Name: Istituzione di un modello di esposizione alla polpa murina con un nuovo bavaglio orale per la ricerca sulla pulpite (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-10-27T13:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 16 s
Description: Scopri come stabilire un modello di pulpite murina utilizzando un innovativo bavaglio orale per la ricerca endodontica. Questo metodo facilita l'analisi istologica e migliora la comprensione dell'infiammazione della polpa dentale.

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Questo studio è stato finanziato da sovvenzioni della National Natural Science Foundation of China U21A20368 (L. Y.), 82101000 (H. W.) e 82100982 (F. L.) e dal Sichuan Science and Technology Program 2023NSFSC1499 (H. W.). Tutti i dati e le immagini originali sono inclusi in questo documento.

Le procedure sperimentali in questo studio sono state approvate dal comitato etico della West China School of Stomatology, Sichuan University (WCHSIRB-D-2021-125). I topi adulti C57BL/6 sono stati ottenuti dalla Gempharmatech Experimental Animals Company, Chengdu, Cina. L'intera corona del primo molare mascellare erutta 21 giorni dopo la nascita. I topi per l'intervento chirurgico dovrebbero avere più di 21 giorni con una vitalità normale11. Qui, per la modellazione venivano utilizzati topi di età compresa tra 6 e 8 settimane. La Figura 1 è un diagramma di flusso che mostra il protocollo utilizzato.
1. Preparazione preoperatoria (Figura 2)
<ol><li>Procurarsi i seguenti strumenti: microscopio stereoscopico, piastra di fissaggio, nastro medicale, bavaglio orale, fresa dentale minimamente invasiva con un diametro di 0,6 mm, manipolo dentale ad alta velocità, lima 8# C+, termoforo, siringa da 1 ml, batuffolo di cotone sterile, pinza oculare.</li>
	<li>Ottenere i seguenti farmaci: miscela per anestesia, unguento veterinario.</li>
</ol>2. Preparazione del bavaglio
<ol><li>Pesare e anestetizzare il topo mediante iniezione intraperitoneale di una soluzione di miscela per anestesia (10% ketamina cloridrato + 5% xilazina + 85% soluzione salina isotonica sterile) a 0,007 ml/g di peso corporeo e confermare la corretta anestesia attraverso il metodo del pizzicamento delle dita. Applicare un unguento lubrificante oftalmico sugli occhi per evitare lesioni agli occhi dovute all'essiccazione durante il funzionamento. NOTA: Sono necessari cappelli medici, maschere, guanti e tute e altre protezioni di base. Assicurati che sia l'ambiente chirurgico che la camera del mouse siano puliti e sicuri. È necessario un cuscinetto termico per il supporto termico durante tutta la procedura.</li>
	<li>Preparare il bavaglio come descritto di seguito (Figura 3).<ol><li>Procurarsi i seguenti materiali: filo ortodontico per arco con diametro di 8 μm, pinza per piegare ad anello giovane, tronchese pesante, pennarello, cappuccio in gomma con una lunghezza di 3 mm e un diametro della sezione trasversale di 1 mm.</li>
		<li>Per prima cosa, raddrizza il filo dell'arco con la mano sinistra per il fissaggio e il pollice, l'indice della mano destra si piega leggermente contro l'arco del filo. Ripeti questa azione più volte, faciliterà la flessione al corretto angolo tridimensionale.</li>
		<li>Utilizzare la pinza piegatrice ad anello Yong per piegare il bordo superiore (Figura 3G, a-i) del trapezio (Figura 3C, a-l-k-b) lungo circa 8 mm nel punto medio del filo dell'arco. Assicurarsi che il punto a (Figura 3) si trovi sul bordo del becco della pinza.</li>
		<li>Tenere le pinze con la mano sinistra, bloccare l'estremità libera del filo dell'arco con il pollice e l'indice destro e piegare il filo dell'arco dal punto a per formare un angolo di circa 120°. Duplicare l'azione precedente nel punto i (Figura 3G). Controlla se il filo dell'arco è su un piano mettendolo su un tavolo orizzontale senza fare leva.</li>
		<li>Lasciare circa 9 mm di lunghezza su ciascun lato (Figura 3D, a-b, l-k) e piegare l'estremità libera a un angolo di 75° utilizzando la stessa abilità del passaggio 2.2.4, assicurandosi che ogni bordo sia su un piano. Piega questo angolo acuto con la punta del becco della pinza.</li>
		<li>Trova il punto c a circa 5 mm dal punto b. Segui la stessa abilità per piegare un angolo di 105° sul punto c. Piegare un altro angolo di 105° al punto d a 5 mm dal punto c. Lasciare circa 4,5 mm dal punto d e trovare il punto e. Piegare l'estremità libera nel punto e per formare un angolo di circa 100 -105° (Figura 3E). NOTA: I topi C57 di 6-8 settimane che abbiamo usato erano di circa 20 g. La spaziatura di 5 mm non solo poteva inceppare le mascelle superiore e inferiore dei topi senza muoversi, ma non premeva nemmeno la pelle dei topi e causava disagio. Se vengono utilizzate altre specie o età di topi, regolare la lunghezza delle parti cd e ih in base alla situazione reale (Figura 3E, G).</li>
