremità della cravatta con cerniera corte. Tagliare e collegare la lunghezza del tubo tygon ai tubi di afflusso e deflusso su ciascun tappo modificato. Partendo dall'estremità a monte, collegare il tubo prima all'afflusso, quindi dal deflusso all'afflusso della posizione successiva.

Quindi, aggiungi un indicatore di flusso al maggior afflusso a valle. Metti un tubo conico da 50 millilitri nella prima posizione e segna il segno di riempimento dell'acqua. Rimuovere il tubo.

Riempilo con acqua sotto il tubo di afflusso e rimettilo in posizione. Preparare l'interfacciamento per il vaporizzatore. Rimuovere gli stantuffi, tagliare le tacche da due siringhe erogatrici da 10 millilitri e inserirle nell'afflusso e nel deflusso del vaporizzatore con le tacche rivolte direttamente verso la parte anteriore del vaporizzatore per allinearsi con i fori.

Collega l'intero sistema. Utilizzare tubi tygon per collegare il serbatoio del gas di trasporto con il regolatore, il misuratore di portata specifico del gas, il vaporizzatore e l'SAA. Riempi le posizioni vuote sull'array con tubi cronici vuoti da 50 millilitri.

Ora accendi il serbatoio del gas. Aprire il flussometro a due litri al minuto e accendere il vaporizzatore allo 0%Confermare il flusso di gas attraverso il sistema controllando il flussometro a monte del vaporizzatore e l'indicatore di flusso a valle dell'ultima camera del SAA per il flusso. In alternativa, inserire l'estremità del tubo a valle nell'acqua e cercare le bolle.

24 ore o più prima dell'esposizione anestetica ordinare le coorti di mosche secondo necessità per l'esperimento utilizzando il metodo preferito. Trasferire le mosche dalle fiale di cibo in tubi conici vuoti da 50 millilitri. Contare e registrare eventuali mosche morte prima dell'esposizione.

Smontare e avvitare tubi conici da 50 millilitri con mosche sul SAA. Accendere il gas di trasporto e impostarlo sulla portata desiderata. Impostare il vaporizzatore anestetico alla concentrazione desiderata ed esporre le mosche per la durata desiderata.

Al termine dell'esposizione lavare il sistema con il flusso di gas fresco a 1,5 litri al minuto per cinque minuti, corrispondente a circa 10 volumi del volume totale SAA. Aprire completamente il regolatore di alta pressione, quindi chiuderlo di mezzo giro per garantire il flusso di gas di trasporto. Seguire i tubi per ogni linea fino ai misuratori di portata e al vaporizzatore e controllare il livello di anestetico nei vaporizzatori.

Verificare che quando il gas fluisce, indica il flusso sul flussometro e sull'indicatore di flusso a valle. Alla fine dell'esperimento, lasciare quattro o cinque minuti di flusso d'aria per lavare l'anestetico. Sette linee isolate da una singola popolazione attraverso incontri a coppia singola hanno mostrato variazioni nella mortalità indotta dalla tossicità del fluoro iso a causa della pressione evolutiva nei moscerini ND23 60114.

I moscerini pre-condizionamento con 15 minuti di fluoro al 2% di iso prima della lesione cerebrale traumatica hanno ridotto l'indice di mortalità a 24 ore nei ceppi bianchi 1118 e gialli / bianchi. L'indice di mortalità a 24 ore non era significativamente più basso nelle linee R e Canton S precondizionate dell'Oregon. Durante il montaggio le tacche nelle siringhe modificate devono allinearsi con i fori delle porte del vaporizzatore.

Durante l'esposizione, controllare periodicamente che vi sia flusso attraverso il sistema. Questa procedura può essere seguita per un'ampia varietà di studi comportamentali, di sopravvivenza e molecolari che potrebbero portare a approfondimenti sulla farmacologia degli agenti volatili.