Name: Analisi in tempo reale della comunicazione neurale intestino-cervello: dinamica del calcio a livello di corteccia in risposta alla stimolazione intestinale del glucosio (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-12-29T13:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 29 s
Description: Scopri un metodo mininvasivo per analizzare la comunicazione intestino-cervello nei topi, utilizzando colla cianoacrilica per il catetere e imaging del calcio corticale. Questa tecnica rivela la rapida modulazione dell'attività cerebrale da segnali intestinali.

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Tutti i protocolli sperimentali sono stati approvati dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali dell'Università di Ochanomizu, Giappone (protocolli di studio sugli animali 22017). Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati eseguiti secondo le linee guida per la sperimentazione animale dell'Università di Ochanomizu che sono conformi alle linee guida fondamentali per la corretta conduzione degli esperimenti sugli animali e delle attività correlate negli istituti di ricerca accademica (Ministero dell'Istruzione, della Cultura, dello Sport, della Scienza e della Tecnologia, Giappone). Sono stati compiuti sforzi per ridurre al minimo il numero di animali utilizzati. Questo studio è stato condotto in conformità con le linee guida ARRIVE.
1. Preparazione di topi transgenici
<ol>
	<li>Per seguire questo esperimento, utilizzare maschi e femmine adulti della linea di topi transgenici BAC GLT-1-G-CaMP7 #817, vale a dire G7NG817 topi24,25 (di età superiore alle 8 settimane). Il ceppo di fondo dei topi G7NG81725 è C57BL/6J.</li>
	<li>Ospita i topi sotto un ciclo luce/buio di 12 ore/12 ore e allevali in gruppi di massimo cinque topi.</li>
</ol>
2. Creazione del catetere
<ol>
	<li>Utilizzare le forbici per regolare il tubo di silicone (diametro interno 0,5 mm, diametro esterno 1,0 mm) a una lunghezza precisa di 7 cm (Figura 1A-a). NOTA: Prima delle procedure, le forbici e il tubo di silicone venivano sterilizzati.</li>
	<li>Far aderire le minuscole perle di plastica (diametro interno 3 mm, diametro esterno 5 mm) al tubo su misura, assicurandosi che siano situate a 3 mm dal suo capolinea (Figura 1A-b). Fissare le perline in modo sicuro utilizzando la colla cianoacrilica (sono accettabili varianti mediche o standard).</li>
	<li>Asciugare l'apice di un ago da 23 g e successivamente tagliare a 1,5 cm dalla punta dell'ago (Figura 1A-c).</li>
	<li>Introdurre l'ago sezionato da 23 G dal passaggio 2.3 nell'estremità del tubo di silicone, opposta a dove sono state fissate le perline (Figura 1A-d).</li>
</ol>
3. Creazione dell'iniettore
<ol>
	<li>Utilizzare una pinza sterile per asportare 1 cm dalla punta dell'ago (Figura 1B-a). NOTA: Assicurarsi che l'orifizio all'estremità recisa mantenga la sua integrità e non si deformi, poiché qualsiasi distorsione potrebbe ostruire il flusso della soluzione di iniezione.</li>
	<li>Associare l'ago per iniezione adattato da 23 G del passaggio 3.1.1 a una siringa da 2,5 mL (Figura 1B-b).</li>
	<li>Segmentare un tubo di silicone alla lunghezza richiesta (un tubo di silicone da 15 cm in questo esperimento) e avvolgerlo sopra l'ago per iniezione da 23 G (Figura 1B-c). NOTA: Il volume della soluzione erogata fluttuerà in base alla lunghezza del tubo. Ad esempio, con un tubo da 15 cm, circa 50 μL di soluzione rimarranno dopo l'esperimento.</li>
	<li>Recidere l'ago per iniezione da 23 G a 1,5 cm dalla punta dell'ago.</li>
