Name: Un impianto di azionamento leggero per registrazioni croniche di tetrodi in topi giovani (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-06-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 34 s
Description: Scopri un impianto di azionamento leggero per registrazioni croniche di tetrodi in topi giovani. Questo metodo consente registrazioni da 16 regioni cerebrali bilaterali per studiare lo sviluppo delle reti neurali e i disturbi del neurosviluppo.

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Questo lavoro è stato supportato dal National Institutes of Health R01 NS104829 (B.E.P.), R01 MH117149 (L.J.V.) e F99NS12053 (L.D.Q.) e dall'UT Southwestern GSO Endowment Award (R.J.P. e L.D.Q.). Gli autori ringraziano Jenny Scaria (Texas Tech University Health Sciences Center School of Pharmacy) per l'assistenza tecnica e il Dr. Brendon Watson (University of Michigan) per i suggerimenti metodologici.

Impianto di micro-drive per la registrazione dell'attività neurale quotidiana nei topi giovani

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<li>Voigts, J., Newman, J. P., Wilson, M. A., Harnett, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+easy-to-assemble%2C+robust%2C+and+lightweight+drive+implant+for+chronic+tetrode+recordings+in+freely+moving+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neural+Engineering%22%5BJournal%5D)">An easy-to-assemble, robust, and lightweight drive implant for chronic tetrode recordings in freely moving animals.</a> Journal of Neural Engineering. 17 (2), 026044(2020).</li>
<li>Guardamagna, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Hybrid+Drive%3A+A+chronic+implant+device+combining+tetrode+arrays+with+silicon+probes+for+layer-resolved+ensemble+electrophysiology+in+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neural+Engineering%22%5BJournal%5D)">The Hybrid Drive: A chronic implant device combining tetrode arrays with silicon probes for layer-resolved ensemble electrophysiology in freely moving mice.</a> Journal of Neural Engineering. 19 (3), (2022).</li>
<li>Yamamoto, J., Wilson, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+chronically+implantable+precision+motorized+microdrive+array+for+freely+behaving+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals.</a> Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2430-2440 (2008).</li>
<li>Vora, S. R., Camci, E. D., Cox, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postnatal+ontogeny+of+the+cranial+base+and+craniofacial+skeleton+in+male+C57BL%2F6J+mice%3A+A+reference+standard+for+quantitative+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Postnatal ontogeny of the cranial base and craniofacial skeleton in male C57BL/6J mice: A reference standard for quantitative analysis.</a> Frontiers in Physiology. 6, 417(2016).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Gli esperimenti moderni che esplorano la funzione del circuito neurale in vivo nei roditori spesso utilizzano l'elettrofisiologia extracellulare tramite elettrodi impiantati in modo permanente per monitorare l'attività dei singoli neuroni (cioè singole unità) o delle popolazioni locali (tramite potenziali di campo locali, LFP), ma tali metodi sono raramente applicati ai topi giovani a causa di sfide tecniche. Questo manoscritto descrive un metodo per ottenere registrazioni elettrofisiologiche in vivo nei topi attraverso le finestre critiche per lo sviluppo da p20 a p60 e oltre. Questa metodologia prevede un processo di produzione per la stampa e la costruzione di un impianto micro-drive, una procedura di impianto chirurgico e una strategia di recupero post-operatorio, tutti specificamente adattati per l'uso nei topi giovani. Diverse considerazioni sono state influenti nello sviluppo di questo protocollo, tra cui le piccole dimensioni e la relativa debolezza dei topi giovani rispetto alle loro controparti adulte, nonché la ridotta ossificazione del cranio di topo giovane su cui il micro-drive doveva essere attaccato.
Due metodi principali comunemente usati per eseguire l'elettrofisiologia in vivo sono array di elettrodi (ad esempio, tetrodi) e sonde al silicio. Le sonde al silicio sono leggere, possono fornire un gran numero di siti di registrazione per unità di peso e sono state precedentemente utilizzate nei ratti giovani25. Tuttavia, le sonde al silicio sono relativamente costose per unità. Al contrario, il micro-drive descritto in questo manoscritto può essere costruito utilizzando meno di $ 50 USD in materie prime, rendendolo un'opzione economica per la registrazione in vivo . Inoltre, le sonde al silicio devono spesso essere impiantate in linee fisse, il che impedisce la registrazione di regioni cerebrali spazialmente diverse. Al contrario, il design del micro-drive descritto in questo manoscritto utilizza tetrodi regolabili in modo indipendente per ospitare registrazioni simultanee in un massimo di 16 luoghi diversi senza praticamente alcuna restrizione sulla relazione spaziale tra tali posizioni. Questo design del micro-drive può essere facilmente modificato per consentire di puntare posizioni diverse da quelle descritte qui spostando le estrusioni del foro della cannula in qualsiasi posizione anteriore/posteriore e mediale/distale desiderata. Quando si prendono di mira aree cerebrali alternative, è importante notare che mentre i tetrodi spesso viaggiano dritti, è possibile che questi fili sottili si devino leggermente mentre escono dalla cannula micro-drive. Pertanto, più piccola o più ventrale è una regione del cervello, più difficile sarà colpire con successo l'area con i tetrodi.