		<li>Piegare un abbassalingua in più per la parte mandibolare (Figura 3G, j-i-h-g).</li>
		<li>Duplicare i passaggi di piegatura della parte a-b-c sulla parte l-k-j. Bloccare contemporaneamente le parti i-k e k-j e piegare l'estremità libera nel punto j per renderla verticale rispetto al piano i-k-j. Clamp il punto i che si trova a 5 mm dal punto j, piegare l'estremità libera per renderla parallela sia al piano i-k-j che alla parte c-d (Figura 3H).</li>
		<li>Lasciare 5 mm di lunghezza dal punto i, al punto h, piegare l'arco verticalmente alla parte i-h e parallelamente al piano j-i-h. Trova il punto g a 5 mm dal punto h. Bloccare il piano j-i-h-g e piegare l'estremità libera simmetricamente alla parte k-j. Quindi l'estremità libera dopo il punto f dovrebbe essere simmetrica al punto e-estremità libera (Figura 3H).</li>
		<li>Mettere i cappucci di gomma sull'estremità libera (Figura 3F).</li>
	</ol></li>
</ol>3. Immobilizzazione
<ol><li>Fissare il mouse supino sulla piastra di fissaggio con gli arti fissati con nastro adesivo. Comprimere le estremità libere del bavaglio con il pollice e l'indice.</li>
	<li>Fissare gli incisivi anteriori del mouse nella scanalatura trapezoidale di due bracci. Assicurarsi che il braccio con abbassalingua sia per la mandibola. Regola il bavaglio per assicurarti che la lingua del topo sia immobilizzata ma non ischemica.</li>
</ol>4. Valutazione dei denti
<ol><li>Assicurarsi che il primo molare mascellare per l'intervento chirurgico sia privo di carie dentali, traumi e odontogenesi. Assicurarsi che non vi siano arrossamenti, gonfiori o fistole sulla gengiva circostante. Assicurati che i denti opposti siano sani e disponibili ad agire come gruppo di controllo sano.</li>
</ol>5. Esposizione alla polpa
<ol><li>Utilizzare la fresa dentale per perforare il lato occlusale del primo molare mascellare a una velocità di 20.000 giri/min. Assicurarsi che lo smalto sia stato rimosso. Mantenere l'operazione con il manipolo dentale solo in uno strato superficiale di dentina per evitare un'eccessiva stimolazione termica sul tessuto pulpare dentale12.</li>
	<li>Allo stesso tempo, prevenire il surriscaldamento utilizzando una siringa per far cadere la soluzione fisiologica normale sul dente ogni 3 minuti durante l'operazione.</li>
	<li>Mettere una lima C+ 8# o 10# nella posizione più bassa della fossa perforata e perforare l'ultima dentina per esporre la camera pulpare. Sarà un'evidente sensazione di caduta quando la dentina locale sarà completamente rimossa. Non pompare troppo in profondità, altrimenti il tessuto pulpare dentale potrebbe essere portato fuori dalla camera pulpare.</li>
	<li>Pulisci i frammenti intorno al dente. Togliete il bavaglio; L'intervento è terminato. Utilizzare il primo molare mascellare opposto come controllo senza operazione.</li>
</ol>6. Assistenza post-operatoria
<ol><li>Dopo l'intervento chirurgico, somministrare carprofene (5 mg/kg) per via sottocutanea e posizionare il mouse sul termoforo chemiotermico in posizione prona fino al recupero dall'anestesia. Dai da mangiare ai topi e fornisci acqua potabile. Il processo di recupero deve essere supervisionato. Nessun altro animale dovrebbe trovarsi nella stessa camera fino a quando il topo non si sarà completamente ripreso.</li>
</ol>7. Raccolta e conservazione dei campioni
<ol><li>Eutanasia del topo con lussazione cervicale in condizioni di anestesia profonda 24 ore dopo l'operazione o in qualsiasi altro momento come da esperimento9. Tagliare i muscoli dello scheletro attaccati alla mascella e allo zigoma con le forbici oftalmiche. Rimuovere lo scheletro, l'osso frontale e i tessuti molli ed estrarre la lamina gnatostegite con i molari mascellari. NOTA: Secondo He et al., si raccomanda che il campione di pulpite debba essere raccolto meno di 72 ore dopo l'intervento chirurgico per evitare un'estesa necrosi nel tessuto pulpare dentale13.</li>
	<li>Dividere agittalmente la gnatostegite a metà e conservare il tessuto in paraformaldeide al 4% in PBS, pH 7,4, a 4 °C per fissazione 24h.</li>
</ol>8. Analisi istologica
<ol><li>Lavare il tessuto con soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) e decalcificarlo in una soluzione decalcificante cambiata giornalmente al 5% di EDTA e 4% di saccarosio in PBS, pH 7,4, a 4 °C per 2-4 settimane10.</li>
	<li>Incorporare 1/2 gnathostegite nella paraffina e assicurarsi che la faccia sagittale senza denti sia sul fondo delle cassette di tessuto.</li>
	<li>Tagliare il blocco di paraffina a fette spesse 5 μm con un microtomo di paraffina. Regolare l'angolo del blocco di paraffina in base alla relazione prossimale, distale, superiore e inferiore osservata al microscopio per garantire che la polpa della corona completa e la perforazione del primo molare possano essere tagliate.</li>
</ol>