	<li>Unire la parte sezionata del passaggio 3.4 con il catetere in silicone modellato nel passaggio 3.3 (Figura 1B-d). NOTA: Assicurarsi che gli orifizi creati nei passaggi 3.1 e 3.4 rimangano non distorti dopo l'incisione. Se è necessaria una rettifica, utilizzare una pinza per ripristinarne la configurazione circolare.</li>
</ol>
4. Localizzazione gastrica
<ol>
	<li>Somministrare l'anestesia al topo tramite inalazione di isoflurano al 3,0% in una camera specifica. Applicare un unguento oftalmico per prevenire la secchezza oculare.</li>
	<li>Trasferire delicatamente il topo anestetizzato dalla camera di inalazione al tavolo operatorio dopo aver verificato lo stato anestetizzato del topo. Fornire supporto termico durante tutta la procedura.</li>
	<li>Stendere il topo supino, allineando la bocca in prossimità dell'apparato inspiratorio, e modulare la concentrazione di isoflurano dal 3,0% al 2,0%. NOTA: Sganciare il segmento inferiore della maschera di isoflurano dalla sua controparte superiore e ancorare la maschera separata (segmento superiore) al tavolo chirurgico utilizzando del nastro adesivo.</li>
	<li>Integrare la cavità orale, gli arti anteriori e posteriori del topo al tavolo operatorio utilizzando del nastro adesivo. NOTA: Fissando il mouse al tavolo, è possibile prevenire errori chirurgici dovuti al movimento anche se il mouse è anestetizzato.</li>
	<li>Rimuovere i peli del topo dall'addome superiore sinistro (150% dell'area intorno al sito chirurgico) utilizzando una crema depilatoria. Applicare un analgesico locale per via topica sul sito dell'intervento e attendere 5 minuti prima di procedere.</li>
	<li>Applicare un gel anestetico locale sulla pelle addominale e attendere da 5 a 10 minuti. Quindi, disinfettare l'area chirurgica 3 volte con cicli alternati di iodoforo ed etanolo al 70%. Confermare la profondità dell'anestesia con un pizzico per le dita dei piedi e coprire l'animale con teli chirurgici sterili. Praticare un'incisione cutanea di circa 1,5 cm di lunghezza (Figura 1C-b), situata 1 cm a destra della mediana addominale e 5 mm sotto il processo xifoideo (Figura 1C-c). Quindi, creare un'incisione di 1,5 cm nella parete addominale nella stessa posizione dell'incisione cutanea iniziale. NOTA: Prestare attenzione per evitare di infliggere danni al fegato sottostante.</li>
	<li>Riposizionare delicatamente il lobo epatico sinistro lateralmente utilizzando una pinza smussata, rivelando lo stomaco sottostante.</li>
</ol>
5. Inserimento del catetere
<ol>
	<li>Sollevare lo stomaco ed estrarlo con cautela attraverso l'incisione. NOTA: Prestare la massima attenzione per preservare l'integrità degli organi adiacenti, in particolare il fegato, ed astenersi dall'esercitare una forza eccessiva sullo stomaco.</li>
	<li>Usa le forbici per creare una minuscola perforazione (circa 1,5 mm di diametro) nell'antro pilorico.</li>
	<li>Introdurre l'estremità del catetere nella perforazione, assicurandosi che la perlina sia a diretto contatto con l'antro pilorico. NOTA: Il catetere viene disinfettato con una soluzione di clorexidina gluconato allo 0,1-0,5% prima dell'inserimento.</li>
	<li>Far aderire la perlina del catetere allo stomaco utilizzando colla cianoacrilica di grado medico. NOTA: Assicurarsi che lo stomaco rimanga non attaccato agli organi circostanti.</li>
	<li>Verificare che il catetere sia saldamente attaccato allo stomaco, quindi riposizionare delicatamente lo stomaco nella sua sede innata sotto il lobo epatico sinistro.</li>
	<li>Cucire la parete addominale, consentendo al catetere di estendersi esternamente, utilizzando una sutura in polidiossanone (PDS). Dopodiché, chiudere l'incisione cutanea in modo analogo alla chiusura addominale.</li>