L'impianto di micro-drive descritto in questo manoscritto è fondamentalmente simile a diversi precedenti progetti di micro-drive basati su tetrodi 23,32,33,34,35 in quanto i singoli tetrodi sono fissati a viti, che consentono il controllo fine della profondità di registrazione di ciascun tetrodo. Mentre diverse caratteristiche dell'attuale design del micro-drive sono uniche, inclusa la facilità di targeting delle aree cerebrali spazialmente distribuite, la novità principale dell'attuale manoscritto è la descrizione dell'impianto chirurgico e delle strategie di recupero post-operatorio, che consentono studi cronici sull'attività della rete in topi giovani ancora in via di sviluppo. In effetti, le metodologie chirurgiche e di recupero qui descritte potrebbero essere adattate per supportare altri impianti nei topi giovani.
Per mantenere una registrazione coerente per più giorni, i fili o le sonde devono essere fissati rigidamente al cranio. Mentre la struttura complessiva del cranio di topo subisce solo lievi cambiamenti dopo p20, il cranio si ispessisce considerevolmente tra le età p20 e p4536. In effetti, il cranio a p20 non è sufficientemente rigido per sostenere un impianto attaccato senza essere danneggiato. Per superare questa limitazione biologica, questo protocollo ispessisce artificialmente il cranio tramite cianoacrilato durante l'intervento chirurgico di impianto. L'impianto in topi di età inferiore a p20 è probabilmente possibile utilizzando questa strategia, ma il cranio del topo subisce notevoli cambiamenti di dimensioni e forma fino a circa p2036. Pertanto, l'impianto per periodi prolungati nei topi di età inferiore a p20 non è raccomandato poiché il cianoacrilato e le viti ossee fisse nel cranio ancora in via di sviluppo possono avere un impatto significativo sulla crescita naturale del cranio e sullo sviluppo del tessuto cerebrale sottostante. È importante sottolineare che, in questo studio, non è stato osservato alcun impatto sulle misurazioni macroscopiche del cranio o delle dimensioni del cervello dopo l'impianto cronico a partire da p20 (Figura 5C).
Un passo fondamentale nel metodo descritto in questo manoscritto è la strategia di recupero post-operatorio; Secondo questa strategia, il peso dell'impianto dovrebbe essere continuamente controbilanciato man mano che il topo matura e subisce lo sviluppo muscolare e del sistema muscolo-scheletrico. Subito dopo l'impianto, i topi non sono in grado di sopportare con successo il peso dell'impianto senza il contrappeso, portando a malnutrizione e disidratazione poiché il topo non può raggiungere adeguatamente le fonti di cibo e acqua nella sua gabbia. Il sistema di contrappeso è facile ed economico da costruire, banale da implementare, e consente ai topi di qualsiasi età impiantabile di esplorare liberamente l'intera gabbia domestica, garantendo così un'adeguata nutrizione e idratazione. Man mano che i topi invecchiano, la quantità di contrappeso può essere ridotta fino a quando non può essere completamente rimossa nei topi adulti; Tuttavia, si raccomanda di continuare a utilizzare il sistema di contrappeso per tutta la durata dell'esperimento con almeno un contrappeso nominale attaccato in ogni momento. Mentre un topo adulto può essere in grado di sopportare le dimensioni e il peso del micro-drive nel tempo, il movimento naturale continuato durante il comportamento libero senza contrappeso migliorativo produce coppia e forza di taglio sulle viti ossee che ancorano il micro-drive sul cranio, rendendolo sempre più probabile che si stacchi, specialmente durante esperimenti cronici più lunghi.
Due importanti limitazioni sono degne di nota per lo studio attuale. In primo luogo, per valutare l'impatto dell'impianto a p20 sullo sviluppo del cranio e del cervello, diverse coorti di topi sono state sacrificate dopo un impianto prolungato (Figura 5C). Mentre queste analisi non hanno rivelato alcun impatto significativo dell'impianto sulle dimensioni della cavità cranica o sulla massa cerebrale (Figura 5C), l'attuale studio non ha esaminato le dimensioni del cranio o la massa cerebrale in più punti temporali durante il primo periodo di sviluppo di p20-p60. Mentre il lavoro precedente dimostra che lo sviluppo della cavità cerebrale è completato da p2036, è possibile che l'impianto in questa finestra iniziale possa produrre cambiamenti imprevisti che vengono corretti o compensati dall'età adulta che sono stati valutati qui. In secondo luogo, gli esperimenti che hanno prodotto i dati elettrofisiologici mostrati in Figura 3 e Figura 4 non sono stati progettati per massimizzare la resa cellulare. Pertanto, mentre i dati qui presentati dimostrano registrazioni stabili e croniche e singole unità ben isolate, non dovrebbero essere considerati rappresentativi della resa potenziale massima per questo dispositivo.
Molti disturbi neurologici e psichiatrici umani si manifestano durante i periodi di sviluppo precoce o durante l'adolescenza, tra cui l'autismo e la schizofrenia. Tuttavia, si sa poco per quanto riguarda la disfunzione a livello di circuito che può essere alla base di queste malattie, nonostante la pletora di modelli murini disponibili. L'identificazione di questi cambiamenti iniziali della rete è fondamentale per la creazione di strategie di diagnosi precoce e paradigmi di trattamento. Tuttavia, a causa di sfide tecniche, non è chiaro come la funzione di rete sia interrotta durante lo sviluppo in modelli murini di malattie neuropsichiatriche. La strategia di micro-drive e recupero qui descritta è progettata per supportare le indagini sullo sviluppo di reti cerebrali multiregionali nel cervello del topo e, quindi, consentire ai ricercatori di misurare lo sviluppo sano del cervello e identificare le alterazioni di tale sviluppo nei modelli murini di malattia.