Creazione di un modello murino di infiammazione della polpa utilizzando un nuovo bavaglio orale 

<ol><li>Kleinert, A., Kleinert, L., Ozimirska, M., Chałas, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endodontium+-+together+or+separately%5BTitle%5D)+AND+%22Folia+Morphol%22%5BJournal%5D)">Endodontium - together or separately.</a> Folia Morphol. 77 (3), 409-415 (2018).</li>
<li>Dhillon, H., Kaushik, M., Sharma, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regenerative+endodontics-Creating+new+horizons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Mater+Res+B+Appl+Biomater%22%5BJournal%5D)">Regenerative endodontics-Creating new horizons.</a> J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 104 (4), 676-685 (2016).</li>
<li>Prati, C., Pirani, C., Zamparini, F., Gatto, M. R., Gandolfi, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+20-year+historical+prospective+cohort+study+of+root+canal+treatments.+A+Multilevel+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Endod+J%22%5BJournal%5D)">A 20-year historical prospective cohort study of root canal treatments. A Multilevel analysis.</a> Int Endod J. 51 (9), 955-968 (2018).</li>
<li>Su, Y., Wang, C., Ye, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Healing+rate+and+post-obturation+pain+of+single-+versus+multiple-visit+endodontic+treatment+for+infected+root+canals%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22J+Endod%22%5BJournal%5D)">Healing rate and post-obturation pain of single- versus multiple-visit endodontic treatment for infected root canals: a systematic review.</a> J Endod. 37 (2), 125-132 (2011).</li>
<li>Murray, P. E., Garcia-Godoy, F., Hargreaves, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regenerative+endodontics%3A+a+review+of+current+status+and+a+call+for+action%5BTitle%5D)+AND+%22J+Endod%22%5BJournal%5D)">Regenerative endodontics: a review of current status and a call for action.</a> J Endod. 33 (4), 377-390 (2007).</li>
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<li>Hasan, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+Toll-like+receptor+2%2C+Dectin-1%2C+and+Osteopontin+in+murine+model+of+pulpitis%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Oral+Investig%22%5BJournal%5D)">Expression of Toll-like receptor 2, Dectin-1, and Osteopontin in murine model of pulpitis.</a> Clin Oral Investig. 27 (3), 1177-1192 (2023).</li>
<li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DDIT3+aggravates+pulpitis+by+modulating+M1+polarization+through+EGR1+in+macrophages%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Immunopharmacol%22%5BJournal%5D)">DDIT3 aggravates pulpitis by modulating M1 polarization through EGR1 in macrophages.</a> Int Immunopharmacol. 120, 110328(2023).</li>
<li>Richert, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+critical+analysis+of+research+methods+and+experimental+models+to+study+pulpitis%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Endod+J%22%5BJournal%5D)">A critical analysis of research methods and experimental models to study pulpitis.</a> Int Endod J. 55 (Suppl 1), 14-36 (2022).</li>
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<li>He, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulpal+tissue+inflammatory+reactions+after+experimental+pulpal+exposure+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Endod%22%5BJournal%5D)">Pulpal tissue inflammatory reactions after experimental pulpal exposure in mice.</a> J Endod. 43 (1), 90-95 (2017).</li>
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<li>Duncan, H. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Present+status+and+future+directions-Vital+pulp+treatment+and+pulp+preservation+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Endod+J%22%5BJournal%5D)">Present status and future directions-Vital pulp treatment and pulp preservation strategies.</a> Int Endod J. 55 (Suppl 3), 497-511 (2022).</li>
<li>Shi, X., Li, Z., He, Y., Jiang, Q., Yang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+different+dental+burs+for+experimental+induction+of+pulpitis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Oral+Biol%22%5BJournal%5D)">Effect of different dental burs for experimental induction of pulpitis in mice.</a> Arch Oral Biol. 83, 252-257 (2017).</li>
<li>Du, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Indigenous+microbiota+protects+development+of+medication-related+osteonecrosis+induced+by+periapical+disease+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Oral+Sci%22%5BJournal%5D)">Indigenous microbiota protects development of medication-related osteonecrosis induced by periapical disease in mice.</a> Int J Oral Sci. 14 (1), 16(2022).</li>
</ol>

Gli autori dichiarano di non avere alcun conflitto di interessi.

Essendo il tessuto molle solitario all'interno dei denti, la polpa dentale svolge un ruolo cruciale nel mantenimento della bioattività del dente, ma rimane altamente sensibile. La conservazione di questa polpa vitale è diventata l'approccio iniziale preferito nei recenti trattamenti endodontici, richiedendo una comprensione completa dei meccanismi infiammatori della polpa dentale16. La fluttuazione spazio-temporale del microambiente infiammatorio e le interazioni tra i tipi di cellule residenti ne...