	<li>Riposizionare delicatamente il mouse in una gabbia igienizzata. NOTA: I topi postoperatori devono essere alloggiati singolarmente. Applicare un analgesico locale per via topica sulla chiusura della ferita e seguire i piani analgesici come raccomandato dalle linee guida istituzionali locali.</li>
	<li>Consentire un periodo di recupero minimo di 48 ore in un ambiente standard. NOTA: Un'estremità del catetere inserito nello stomaco del topo viene chiusa con un ago da 23G con una punta sigillata per impedire l'ingresso di sostanze estranee ed evitare di mordere. Poiché il catetere che sporge dall'addome è corto, impedisce al topo di trascinarlo attraverso la lettiera, il che potrebbe causarne l'apertura o l'impigliamento.</li>
</ol>
6. Preparazione per l'imaging transcranico in vivo del Ca2+
<ol>
	<li>Somministrare l'anestesia al topo utilizzando isoflurano (induzione al 2%; mantenimento tra lo 0,8% e l'1,0%).</li>
	<li>Fissa il mouse su una piattaforma stereotassica utilizzando barre auricolari ausiliarie per mitigare gli effetti della pulsazione e della respirazione. Successivamente, posizionare il mouse sotto uno stereomicroscopio a fluorescenza.</li>
	<li>Utilizzare un set di filtri a fluorescenza blu a banda larga (con eccitazione a 460-490 nm ed emissione a 520 nm) in combinazione con una sorgente luminosa al mercurio.</li>
	<li>Acquisire le immagini utilizzando una fotocamera ed elaborarle utilizzando il software di imaging designato.</li>
	<li>Rimuovere con cura i peli dal cuoio capelluto utilizzando un rasoio elettrico o una crema depilatoria. NOTA: Se si utilizza un rasoio, assicurarsi che sia accuratamente disinfettato e fare attenzione a non tagliare la pelle.</li>
	<li>Disinfettare la superficie del cuoio capelluto utilizzando un batuffolo di cotone o uno strumento simile con una soluzione di clorexidina gluconato diluita allo 0,1-0,5%. Quindi, disinfettare con alcool e ripetere i giri alternati 3 volte.</li>
	<li>Applicare un gel anestetico locale e attendere 5-10 minuti.</li>
	<li>Prepararsi ad applicare il cemento acrilico dentale.<ol>
		<li>Usa una lama di bisturi sterile per tagliare il cuoio capelluto. Rimuovere completamente il cuoio capelluto o fare un taglio dritto dalla parte posteriore della testa alla fronte.</li>
		<li>Usa le clip per esporre il teschio estendendo la pelle in eccesso.</li>
		<li>Utilizzare un batuffolo di cotone per rimuovere il tessuto connettivo del periostio.</li>
		<li>Applicare immediatamente il cemento acrilico dopo aver rimosso il periostio. Agire rapidamente per evitare che la superficie del cranio diventi opaca a causa dell'evaporazione dall'osso esposto.</li>
		<li>Attendere circa 5 minuti affinché il cemento si asciughi.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
7. Imaging transcranico del Ca2+ con somministrazione intraduodenale di glucosio
<ol>
	<li>Equilibrare sia la soluzione sperimentale che la soluzione salina a temperatura ambiente. Sottoporre i topi a una restrizione dietetica per una durata specificata (ad esempio, 2 ore).</li>
	<li>Eliminare l'eventuale contenuto residuo all'interno del catetere lato topo utilizzando ~0,03 ml di soluzione fisiologica prima di iniziare l'iniezione.</li>
	<li>Aspirare la soluzione sperimentale (ad esempio, una soluzione di glucosio al 10% preparata in 300 μL di acqua, completata con altri 300 μL di acqua) nella siringa, quindi interfacciarla con il catetere. Accertare il dosaggio ottimale della soluzione in base allo specifico obiettivo sperimentale. NOTA: Durante questa fase, prestare attenzione per evitare sforzi eccessivi sul catetere, che potrebbero compromettere l'anatomia interna del topo. Sforzarsi di manipolare il tubo lato mouse con la massima delicatezza. Inoltre, assicurarsi che la siringa rimanga priva di aspirazione della soluzione post aria, poiché l'aria intrappolata e le bolle potrebbero indurre distensione gastrointestinale.</li>