Il cervello subisce cambiamenti su larga scala durante le finestre critiche dello sviluppo dell'infanzia e dell'adolescenza 1,2,3. Molte malattie neurologiche e psichiatriche, tra cui l'autismo e la schizofrenia, si manifestano per la prima volta a livello comportamentale e biologico durante questo periodo di sviluppo cerebrale giovanile e adolescenziale 4,5,6. Mentre si sa molto per quanto riguarda i cambiamenti cellulari, sinaptici e genetici che si verificano durante lo sviluppo iniziale, relativamente poco si sa su come i processi a livello di circuito o di rete cambiano in questa finestra temporale. È importante sottolineare che la funzione cerebrale a livello di circuito, che alla fine è alla base di comportamenti complessi, memoria e cognizione, è una proprietà emergente non prevedibile della funzione cellulare e sinaptica 7,8,9,10. Pertanto, per comprendere appieno la funzione cerebrale a livello di rete, è necessario studiare direttamente l'attività neurale a livello di un circuito neurale intatto. Inoltre, per identificare come l'attività cerebrale è alterata durante la progressione dei disturbi neuropsichiatrici, è fondamentale esaminare l'attività di rete in un modello di malattia valido durante la finestra temporale specifica in cui si manifestano i fenotipi comportamentali della malattia e tracciare i cambiamenti osservati mentre persistono nell'età adulta.
Uno degli organismi modello scientifici più comuni e potenti è il topo, con un gran numero di ceppi genetici unici che modellano i disturbi dello sviluppo neurologico con insorgenza dipendente dall'età dei fenotipi comportamentali e / o mnemonici 11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21 . Mentre è difficile correlare precisi punti temporali di sviluppo tra il cervello degli esseri umani e dei topi, i confronti morfologici e comportamentali indicano che i topi p20-p21 rappresentano l'età umana di 2-3 anni e i topi p25-p35 rappresentano l'età umana di 11-14 anni, con topi che probabilmente raggiungono l'equivalente evolutivo di un adulto umano di 20 anni entro p603, 22. Pertanto, per capire meglio come si sviluppa il cervello giovanile e per identificare come le reti neurali del cervello diventano disfunzionali in malattie come l'autismo o la schizofrenia, sarebbe ideale monitorare direttamente l'attività cerebrale in vivo nei topi di età compresa tra 20 giorni e 60 giorni.
Tuttavia, una sfida fondamentale nel monitoraggio dell'attività cerebrale attraverso lo sviluppo precoce nei topi è la piccola taglia e la relativa debolezza dei topi giovani. L'impianto cronico di elettrodi, necessario per gli studi longitudinali sullo sviluppo del cervello, richiede tipicamente un alloggiamento grande e ingombrante per proteggere i fili sottili degli elettrodi e le schede di interfaccia23,24, e gli impianti devono essere saldamente attaccati al cranio del topo, che è più sottile e meno rigido nei topi giovani a causa della ridotta ossificazione. Pertanto, praticamente tutti gli studi sulla fisiologia dei roditori in vivo sono stati eseguiti in soggetti adulti a causa delle loro dimensioni relative, forza e spessore del cranio. Ad oggi, la maggior parte degli studi che esplorano la fisiologia del cervello dei giovani roditori in vivo sono stati condotti su ratti giovani wild-type, il che limita necessariamente la capacità di monitorare sperimentalmente la funzione cerebrale giovanile in un modello che si comporta liberamente di un disturbo umano 25,26,27,28,29,30.
Questo manoscritto descrive un nuovo alloggiamento implantare, una procedura di impianto chirurgico e una strategia di recupero post-operatorio per studiare cronicamente la funzione cerebrale in vivo a lungo termine (fino a 4 o più settimane) dei topi giovani attraverso una finestra temporale critica per lo sviluppo (da p20 a p60 e oltre). La procedura di impianto consente l'apposizione affidabile e permanente degli elettrodi sui crani dei topi giovani. Inoltre, il design del micro-drive è leggero, poiché questo micro-drive pesa ~ 4-6 g quando è completamente assemblato e, grazie al minimo controbilanciamento richiesto per compensare il peso dell'impianto, non influisce sulle prestazioni comportamentali dei topi giovani durante i tipici paradigmi comportamentali.