La polpa dentale, parte integrante del dente, è responsabile di molteplici funzioni essenziali come l'apporto di nutrienti, la formazione della dentina, la funzione sensoriale e le reazioni di difesa1. Tuttavia, la polpa dentale, circondata da tessuto duro, è suscettibile di lesioni e danni da carie profonde, pulpiti, traumi o terapie successive 2,3. L'assenza di polpa dentale funzionale aumenta il rischio di fragilità dei denti4. Inoltre, la perdita di vitalità della polpa nei denti permanenti giovani può influire negativamente sulla maturazione dei denti e le attuali tecniche di protesi non riescono a ripristinare il feedback neurale offerto dalla polpa sana4. Questa situazione ha portato i ricercatori a esplorare soluzioni alternative per la gestione della polpa infiammata oltre la semplice rimozione.
Nel 2007, Murray et al. hanno avviato l'applicazione dell'ingegneria tissutale nell'endodonzia rigenerativa, suscitando così un crescente interesse per la conservazione e la rigenerazione della polpa5. Tuttavia, il tessuto pulpare infiammato rappresenta una sfida poiché le cellule rilasciano fattori infiammatori come l'IL-6, che reclutano le cellule infiammatorie e provocano necrosi cellulare, perdita di vitalità della polpa e complicazioni nel recupero funzionale 6,7. Comprendere l'infiammazione e la morte cellulare associata è, quindi, fondamentale per i progressi nella conservazione della polpa vitale. Ci sono una serie di esperimenti che sono stati condotti per esplorare la biologia molecolare della polpa infiammata in vivo o in vitro 8,9. Sebbene gli esperimenti in vitro come le colture cellulari 2D o 3D siano stati sviluppati per anni e stiano diventando maturi e ampiamente utilizzati per testare le reazioni delle cellule pulpari ai fattori infiammatori, questi esperimenti non possono riflettere l'interazione tra il tessuto pulpare e il sistema immunitario sistemico10. Se il fenomeno studiato deriva da cellule di altra origine tissutale come il sistema immunitario, vascolare e nervoso, allora la coltura di cellule di polpa pura porterà a un vicolo cieco. Pertanto, gli esperimenti in vivo sono molto necessari e referenziali.
I topi sono diventati sempre più una scelta comune nella ricerca sull'infiammazione in vivo grazie al loro rapporto costo-efficacia, all'elevata fertilità e alla vitalità. Tuttavia, attualmente manca un protocollo completo per il modello di pulpite dei topi, che possa fungere da riferimento. Le piccole dimensioni dei topi e la loro sensibilità alla stimolazione pongono sfide significative durante le procedure sperimentali. L'osservazione dei minuscoli denti nascosti in profondità all'interno della bocca del topo richiede spesso l'uso di un microscopio a sbalzo, nonostante la presenza più comune di microscopi da tavolo nei laboratori. L'assenza di un apribocca richiede l'assistenza di altri. Per affrontare questo problema, il gruppo ha ideato un bavaglio orale utilizzando