	<li>Valuta lo stato fisiologico del mouse e attiva la funzione di registrazione del software di imaging facendo clic sul pulsante del processo di registrazione dell'applicazione software.</li>
	<li>Acquisisci immagini con una risoluzione di 512 x 512 pixel, una profondità di 16 bit e una frequenza fotogrammi di 10 Hz. NOTA: I parametri di registrazione possono essere regolati per allinearsi a specifici requisiti sperimentali.</li>
	<li>Acquisire dati spontanei (ad esempio, che coprono 50 s), seguiti dall'infusione graduale della soluzione sperimentale a una velocità adattata all'esperimento (qui, 0,035 mL/s). NOTA: Al termine dell'esperimento, il topo sarà prontamente soppresso mediante lussazione cervicale in anestesia con isoflurano.</li>
</ol>
8. Elaborazione e analisi dei dati delle immagini
<ol>
	<li>Raccogli i dati dell'immagine in 64 x 64 pixel.</li>
	<li>Determina le regioni di interesse (ROI) disegnate a mano utilizzando ImageJ. Fare riferimento all'atlante del cervello del topo per designare le ROI come l'area frontale (M2), l'area somatosensoriale compreso il barile (Somato), l'area occipitale (visiva) e la regione retrospleniale (RSC).</li>
	<li>Utilizza la funzione MATLAB ReadImageJROI per estrarre le coordinate corrispondenti alle ROI. Accedi alla funzione MATLAB tramite il link fornito: https://jp.mathworks.com/matlabcentral/fileexchange/32479-readimagejroi</li>
	<li>Calcola il tasso medio di variazione dell'intensità della fluorescenza all'interno del ROI utilizzando MATLAB.<ol>
		<li>Definisci il tasso di variazione dell'intensità della fluorescenza (ΔF/F) con l'equazione (1): 
		<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/65902/65902eq01.jpg" style="margin: auto;">(1) Dove Ft rappresenta il valore dell'intensità della fluorescenza in un momento specifico e il valore medio dell'intensità dall'inizio della registrazione fino a 50 s dall'inizio dell'iniezione è indicato come F0.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Tenere conto del ritardo con cui la soluzione iniettabile raggiunge l'organo. Utilizzare il valore medio dell'intensità che copre i tre secondi dopo l'iniezione come valore di riferimento. Forme d'onda target che superano il valore di intensità basale + 1 SD per l'analisi se si verificano 3 s o più tardi dopo l'iniezione.</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Studio dell'interazione intestino-cervello tramite imaging transcranico del calcio nei topi

<ol><li>Buchanan, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+preference+for+sugar+over+sweetener+depends+on+a+gut+sensor+cell%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">The preference for sugar over sweetener depends on a gut sensor cell.</a> Nature Neuroscience. 25 (2), 191-200 (2022).</li>
<li>Reimann, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+mechanisms+underlying+nutrient+detection+by+incretin-secreting+cells%5BTitle%5D)+AND+%22International+Dairy+Journal%22%5BJournal%5D)">Molecular mechanisms underlying nutrient detection by incretin-secreting cells.</a> International Dairy Journal. 20 (4), 236-242 (2010).</li>