<table><tbody><tr><td>LED di tracciamento video a 10 V</td><td>Neuralynx</td><td>HS-LED-Rosso/Verde-omni-10V</td><td>Da utilizzare con preamplificatori headstage che contengono prese LED per scopi di tracciamento del movimento</td></tr><tr><td>Scheda EIB 16TT</td><td>Neuralynx</td><td>EIB-36-16TT</td><td>Scheda di interfaccia elettronica - connettore omnetico</td></tr><tr><td>Preamplificatore per headstage 16TT</td><td>Neuralynx</td><td>HS-36-LED</td><td>Amplificatore di segnale Omnetics a 44 prese tra scheda EIB e cavo di collegamento per applicazioni di registrazione; include connettori per i LED dell'headstage per il tracciamento del movimento</td></tr><tr><td>Emostatico Baby-Mixter</td><td>FST</td><td>13013-14</td><td>Emostatico curvo fine</td></tr><tr><td>Vite di ancoraggio osseo</td><td>Stoelting</td><td>51457</td><td>Utilizzato per collegare la scheda EIB al corpo dell'unità principale</td></tr><tr><td>Burpenorphine</td><td>ZooPharm</td><td>Lotto #BERLAB0.5-221207</td><td>Burpenorphine (0,5 mg/mL) 5mL quantità</td></tr> Cable <tr><td>Tether</td><td>Neuralynx</td><td>HS-36 Litz Tether</td><td>Cavo metallico schermato leggero per headstage omnetici; opzioni di lunghezza di 1 m/2 m/3 m/5 m</td></tr><tr><td>Carprofene/Rimadyl</td><td>Bio-Serve</td><td>MD150-2</td><td>Agente antinfiammatorio post-operatorio</td></tr><tr><td>Resina trasparente v4</td><td>Formlabs</td><td>FLGPGR04</td><td>Resina liquida fotopolimerizzata da stampante 3D durante il processo di stampa 3D</td></tr><tr><td>Vite personalizzata (shuttle)</td><td>Advanced Machining and Tooling, Inc.</td><td>Viti personalizzate lavorate e filettate su</td> <td>misura</td></tr><tr><td>Componente liquido acrilico dentale</td><td>Materiale per protesi Teets</td><td>Lotto #</td><td>329801 componente liquido del materiale per protesi (vedi sopra)</td></tr><tr><td>Componente in polvere acrilica dentale</td><td>Materiale per protesi Teets</td><td>Lotto # 583987</td> <td>materiale per protesi "a freddo", metacrilato di metile; miscelato con componente liquido per l'applicazione per fissare il dispositivo di registrazione in posizione</td></tr><tr><td>DietGel Boost</td><td>ClearH2O</td><td>72-04-5022</td><td>Integratore alimentare ad alto contenuto calorico per topi giovani/in via di guarigione Digital</td></tr><tr><td>Lynx 16SX</td><td>Neuralynx</td><td>DigitalLynx 16SX Base Apparecchio</td><td>di registrazione principale con 16 slot per scheda combo per un massimo di 512 canali di registrazione</td></tr><tr><td>Forbici dissector - lame pesanti</td><td>FST</td><td>14082-09</td><td>Varie</td></tr><tr><td>pinze rivestite in ceramica Dumont #5</td><td>FST</td><td>11252-50</td><td>Manipolazione/filettatura/bloccaggio del tetrodo</td></tr><tr><td>Dumont #5SF pinze</td><td>FST</td><td>11252-00</td><td>Uso di assemblaggio multiuso</td></tr><tr><td>Dumont #5SF</td><td>pinze FST</td><td>11252-00</td><td>Uso chirurgico multiuso</td></tr><tr><td>Dumont #7 pinze fini (curve)</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td>Varie</td></tr><tr><td>pinze dure #7 (curve)</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td>Uso chirurgico multiuso</td></tr><tr><td>EIB-36 adattatore di placcatura</td><td>Neuralynx</td><td>Adattatore di placcatura EIB-36</td><td>Uso di placcatura/assemblaggio</td></tr><tr><td>Adattatore di placcatura EIB-36</td> Adattatore di placcatura <td>Neuralynx</td><td>EIB-36</td><td>Accessorio stereotassico per l'abbassamento dell'unità sul cranio durante l'intervento chirurgico</td></tr><tr><td>Euthasol</td><td>Virbac</td><td>710101</td><td>Pentobarbital sodico per eutanasia</td></tr><tr><td>Forbici Bonn extra fini</td><td>FST</td><td>14083-38</td><td>Varie</td></tr><tr><td>Extra fine pinza graefe</td><td>FST</td><td>11150-10</td><td>Pinza piccola e dentata diritta</td></tr><tr><td>Pinza graefe extra fine</td><td>FST</td><td>11150-10</td><td>Pinza piccola e dentata diritta</td></tr><tr><td>Emostatici fini</td><td>FST</td><td>13006-12</td><td>Emostatici fini</td></tr><tr><td>Forbici fini - CeramaCut</td><td>FST</td><td>14958-09</td><td>Forbici da taglio a tetrodo</td></tr><tr><td>- ToughCut</td><td>FST</td><td>14058-09</td><td>Varie</td></tr><tr><td>Form 3+</td><td>Formlabs</td><td>PKG-F3-P-WS-SVC-BASIC</td><td>stampante 3D per la fabbricazione di tutte le parti/materiali stampati; stampante 3D stereolitografica a bassa forza (LFS)</td></tr><tr><td>Gel super colla</td><td>Loctite</td><td>1363589</td><td>Vari passaggi</td></tr><tr><td>Pinza Graefe</td><td>FST</td><td>11049-10</td><td>Pinza seghettata angolata piccola</td></tr><tr><td>Filo di terra</td><td>A-M Systems</td><td>Lot# 582335</td><td>Filo nudo in acciaio inossidabile, diametro .005", ricotto, 100 piedi</td></tr><tr><td>Gel per la depilazione</td><td>Generico</td><td>Disponibile in commercio</td><td>Per la rimozione pre-operatoria dei peli dalla parte superiore della testa del mouse</td></tr><tr><td>Pistola termica</td><td>Dewalt</td><td>D26960K</td><td>Fusione di tetrodi dopo la filatura</td></tr><tr><td>Kit di cauterizzazione ad alta temperatura</td><td>FST</td><td>18010-00</td><td>Per l'uso con cera ossea, se applicabile</td></tr><tr><td>Sterilizzatore a perline calde</td><td>FST</td><td>18000-45</td><td>Apparecchio di sterilizzazione elettrica per la sterilizzazione di strumenti ad hoc durante le procedure chirurgiche</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Covetrus</td><td>11695067771</td><td>Anestesia liquida standard di isoflurano per l'uso in vaporizzatori di isoflurano fino a max 5%</td></tr><tr><td>Alcool isopropilico 91%</td><td>Generico</td><td>Disponibile in commercio</td><td>Per la procedura di sterilizzazione pre-operatoria standard</td></tr><tr><td>Vite per gioielli (viti ossee per topi giovani)</td><td>Fornitura di componenti co.