materiali prontamente disponibili che mira a fornire un protocollo standardizzato e riproducibile per la costruzione del modello di pulpite dei topi. Questo articolo descrive in dettaglio la procedura, coprendo la preparazione preoperatoria, l'immobilizzazione, la chirurgia dell'esposizione della polpa e la raccolta di campioni su topi C57. Questo protocollo raccomanda l'uso del bavaglio, fornendo informazioni sulla sua struttura, produzione e applicazione per facilitare altri ricercatori nella replica della procedura.

<table><tbody><tr><td><forte>Animale</forte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>C57/B6J topi</td><td>Gempharmatech Experimental Animals Company</td><td>C57/B6J</td><td>Per l'istituzione dell'esposizione alla polpa</td></tr><tr><td><forte>Attrezzatura</forte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 mL siringa</td><td>Chengdu Xinjin Shifeng Medical Apparatus & Strumenti Co. LTD.</td><td>SB1-074 (IV)</td> <td>Applicare in iniezione di farmaci.</td></tr><tr><td>8# C+ file</td><td>Readysteel</td><td>0010047</td><td>applicare nell'esposizione del tetto della camera pulpare.</td></tr><tr><td>Soluzione di miscela</td><td></td><td></td> per anestesia <td>10% ketamina cloridrato + 5% xilazina + 85% soluzione salina isotonica sterile.</td></tr><tr><td>Soluzione colorante DAPI</td><td>Beyotime</td><td>C1005</td><td>Applicare in colorazione in immunofluorescenza per la controcolorazione del nucleo.</td></tr><tr><td>Manipolo dentale dentale ad alta velocità</td><td>Jing yuan tecnologia di commercio elettronico</td><td>WJ-422</td><td>Applicare nell'esposizione della polpa.</td></tr><tr><td>Tronchese pesante</td><td>Jirui Medical Instrument Co., Ltd.</td><td>nessuno</td><td>Applicare il taglio ad arco.</td></tr><tr><td>Kit per coloranti di ematossilina ed eosina</td><td>Biosharp</td><td>BL700B</td><td>Per l'analisi istologica dei vetrini.</td></tr><tr><td>Anticorpo IL-6</td><td>Novus</td><td>NBP2-89149</td><td>Applicare nella colorazione in immunofluorescenza per rilevare l'infiammazione della polpa dentale.</td></tr><tr><td>Ketamina (ketamina cloridrato)</td> <td>Vet One, Boise, Idaho, USA</td><td>C3N VT1</td><td>100mg / kg, IP. Applicare nella nidificazione.</td></tr><tr><td>Rubinetto medico</td><td>3M</td><td>1530</td><td>Applicare nell'immobilizzazione dei topi.</td></tr><tr><td>Filo dell'arco ortodontico&nbsp;</td><td>Shanghai Wei Rong Medical Apparatus Co., LTD.</td><td>K417</td><td>Diametro di 8&micro; m</td></tr><tr><td>Fresa dentale rotonda (0,6 mm)</td><td>Shofu global</td><td>072208</td><td>Applicare per rimuovere lo smalto e lo strato superficiale di dentina.</td></tr><tr><td>Pinza piegatrice ad anello giovane</td><td>Jirui Medical Instrument Co., Ltd.</td><td>nessuno</td><td>Si applica nella piegatura ad arco.</td></tr></tbody></table>

istituzione di un modello di esposizione alla polpa murina con un nuovo bavaglio orale per la ricerca sulla pulpite