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<li>Schwalm, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+states+shape+the+spatiotemporal+representation+of+local+and+cortex-wide+neural+activity+in+mouse+sensory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Functional states shape the spatiotemporal representation of local and cortex-wide neural activity in mouse sensory cortex.</a> Journal of Neurophysiology. 128 (4), 763-777 (2022).</li>
<li>Ueno, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+intragastric+infusion+%28iG%29+model%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Mouse intragastric infusion (iG) model.</a> Nature Protocols. 7 (4), 771-781 (2012).</li>
<li>Zukerman, S., Ackroff, K., Sclafani, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Post-oral+glucose+stimulation+of+intake+and+conditioned+flavor+preference+in+C57BL%2F6J+mice%3A+A+concentration-response+study%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology+%26+Behavior%22%5BJournal%5D)">Post-oral glucose stimulation of intake and conditioned flavor preference in C57BL/6J mice: A concentration-response study.</a> Physiology & Behavior. 109, 33-41 (2013).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Siringa TERUMO da 2,5 mL</td><td>TERUMO</td><td>ss-02Sz</td><td></td></tr><tr><td>23 G ago per iniezione</td><td>TERUMO</td><td>4987350390691</td><td></td></tr><tr><td>Anestetico (soluzione per inalazione di ISOFLURANO)</td><td>viatris</td><td>871119</td><td></td></tr><tr><td>batuffolo</td><td></td><td></td> di cotone <td>azienda locale</td></tr><tr><td>Colla cianoacrilica (AronArufa A)</td><td>TOAGOSEI</td><td>7990700Q1022</td><td></td></tr><tr><td>dentale cemento acrilico C& B&nbsp;</td><td>Sole Medico&nbsp;</td><td>221AABZX00115000</td><td></td></tr><tr><td>Crema depilatoria</td><td>Kracie</td><td></td><td>azienda locale</td></tr><tr><td>Fotocamera digitale CMOS&nbsp;</td><td>Fotonica di Hamamatsu&nbsp;</td><td>ORCA-Spark</td><td></td></tr><tr><td>Barra auricolare</td><td>NARISHIGE</td><td>EB-5N</td><td></td></tr><tr><td>Set di filtri (U-MWB2)</td><td>Evident</td><td>U-MWB2&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Forbici fini</td><td>Strumenti di Dcience fine</td><td>14040-10</td><td></td></tr><tr><td>G7NG817 mouse</td><td>RIKEN BRC</td><td>RBRC09650</td><td></td></tr><tr><td>Software di immagine</td><td>Hamamatsu Photonics&nbsp;</td><td>Software di immagine</td><td></td>HC</tr><tr><td>Vapolizer isoflurano</td><td>shinanoseisakusyo</td><td>SN-487-0Sorgente</td><td></td></tr><tr><td>luminosa (U-HGLGPS)</td><td>Microscopia evidente</td><td>U-HGLGPS</td><td></td></tr><tr><td>(MVX10)</td><td>Perle</td> di plastica evidenti <td></td><td></td></tr><tr><td>(diametro interno 3 mm, diametro esterno 5 mm)</td><td></td><td></td><td>Azienda locale</td></tr><tr><td>Pinze</td><td></td><td></td> azienda <td>locale</td></tr><tr><td>Sutura in polidiossanone, monodiox</td><td>Alfresa Pharma</td><td>HR1305MV45-KF2R</td><td>Questa sutura PDS monofilamento riassorbibile viene impiegata per chiudere l'incisione chirurgica</td></tr><tr><td>Pinze con estremità rotonde</td><td>F.S.T.</td><td>11617-12</td><td></td></tr><tr><td>soluzione salina</td><td>Otsuka Pharmaceutical Factory</td><td>35061311</td><td></td></tr><tr><td>Tubo in silicone (diametro interno 0,5 mm, diametro esterno 1,0 mm)</td> <td>AS ONE&nbsp; CORPORATIO</td><td>33151413</td><td>azienda locale</td></tr><tr><td>ago per piccola chirurgia</td><td>Natsume Seisakusho Co., Ltd.</td><td></td><td></td>AC03DNT</tr><tr><td>Stadio stereotassico</td><td>NARISHIGE</td><td>MA-6N</td><td></td></tr><tr><td>Gelatina di xilocaina 2%</td><td>Sandoz K.K.</td><td>614429303</td><td>Questa gelatina è usata come analgesico locale per alleviare il dolore chirurgico</td></tr></tbody></table>