</td><td>MX-000120-02SFL</td><td>Vite a macchina S / S #000-120 x 1/8 '' testa filister, attacco a taglio</td></tr><tr><td>Forbici LaGrange</td><td>FST</td><td>14173-12</td><td>Vari</td></tr><tr><td>Tubi in poliimmide di grandi dimensioni</td><td>Nordson medical</td><td>Lot # 13564</td><td>Tubi in poliimmide - diametro interno 0,0071"; diametro esterno 0,0115"; lunghezza 36 "</td></tr><tr><td>Super colla liquida</td><td>Loctite</td><td>1365882</td><td>Vari passaggi</td></tr> Micro <tr><td> kit</td> micromotore rotativo ad alta velocità <td>Foredom</td><td>K.1070</td><td>K.1070; con scatola di controllo, pinza da 3/32", comando a pedale a velocità variabile, culla per manipolo; montabile stereotassicamente; 100&ndash; 115 V uso</td></tr><tr><td>Micro fresa per trapano (0,5 mm+)</td><td>FST</td><td>19007-05/07/09</td><td>Craniotomia</td></tr><tr><td>Olio minerale</td><td>Sigma</td><td>Pcode 1002076577; M5904-500mL</td><td>Vari passaggi</td></tr><tr><td>Olio minerale</td><td>Sigma</td><td>Pcode 1002076577; M5904-500mL</td><td>Per l'uso mantenendo aperti i fori della craniotomia</td></tr><tr><td>Cacciavite a testa piatta in miniatura</td><td>FST</td><td>30051-10</td><td>Inserimento/serraggio di viti ossee</td></tr><tr><td>Neosporin Triplo unguento antibiotico</td><td>Johnson & Johnson</td><td>512373700</td><td>Unguento antibiotico</td></tr><tr><td>Omnetics 44 presa nano connettore</td><td>Neuralynx</td><td>Neuralynx parte #A70427-801</td><td>ARTICOLO NON STANDARD - omnetics 44 presa (femmina) doppia fila gamba dritta nano connettore con 2 perni guida (maschio) per l'uso con apparecchio di contrappeso su misura</td></tr><tr><td>Filo di platino 10% iridio</td><td>California filo sottile</td><td>MO# M374710</td><td>Filo di registrazione fine filato in tetrodi per l'uso durante la registrazione mediante l'uso della stazione di assemblaggio terode e della trottola 2.0 (vedi sotto); CAPPOTTO BOND, HML NATRL VG; DIMENSIONI .0007 X 200FT</td></tr><tr><td>Soluzione di placcatura nera in platino</td><td>Neuralynx</td><td>Soluzione di placcatura nera in platino</td><td>Placcatura</td></tr><tr><td>Fondo della gabbia in policarbonato</td><td>Thomas Scientific/Maryland plastics</td><td>1113M35; mfr. No. E0270</td><td>Fondo della gabbia standard; può essere dotato di un apparato in rete metallica sopra la parte superiore che contiene cibo + bottiglia d'acqua per topi non impiantati</td></tr><tr><td>Parte superiore della gabbia in policarbonato con microfiltro N10</td><td>Ancare</td><td>N / A</td><td>Parte superiore della gabbia standard da modificare con tubo in PVC per apparecchio di contrappeso</td></tr><tr><td>Iodio povidone 10%</td><td>Generico</td><td>Disponibile in commercio</td><td>Per la procedura di sterilizzazione preoperatoria standard</td></tr><tr><td>Tubo in PVC</td><td>Tubo Charlotte</td><td>N/A</td><td>1/2" x 600 PSI programma 40 tubo in PVC bianco; per l'uso/assemblaggio in un apparecchio di contrappeso durante il recupero del topo</td></tr><tr><td>Lame per bisturi- #4</td><td>FST</td><td>10060-00</td><td>Incisione utilizzare</td></tr><tr><td>Manico per bisturi- #4 anatomia macroscopica</td><td>FST</td><td>10060-13</td><td>Uso dell'incisione</td></tr><tr><td>Perno autobloccante e pinza per viti ossee</td><td>FST</td><td>26100-00</td><td>Supporto per viti ossee e rettificate durante l'inserimento nel cranio</td></tr><tr><td>Piccoli perni EIB</td><td>Neuralynx</td><td>Piccoli perni EIB</td><td>Fissaggio di fili tetrodici alla scheda EIB</td></tr><tr><td>Piccolo tubo in poliimmide</td><td>Nordson medical</td><td>Lot # 19102423</td><td>Tubo in poliimmide - diametro interno 0,004''; diametro esterno 0,0044''; lunghezza 36"</td></tr><tr><td>SolidWorks</td><td>Dassault Systèmes</td><td>Programma</td><td>CAD 3D SolidWorks per la progettazione di micro-drive</td></tr><tr><td>Spatola e sonda</td><td>FST</td><td>1090-13</td><td>Applicatore per vaselina/olio minerale + uso opzionale per raddrizzamento a tetrodo ad hoc</td></tr><tr><td>Forbici a molla - 8 mm</td><td>FST</td><td>15024-10</td><td>Forbici per incisioni del tessuto cranico</td></tr><tr><td>Forbici a molla - 8 mm</td><td>FST</td><td>15024-10</td><td>Incisioni iniziali Pinze</td></tr><tr><td>modello standard</td><td>FST</td><td>11000-12</td><td>Pinza seghettata grande</td></tr><tr><td>Forbici chirurgiche - affilate-smussate</td><td>FST</td><td>14001-12</td><td>Varie</td></tr><tr><td>Forbici chirurgiche - ToughCut</td><td>FST</td><td>14054-13</td><td>Varie</td></tr><tr><td>stazioni di assemblaggio Tetrodo</td><td>Neuralynx</td><td>Stazione di assemblaggio Tetrodo</td><td></td></tr><tr><td>Tetrodo spinner 2.0</td><td>Neuralynx</td><td>Tetrode spinner 2.0</td><td>Tetrode Assembly</td></tr><tr><td>Epossidico in due parti</td><td>Gorilla marca 4200102</td><td></td><td>Vari passaggi</td></tr></tbody></table>