Establishment of a Murine Pulp Exposure Model with a Novel Mouth-Gag for Pulpitis Research

La pulpite, una causa comune di perdita naturale dei denti, porta alla necrosi e alla perdita di bioattività nella polpa dentale infiammata. Svelare i meccanismi alla base della pulpite e il suo trattamento efficace è un obiettivo costante della ricerca endodontica. Pertanto, comprendere il processo infiammatorio all'interno della polpa dentale è fondamentale per migliorare la conservazione della polpa. Rispetto ad altri esperimenti in vitro , un modello di pulpite murina offre un contesto più autentico e geneticamente diversificato per osservare la progressione patologica della pulpite. Tuttavia, l'uso dei topi, nonostante la loro economicità e accessibilità, pone difficoltà a causa delle loro piccole dimensioni, scarsa coordinazione e bassa tolleranza, complicando le procedure intraorali e dentistiche. Questo protocollo introduce un nuovo design e l'applicazione di un bavaglio per esporre la polpa di topo, facilitando procedure intraorali più efficienti. Il bavaglio, composto da un'arcata dentale prontamente disponibile per la maggior parte dei dentisti, può accelerare notevolmente la preparazione chirurgica, anche per le prime procedure. La micro-CT, la colorazione con ematossilina-eosina (HE) e la colorazione in immunofluorescenza sono state utilizzate per identificare i cambiamenti nella morfologia e nell'espressione cellulare. Lo scopo di questo articolo è quello di aiutare i ricercatori a stabilire una procedura più riproducibile e meno impegnativa per la creazione di un modello di infiammazione della polpa utilizzando questo nuovo bavaglio.

La procedura sopra descritta è stata eseguita sul primo molare mascellare destro di topi C57BL/6 di 3, 6-8 settimane, mentre i primi molari mascellari sinistri sono stati conservati come controllo. Per la dimostrazione sono stati utilizzati i risultati istologici e di immunofluorescenza del controllo in bianco, campioni di pulpite di 12 ore e pulpite di 24 ore.
Seguendo il protocollo di analisi TC di Goldman et al.15, l'esposizione alla polpa è stata confermata attraver...

Questo articolo presenta un protocollo semplificato per stabilire un modello di pulpite nei topi utilizzando un innovativo bavaglio orale, seguito da una successiva analisi istologica.

Istituzione di un modello di esposizione alla polpa murina con un nuovo bavaglio orale per la ricerca sulla pulpite

Pulpitis, a common cause of natural tooth loss, leads to necrosis and loss of bioactivity in the inflamed dental pulp. Unraveling the mechanisms ...

Esperimenti individuali come colture cellulari 2D o 3D sono stati ampiamente utilizzati per testare le reazioni delle cellule della polpa dentale. Questi esperimenti non possono riflettere l'interazione tra il tessuto pulpare e il sistema immunitario sistemico. Pertanto, gli esperimenti in vivo stanno diventando sempre più popolari nella ricerca endodontica.I topi C57 sono diventati sempre più una scelta comune nella ricerca sull'infiammazione sulla polpa dentale grazie alla loro economicità, all'elevata fertilità e vitalità. Tuttavia, le piccole dimensioni dei topi e la mancanza di coordinazione hanno posto sfide significative durante le procedure sperimentali. Il processo di fissazione è un fattore importante che aumenta la soglia tecnica.Abbiamo ideato un nuovo bavaglio per la bocca utilizzando materiali facilmente reperibili e assemblaggi semplici per assistere i ricercatori nella chirurgia dell'esposizione della polpa. Secondo la nostra ricerca, questo bavaglio orale può ridurre significativamente il tempo necessario ai principianti per immobilizzare la bocca ed esporre il primo molare mascellare dei topi.