analisi in tempo reale della comunicazione neurale intestino-cervello: dinamica del calcio a livello di corteccia in risposta alla stimolazione intestinale del glucosio

Real-time Analysis of Gut-brain Neural Communication: Cortex wide Calcium Dynamics in Response to Intestinal Glucose Stimulation

Imaging del Ca2+ a livello di corteccia transcranica con un topo G7NG817 anestetizzato con isoflurano Abbiamo creato il catetere seguendo la procedura illustrata in Figura 1. Dopo aver identificato attentamente la posizione dello stomaco, abbiamo attaccato il catetere a quella posizione (Figura 1). Dopo aver concesso un tempo di recupero sufficiente dopo l'inserimento del catetere (circa 48 ore), abbiamo misurato l'attività neurale spontanea in anestesia lieve con isoflurano (0,8-1,0%) per stabilire le variazioni di intensità della fluorescenza al basale per le successive osservazioni di stimolazione intestinale. Di conseguenza, abbiamo confermato i modelli di oscillazione casuali del Ca2+ che attraversavano l'intera corteccia (Figura 2A). La Figura 2 fornisce esempi rappresentativi di attività cerebrale spontanea, con i cateteri inseriti in anticipo. Abbiamo definito il tempo del primo picco transitorio osservabile di Ca2+ nella regione M2 dopo l'iniezione come 0,0 s. La rappresentazione pseudo a colori mostrava il picco di questo transitorio Ca2+ come valore massimo, con il valore medio più una deviazione standard (1 SD) come valore minimo. Era chiaro che gli emisferi sinistro e destro mostravano un'attività sincrona in tutte le regioni.
Successivamente, abbiamo stabilito i ROI per caratterizzare le onde all'interno di ciascuna area funzionale. Come mostrato nella Figura 2B, abbiamo presentato le variazioni temporali del tasso di intensità della fluorescenza per ciascun ROI (Figura 2B). Queste oscillazioni di superficie del Ca2+ osservate hanno seguito un modello di soppressione del burst, alternando periodi di bassa attività e cambiamenti di fluorescenza ad alta ampiezza. Questo modello di attività si allinea con i risultati precedenti che hanno misurato simultaneamente l'EEG della superficie corticale e la dinamica del Ca2+ 26.
Nonostante le fluttuazioni globali o regionali del Ca2+ di superficie tra gli stati di soppressione e di burst, la regione corticale specifica che avvia il picco di calcio può differire. Come riportato in precedenza, quando un segnale stimola una regione corticale locale, ci si aspetta che l'area si attivi, determinando successivamente un cambiamento globale nello stato corticale27,28.
Cambiamenti nella dinamica del Ca2+ della corteccia dopo l'iniezione intragastrica di glucosio Successivamente, per chiarire come la somministrazione di glucosio o acqua influenzi l'attività corticale, abbiamo monitorato la dinamica del Ca2+ a livello di corteccia durante e dopo l'iniezione. Di conseguenza, abbiamo riscontrato alterazioni nella dinamica corticale del Ca2+ dopo l'iniezione intragastrica di glucosio. In contrasto con l'attività spontanea illustrata in diverse regioni di attivazione corticale, abbiamo osservato un'attivazione immediata nell'area prefrontale o nella corteccia motoria secondaria (M2) dopo l'iniezione diretta di glucosio nell'intestino attraverso il catetere, un effetto non indotto dall'iniezione intragastrica di acqua (Figura 3A-C). Inoltre, abbiamo osservato che questi eventi transitori e prominenti di Ca2+ tendevano a verificarsi continuamente per circa 10 secondi dopo l'iniezione intragastrica di glucosio. Tali fenomeni persistenti non erano evidenti quando veniva somministrata l'acqua (Figura 3D-F).