un impianto di azionamento leggero per registrazioni croniche di tetrodi in topi giovani

A Lightweight Drive Implant for Chronic Tetrode Recordings in Juvenile Mice

L'elettrofisiologia in vivo fornisce una visione senza precedenti della dinamica dei circuiti di livello inferiore al secondo del cervello intatto e rappresenta un metodo di particolare importanza per lo studio di modelli murini di disturbi neuropsichiatrici umani. Tuttavia, tali metodi spesso richiedono grandi impianti cranici, che non possono essere utilizzati nei topi nei primi punti temporali dello sviluppo. Pertanto, praticamente nessuno studio di fisiologia in vivo è stato eseguito in topi neonati o giovani che si comportano liberamente, nonostante il fatto che una migliore comprensione dello sviluppo neurologico in questa finestra critica fornirebbe probabilmente intuizioni uniche sui disturbi dello sviluppo dipendenti dall'età come l'autismo o la schizofrenia. Qui, viene descritto un design micro-drive, una procedura di impianto chirurgico e una strategia di recupero post-operatorio che consentono registrazioni croniche sul campo e su singole unità da più regioni del cervello contemporaneamente nei topi mentre invecchiano dal giorno postnatale 20 (p20) al giorno postnatale 60 (p60) e oltre, una finestra temporale corrispondente approssimativamente all'età umana di 2 anni fino all'età adulta. Il numero di elettrodi di registrazione e siti di registrazione finali può essere facilmente modificato ed espanso, consentendo così un controllo sperimentale flessibile del monitoraggio in vivo delle regioni cerebrali rilevanti per il comportamento o la malattia durante lo sviluppo.