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Descriviamo un metodo passo-passo di eseguire incappucciamento diretto su topi denti per la valutazione della polpa guarigione della ferita e la formazione dentina riparativa in vivo.

Sviluppo di un modello diretto Pulp-capping di valutazione dei polpa dentale guarigione delle ferite e riparativa dentina formazione nei topi

Qui, presentiamo un protocollo per indurre localmente la parodontite apicale nei topi. Mostriamo come praticare un foro nel dente del topo ed esporre la sua polpa, al fine di causare infiammazione locale. Sono inoltre dimostrati metodi di analisi per studiare la natura di questa infiammazione, come la micro-TC e l'istologia.

Indurre la parodontite apicale nei topi

Questo articolo presenta un protocollo per stabilire un modello di parodontite indotta da legatura di parodontite murina che coinvolge molari maxillari multipli, con conseguente aree più grandi del tessuto gengivale e dell'osso coinvolti per l'analisi successiva, nonché l'uso ridotto degli animali. Viene descritta anche una tecnica per valutare i neutrofili orali in modo analogo ai soggetti umani.

Robust osufilazione modello di Murine Periodontitis per la valutazione dei neutrofili orali

Questo protocollo dimostra i dettagli passo-passo su come estrarre il primo molare mandibolare nel topo. Fornisce un metodo alternativo per i ricercatori che si concentrano sulla guarigione e la rigenerazione della mandibola.

L'istituzione di un modello murino di guarigione dell'orbita di estrazione molare mandibolare

Qui presentiamo un protocollo per creare un modello di pulpite nei topi NMRI (Naval Medical Research Institute). Inoltre, vengono descritti i passaggi per realizzare una clip di retrazione della mascella e preparare le vetrine per l'istologia dalla mascella animale. Seguendo un protocollo standard, si possono evitare variazioni nella metodologia e nei risultati.

Un modello animale di pulpite basato su un ceppo di topi fuori ebrietà e la sua analisi istologica

Un modello murino di guarigione della ferita cutanea che può essere utilizzato per valutare composti terapeutici in contesti fisiologici e fisiopatologici.

Modello murino di guarigione delle ferite

Un modello di topo standardizzato di emorragia subaracnoidea da Circolo endoluminale di Willis perforazione viene descritto. Nave di perforazione e emorragia subaracnoidea sono monitorati da un monitoraggio della pressione intracranica. Inoltre diversi parametri vitali vengono registrati e controllati per mantenere condizioni fisiologiche.

Un modello murino di emorragia subaracnoidea

La tecnica modificata di caduta del peso è una procedura semplice ed economica utilizzata per l'induzione di lesioni cerebrali traumatiche lievi nei ratti giovani. Questa nuova tecnica produce una sintomatologia clinicamente rilevante che farà progredire lo studio della lesione cerebrale traumatica lieve (mTBI) e della commozione cerebrale.

Un modello Novel di Mild Traumatic Brain Injury per ratti giovani

Il modello murino di ostruzione ureterale unilaterale irreversibile (UUO) viene presentato insieme al modello di UUO reversibile in cui l'ostruzione ureterale viene alleviata dall'anastomosi dell'uretere reciso nella vescica. Questi modelli consentono lo studio dell'infiammazione renale e delle cicatrici, nonché del rimodellamento dei tessuti.

Un modello murino di irreversibile e reversibile unilaterale Ureteric Ostruzione

La capacità di modellare le infezioni del tratto urinario (UTI) è fondamentale per essere in grado di comprendere la patogenesi batterica e generare lo sviluppo di nuove terapie. L'obiettivo di questo lavoro è dimostrare modelli murini di UTI sperimentali e UTI associate a catetere che ricapitolano e predicono i risultati osservati negli esseri umani.

Istituzione e caratterizzazione di UTI e CAUTI in un modello murino

Scopri come stabilire un modello di pulpite murina utilizzando un innovativo bavaglio orale per la ricerca endodontica. Questo metodo facilita l'analisi istologica e migliora la comprensione dell'infiammazione della polpa dentale.

Istituzione di un modello di esposizione alla polpa murina con un nuovo bavaglio orale per la ricerca sulla pulpite

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