Gli eventi di Ca2+ in ciascuna ROI sono stati caratterizzati calcolando il rapporto di variazione dell'intensità della fluorescenza, utilizzando la corteccia uditiva (Riferimento) come riferimento, al primo picco che si verifica entro 4-8 s dopo il completamento della somministrazione di glucosio. Di conseguenza, è stato osservato un cambiamento significativo quando il glucosio è stato iniettato dopo aver confrontato la risposta nella regione M2 utilizzando la corteccia uditiva come riferimento prima e dopo l'iniezione.
Al contrario, tale cambiamento non è stato osservato quando l'acqua è stata iniettata (Figura 3G, acqua N = 7: prima dell'iniezione, 2,38 ± 2,53 contro 2,05 ± 1,84, p &gt; 0,05; glucosio N = 7: prima dell'iniezione, 2,48 ± 0,97 contro 3,76 ± 2,76, p &lt; 0,01, test del grado firmato di Wilcoxon). Successivamente, definendo i livelli di attivazione in ciascuna regione corticale dal rapporto tra il valore di dopo l'iniezione e prima dell'iniezione, è stata osservata una differenza significativa solo nella regione M2 (Figura 3H, M2: 0,92 ± 0,89 vs. 1,30 ± 0,32, p = 0,006; Somato: 0,95 ± 0,076 contro 1,04 ± 0,13, p = 0,27; Visivo: 0,92 ± 0,3 contro 1,00 ± 0,06, p = 0,89; RSC: 0,97 ± 0,27 vs. 1,10 ± 0,27, p = 0,60, t-test).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65902/65902fig01.jpg"> 
Figura 1: Panoramica del metodo. (A) Creazione del catetere: (a) Tagliare il tubo di silicone. (b) Fissare una perlina di plastica al tubo di silicone utilizzando colla cianoacrilica medica. (c) Tagliare l'ago da 23 G a 1,5 cm dalla punta. (d) Collegare l'estremità tagliata dell'ago al tubo di silicone. (B) Gruppo iniettore: (a) Tagliare un ago per iniezione da 23 G di 1 cm. (b) Collegare l'ago per iniezione tagliato a una siringa da 2,5 mL. (c) Rinfoderare la sezione tagliata dell'ago per iniezione con un tubo di silicone. (d) Tagliare l'ago da 23 G a 1,5 cm dalla punta. (e) Collegare l'estremità tagliata dell'ago al tubo di silicone. (C) Procedura chirurgica: (a) Depilare l'area chirurgica. (b) Incidere la pelle e la parete addominale per una lunghezza di circa 1,5 cm. (c) Creare una piccola perforazione (circa 1,5 mm di diametro) nell'antro pilorico usando le forbici e inserire il catetere (tubo di silicone). Fissare il catetere all'antro pilorico utilizzando colla cianoacrilica medica. (d) Cucire la parete addominale e la pelle utilizzando materiale di sutura in seta 5/0 e ago. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65902/65902fig01large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65902/65902fig02.jpg"> 
Figura 2: Oscillazioni spontanee del Ca2+ a livello della corteccia in G7NG817 topi con un catetere collegato. (A) Un esempio rappresentativo di oscillazioni del Ca2+ a livello di corteccia visualizzate a intervalli di 0,2 s. Le variazioni dell'intensità della fluorescenza sono rappresentate con una pseudo sovrapposizione di colori. La finestra temporale circondata dalla linea tratteggiata in B mostra il primo transitorio Ca2+ che appare, con il suo picco impostato come tempo 0. La rappresentazione pseudo del colore utilizza il picco di quel transitorio Ca2+ come valore massimo e la media +1 SD come valore minimo. (B) Variazioni delle serie temporali nell'intensità della fluorescenza per ciascun ROI nell'esempio. I colori delle linee corrispondono a diverse aree corticali: il rosso rappresenta M2; il magenta rappresenta l'area somatosensoriale (Somato); il blu rappresenta l'area visiva (Visual); e il verde rappresenta la regione retrospleniale. La striscia color salmone mostra il tempo di iniezione. (C) Un singolo picco all'interno del contorno tratteggiato viene isolato e visualizzato in una vista ingrandita. Abbreviazioni: SD = deviazione standard; ROI = regione di interesse; RSC = regione retrospleniale. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65902/65902fig02large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65902/65902fig03.jpg"> 