Il protocollo sopra descritto è stato utilizzato per registrare i segnali potenziali del campo locale e singole unità da più aree cerebrali contemporaneamente nei topi, con registrazioni giornaliere condotte negli stessi topi da p20 a p60. Qui sono riportate registrazioni elettrofisiologiche rappresentative di due topi e istologia post-esperimento che dimostrano i luoghi di registrazione finali.
Impianto chirurgico del micro-drive in topi p20 Un micro-drive (Figura 1) è stato costruito (Figura 2) e impiantato chirurgicamente in un mouse p20, come descritto sopra. Immediatamente dopo l'intervento, il topo è stato attaccato al sistema di contrappeso (Figura 2G-I) e lasciato recuperare. Una volta che il mouse era completamente mobile, il micro-drive è stato collegato a un sistema di registrazione elettrofisiologica in vivo. I cavi che collegavano il micro-drive all'apparecchiatura di registrazione erano sospesi sopra il mouse. Le registrazioni elettrofisiologiche (32 kHz) sono state ottenute su tutti i canali per 1 ora mentre il topo si comportava naturalmente nella sua gabbia domestica. Dopo la registrazione, il mouse è stato scollegato dal sistema di registrazione, ricollegato al sistema di contrappeso e restituito al vivaio con libero accesso all'acqua e al chow.
Registrazione giornaliera dell'attività neurale Le registrazioni elettrofisiologiche sono state ottenute quotidianamente per diverse settimane per consentire il monitoraggio cronico della stessa regione cerebrale attraverso le finestre critiche dello sviluppo di p20-p60. I potenziali di campo locale grezzi (LFP) del campione provenienti da tutte le registrazioni croniche sono mostrati nella Figura 3A,C. Singole unità isolate sono state ottenute simultaneamente da più tetrodi (Figura 3B). Le unità con forme d'onda simili sono state identificate in più giorni (Figura 3B, al centro e a destra), ma a causa della potenziale deriva dell'elettrodo di registrazione, non è stato possibile affermare definitivamente che la stessa unità fosse stata identificata nel corso dei giorni. In un topo separato impiantato a p20 e registrato quotidianamente per diverse settimane, l'attività neurale è stata esaminata su un tetrodo mirato all'area dorsale CA1. Ondulazioni di grande ampiezza e singole unità ben isolate sono state identificate in ogni giorno della registrazione (Figura 4). Questi dati indicano che registrazioni elettrofisiologiche in vivo stabili e di alta qualità potrebbero provenire dallo stesso topo durante lo sviluppo iniziale.
Conferma istologica dei siti di registrazione e impatto sullo sviluppo dell'impianto cronico Dopo l'ultimo giorno di registrazione, il topo è stato accuratamente anestetizzato tramite anestesia isoflurana seguita da un'iniezione letale di sodio pentobarbital e una corrente è stata fatta passare attraverso le punte degli elettrodi per produrre piccole lesioni nei siti di registrazione. Il sezionamento istologico post-esperimento del cervello del topo ha permesso la visualizzazione dei siti di registrazione finali (Figura 5A,B). In una coorte separata, tre topi maschi e tre femmine sono stati impiantati chirurgicamente a p20 come descritto sopra. Un numero uguale di cucciolate è stato lasciato non impiantato e mantenuto in condizioni abitative identiche. I topi sono stati sacrificati a p62 (6 settimane dopo l'intervento chirurgico per la coorte impiantata). I teschi sono stati accuratamente puliti e sono state prese misure esterne della distanza bregma-lambda (Figura 5C, in alto a sinistra) e della larghezza massima esterna del cranio a lambda (Figura 5C, in alto a destra). È stata praticata un'incisione lungo la linea mediana del cranio e metà del cranio è stata rimossa per asportare il cervello per la misurazione di massa (Figura 5C, in basso a destra). L'altezza della cavità cranica al bregma è stata misurata dalla metà intatta del cranio (Figura 5C, in basso a sinistra). Nessuna misura era significativamente diversa tra le coorti impiantate e non impiantate (test Wilcoxon rank-sum), indicando che l'impianto a lungo termine, a partire da p20, non ha alcun impatto lordo sullo sviluppo naturale del cranio o del volume cerebrale.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig01.jpg"> Figura 1: Componenti di microazionamenti. Rendering tridimensionali del corpo (A) micro-drive, (B) cannula, (C) cono, (D) coperchio, (E) attacchi a vite e (F) vite di avanzamento del tetrodo. Sono indicate le caratteristiche critiche di ciascun componente. I dettagli di misura possono essere estratti dai file di modello disponibili su https://github.com/Brad-E-Pfeiffer/JuvenileMouseMicroDrive/. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig01large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig02.jpg"> Figura 2: Costruzione di microazionamenti . (A) Vista laterale e (B) dall'alto della vite di avanzamento del tetrodo con gli attacchi della vite superiore e inferiore collegati. (C) Vista laterale e (D) dall'alto del microazionamento con il corpo e la cannula attaccati e il grande tubo di poliimmide che attraversa ciascun foro della cannula e rifilato sul fondo della cannula. (E) Vista laterale del microazionamento con le viti e i piccoli tubi in poliimmide in posizione. Le parti superiori dei piccoli tubi di poliimmide vengono tagliate immediatamente prima del caricamento del tetrodo. (F) Microazionamento completato collegato all'apparecchio stereotassico. Il cono protettivo che normalmente circonda il micro-drive è stato rimosso a scopo di visualizzazione. Si noti che alcuni degli attacchi a vite sono stati stampati in una resina nera per questo micro-drive. (G) Sistema di supporto del controbilanciamento. (H) Vista laterale e (I) dall'alto di una gabbia per topi con il sistema di supporto del contrappeso collegato. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig02large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig03.jpg"> Figura 3: Registrazioni elettrofisiologiche rappresentative. Un mouse p20 è stato impiantato con un micro-drive come descritto sopra. A partire da p21 e ogni giorno successivo per 2 settimane, il topo è stato collegato all'apparato di registrazione e l'attività neurale è stata registrata per almeno 1 ora. (A) Registrazioni del potenziale di campo locale grezzo (LFP) dal bilaterale (L = sinistra; R = destra) corteccia cingolata anteriore (ACC), area ippocampale CA3 (CA3) e area ippocampale CA1 (CA1). I dati sono stati raccolti ogni giorno; Per chiarezza, vengono visualizzati solo i dati dei giorni dispari. Tutte le tracce sono state prese durante i periodi di immobilità nella gabbia domestica. Barra della scala: 1 mV, 2 s. (B) Unità singole rappresentative isolate dall'area ippocampale CA3 (a sinistra) e CA1 (a destra) per le registrazioni nel pannello A. Tutte le forme d'onda grezze su ciascun elettrodo sono mostrate in nero; La media è in rosso. Barra scala: 50 μV, 0,2 ms. (C) Tracce LFP grezze rappresentative per ogni 10° giorno fino al giorno di registrazione finale a p60 per un secondo topo impiantato a p20. I dati sono stati raccolti ogni giorno; Per chiarezza, vengono visualizzati solo i dati di ogni 10 giorni. Tutte le tracce sono state prese durante i periodi di immobilità nella gabbia domestica. Barra scala: 1 mV, 2 s. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig03large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig04.jpg"> Figura 4. Stabilità delle registrazioni croniche. Un topo p20 è stato impiantato con un micro-drive, come descritto sopra. A partire da p21 e successivamente per 4 settimane, il topo è stato collegato all'apparato di registrazione e l'attività neurale è stata registrata per almeno 1 ora. Sono mostrati i dati dei tetrodi che prendono di mira l'ippocampo dorsale CA1. (A) LFP grezzo (in alto) e filtrato con ondulazione (in basso) per gli eventi di ripple identificati a p21, p30 e p40. Per identificare gli eventi di ripple, l'LFP grezzo è stato filtrato passa-banda tra 125 Hz e 300 Hz e gli eventi di ripple sono stati identificati come aumenti transitori della potenza della banda di ripple superiori a 3 deviazioni standard al di sopra della media. L'inizio e la fine di ogni increspatura sono stati definiti come il punto in cui la potenza della banda di ripple è tornata alla media. Le increspature identificate sono mostrate in rosso. Barra scala: 100 ms, dall'alto verso il basso: 1.000 μV, 140 μV, 1.800 μV, 180 μV, 9.000 μV, 1.200 μV, 10.000 μV, 1.000 μV. (B) Una singola unità rappresentativa di ogni giorno dal tetrodo CA1 per le registrazioni nel pannello A. Tutte le forme d'onda grezze su ciascun elettrodo sono mostrate in nero; La media è in rosso. Barra scala 0,2 ms, dall'alto verso il basso: 50 μV, 100 μV, 100 μV. (C) Autocorrelogramma di tutte le punte per singole unità nel pannello B. Questi dati dimostrano un posizionamento stabile degli elettrodi all'interno dello strato piramidale ippocampale per diverse settimane. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig04large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig05.jpg"> Figura 5: Istologia rappresentativa e impatto sullo sviluppo del cranio. Un topo p20 è stato impiantato con un micro-drive, come descritto sopra. Dopo l'ultimo giorno di registrazione su p60, sono state prodotte lesioni elettrolitiche nei siti di registrazione e il cervello è stato perfuso con paraformaldeide al 4%. Per identificare i siti di registrazione, sono state prodotte sezioni da 50 μm. (A) Lesioni in CA1 e CA3 dell'ippocampo. La punta della freccia indica il sito di registrazione CA3; la doppia freccia indica il sito di registrazione CA1. Barra della scala: 0,5 mm. (B) Lesioni nell'ACC bilaterale. Le punte delle frecce indicano i siti di registrazione ACC. Barra scala: 0,5 mm. (C) Dimensioni del cranio e misurazioni della massa cerebrale di topi p62 impiantati con un micro-drive a p20 (grigio) e compagni di cucciolata non impiantati (bianco). Il valore p del test della somma dei ranghi di Wilcoxon è riportato per ogni misurazione. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig05large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.</a>

Qui, descriviamo un progetto di micro-drive, una procedura di impianto chirurgico e una strategia di recupero post-operatorio che consentono registrazioni croniche sul campo e singole unità da più regioni del cervello contemporaneamente in topi giovani e adolescenti attraverso una finestra di sviluppo critica dal giorno postnatale 20 (p20) al giorno postnatale 60 (p60) e oltre.

Un impianto di azionamento leggero per registrazioni croniche di tetrodi in topi giovani

In vivo electrophysiology provides unparalleled insight into the sub-second-level circuit dynamics of the intact brain and represents a method of ...

Siamo interessati a capire come funziona il cervello a livello di rete. Questo metodo è il nostro tentativo di esplorare lo sviluppo di reti cerebrali per identificare alterazioni dello sviluppo in malattie dipendenti dall'età come l'autismo, la schizofrenia o il disturbo bipolare. La tecnologia della sonda al silicio fornisce un metodo più semplice e coerente per registrare l'attività di rete in vivo.Ma nonostante questo, le registrazioni croniche di tetra offrono alcuni vantaggi rispetto alle sonde al silicio, come la registrazione simultanea su una più ampia distribuzione spaziale delle regioni cerebrali. Le registrazioni croniche rappresentano una sfida unica per l'elettrofisiologia in vivo a causa di diversi fattori, tra cui la gliosi nei siti di registrazione, il movimento del sito di registrazione nel tempo o il fallimento del metodo di attaccamento. Il nostro recente lavoro ha dimostrato che gli sweep codificati dall'oscillazione theta dell'ippocampo durante il movimento attivo dell'animale ogni cento millisecondi circa si spostano iterativamente in avanti, valutando prospetticamente possibili stati futuri e all'indietro valutando retrospettivamente le azioni precedenti.L'esecuzione di queste registrazioni in vivo in topi giovani pone diverse sfide ingegneristiche a causa delle piccole dimensioni dei topi, della loro relativa debolezza e della mancanza di sviluppo nel loro cranio. La nostra metodologia supera queste limitazioni e ci consente di registrare quotidianamente l'attività a livello di rete nel cervello del topo in via di sviluppo. Oltre a registrare cronicamente nei topi giovani, il nostro metodo ci consente di registrare fino a 16 distinte regioni cerebrali bilaterali indipendentemente dalla relazione spaziale di quelle regioni.Questi sviluppi ci permetteranno di identificare come le reti stabiliscono la comunicazione funzionale attraverso gli sviluppi, sia nel cervello sano che nei modelli murini di disturbi dello sviluppo neurologico, come i disturbi dello spettro autistico.

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In questo protocollo dimostriamo come fabbricare un micro-drive array per registrazioni elettrofisiologiche cronica nei ratti.

Micro-drive array per la cronica In vivo</emRegistrazione>: Drive Fabrication

In questo protocollo dimostriamo come fabbricare e tetrodi condizione per l'utilizzo con un micro-drive array, che è stato progettato per registrazioni elettrofisiologiche cronica nei ratti. Inoltre, illustrare le fasi finali della costruzione di micro-drive array, che include l'installazione di cavi di terra e un cono protettivo.

Micro-drive array per la cronica In vivo</emRegistrazione>: tetrodo Assemblea

L', fabbricazione progettazione e montaggio di un ultraleggero motorizzato microdrive è descritto. Il dispositivo offre una soluzione economica e facile da usare per le registrazioni croniche di singole unità in piccoli animali che si comportano.

Progettazione e assemblaggio di un ultraleggero motorizzato per Microdrive croniche Recordings neurali in animali di piccola taglia

La progettazione e l'assemblaggio di microdrive per registrazioni elettrofisiologiche in vivo di segnali cerebrali dal mouse è descritto. Allegando fasci microelettrodi a vettori guidabili robuste, queste tecniche consentono registrazioni neuronali a lungo termine e stabile. Il design leggero permette illimitato prestazioni comportamentali da parte dell'animale dopo l'impianto in auto.

Costruzione di matrici Microdrive per cronici Recordings neurali in topi Comportarsi Awake

Vi presentiamo la costruzione di un 3D-stampabile hyperdrive con diciotto tetrodi regolabili in modo indipendente. L'iperguida è progettato per registrare l'attività cerebrale a comportarsi liberamente ratti per un periodo di diverse settimane.

Costruzione di un Hyperdrive multi-tetrodo migliorata per la registrazione su larga scala neurale nel comportarsi ratti

Questo protocollo descrive la costruzione di un array ibrido di microdrive che consente l'impianto di nove tetrodi regolabili in modo indipendente e una sonda opto-silicone regolabile in due regioni cerebrali in topi in movimento libero. Di dimostrato è anche un metodo per recuperare e riutilizzare in modo sicuro la sonda opto-silicone per molteplici scopi.

Sistema microdrive ibrido con sonda Opto-Silicon recuperabile e tetrode per la registrazione ad alta densità a doppio sito in mouse in movimento libero

Qui, presentiamo un impianto unico e stampabile in 3D per ratti, chiamato TD Drive, in grado di registrare elettrodi a filo bilaterali simmetrici, attualmente in un massimo di dieci aree cerebrali distribuite contemporaneamente.

TD Drive: un impianto parametrico open-source per registrazioni elettrofisiologiche multi-area in ratti comportamentali e addormentati

Qui presentiamo un sistema di impianto di sonde leggero ed economico per l'elettrofisiologia cronica nei roditori, ottimizzato per la facilità d'uso, il recupero della sonda, la versatilità sperimentale e la compatibilità con il comportamento.

L'impianto DREAM: un sistema implantare leggero, modulare ed economico per l'elettrofisiologia cronica in topi con testa fissa e a comportamento libero

La preparazione di fettine cerebrali acute di ippocampo isolato, così come le registrazioni elettrofisiologiche simultanee di astrociti e neuroni...

Due registrazioni elettrofisiologiche di sinapticamente-evocati Risposte astrogliale e neuronale in acute fettine di ippocampo

Descriviamo la progettazione e l'assemblaggio di cuffie miniaturizzati adatti per la sostituzione dei feedback uditivo naturale di un uccello canoro con un segnale acustico manipolato. In linea hardware di elaborazione del suono viene usato per manipolare l'uscita canzone, introdurre in tempo reale gli errori di feedback uditivo tramite le cuffie, e guidare l'apprendimento vocale motore.

Un leggero, Cuffie-based per la gestione di sistema feedback uditivo in Songbirds

Scopri un impianto di azionamento leggero per registrazioni croniche di tetrodi in topi giovani. Questo metodo consente registrazioni da 16 regioni cerebrali bilaterali per studiare lo sviluppo delle reti neurali e i disturbi del neurosviluppo.

Un impianto di azionamento leggero per registrazioni croniche di tetrodi in topi giovani

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