Figura 3: Risposta Ca2+ a livello di corteccia durante/dopo l'iniezione di glucosio o acqua. (A) Un esempio rappresentativo di somministrazione di glucosio visualizzato a intervalli di 0,2 s. Le variazioni dell'intensità della fluorescenza sono rappresentate con una pseudo sovrapposizione di colori. La finestra temporale circondata dalla linea tratteggiata in B mostra il primo transitorio Ca2+ che appare dopo l'iniezione, con il suo picco impostato come tempo 0. La rappresentazione pseudo del colore si basa sul picco del primo transitorio Ca2+ dopo l'iniezione come valore massimo e sulla media +1 SD come valore minimo. (B) Variazioni delle serie temporali dell'intensità di fluorescenza per ogni ROI nell'esempio. I colori delle linee corrispondono a diverse aree corticali: il rosso rappresenta M2, il magenta rappresenta l'area somatosensoriale (Somato), il blu rappresenta l'area visiva (Visual) e il verde rappresenta la regione retrospleniale. (C) Un singolo picco all'interno del contorno tratteggiato viene isolato e visualizzato in una vista ingrandita. L'analisi dell'onda di calcio target è la prima onda che è apparsa entro 4-8 s dopo l'iniezione. (D) Un esempio rappresentativo di iniezione d'acqua come dati di controllo del glucosio. (E) Variazioni delle serie temporali nell'intensità della fluorescenza per ogni ROI nell'esempio. I colori delle linee sono come in B. (F) Un singolo picco all'interno del contorno tratteggiato viene isolato e visualizzato in una vista ingrandita. L'analisi dell'onda di calcio target è la prima onda che è apparsa entro 4-8 s dopo l'iniezione. (G) Confronto tra l'attività spontanea di M2 (prima) e la risposta dopo l'iniezione (iniettata). L'intensità media della fluorescenza cambia nell'arco di 50 s prima dell'iniezione ed è stata calcolata la risposta di picco nella regione M2 tra 4 s e 8 s dopo l'iniezione, utilizzando la corteccia uditiva come riferimento. (H) Confronto dei livelli di attivazione in ciascuna regione corticale quando è stata somministrata acqua o glucosio. Per ciascuna regione è stato calcolato il rapporto tra il valore di dopo l'iniezione e quello di prima dell'iniezione, determinato in G. N.S. rappresenta non significativo (p &gt; 0,05). ** &lt;0,01. Le barre di errore sono definite come l'errore standard della media. Abbreviazioni: SD = deviazione standard; ROI = regione di interesse; RSC = regione retrospleniale. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65902/65902fig03large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

Analisi in tempo reale della comunicazione neurale intestino-cervello: dinamica del calcio a livello di corteccia in risposta alla stimolazione intestinale del glucosio

Communication between the gastrointestinal tract and the brain after nutrient absorption plays an essential role in food preference, metabolism, and ...

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Due registrazioni elettrofisiologiche di sinapticamente-evocati Risposte astrogliale e neuronale in acute fettine di ippocampo

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Analisi in tempo reale della comunicazione neurale intestino-cervello: dinamica del calcio a livello di corteccia in risposta alla stimolazione intestinale del glucosio (Video) | JoVE Journal

Analisi in tempo reale della comunicazione neurale intestino-cervello: dinamica del calcio a livello di corteccia in risposta alla stimolazione intestinale del glucosio

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