Ottimizzazione del metodo di occlusione dell'arteria cerebrale media Longa per la riperfusione completa

Benvenuti nelle nostre video guide all'occlusione transitoria dell'arteria cerebrale media nei topi. Mi chiamo Rok Ister e questo esperimento si è svolto presso il Laboratorio di Neuroscienze Rigenerative dell'Università di Zagabria. Il metodo dell'arteria cerebrale media transitoria, o tMCAO in breve, è il modello animale di ictus ischemico più comunemente usato.

Viene praticato prevalentemente nei roditori, come ratti e topi. Due principali metodi operativi, l'arteria carotide comune e il metodo dell'arteria carotide esterna, differiscono principalmente per il sito arteriotomico per l'inserimento del filamento. In questo video, presenteremo le nostre modifiche e alcuni punti chiave per garantire la riperfusione completa utilizzando il metodo dell'arteria carotide esterna.

A partire dagli strumenti consigliati, avrai bisogno di due pinzette Dumont tipo 5, pinzette Dumont tipo 7 e pinzette a chiusura automatica Dumont tipo N0, un divaricatore mini-colibrì e micro forbici a molla dritte per arteriotomia. Per l'emostasi, utilizzeremo due pezzi di micro pinze vascolari insieme, con un rispettivo applicatore. Forbici chirurgiche, portaaghi e pinze chirurgiche, useremo per l'apertura e la chiusura della ferita chirurgica.

Per i materiali, utilizzeremo sutura monofilamento 5/0 per la ferita chirurgica e sutura di seta intrecciata 6/0 per le legature delle arterie, nastro chirurgico per il fissaggio dell'animale, gel per unguento per gli occhi per la protezione degli occhi degli animali e gel di lidocaina per un'ulteriore anestesia locale. Infine, per drenare il sangue in eccesso, useremo pezzi appuntiti di un tovagliolo di carta. Un microscopio operatorio stereo è fondamentale per una procedura microchirurgica come questa.

I roditori anestetizzati sono inclini all'ipotermia, quindi utilizzeremo un monitor della temperatura. Dal punto di vista operativo per l'animale, avrai bisogno di una superficie riscaldata facile da pulire, insieme a un tubo di alimentazione del gas per anestesia e un modo per monitorare in modo affidabile la temperatura dell'animale durante la procedura. Sul tavolo a sinistra, ci sono altri strumenti e materiali che utilizzeremo.

La misurazione della durata di alcune parti della procedura è molto importante per motivi di riproducibilità, così come per l'analisi dei dati in un secondo momento. Disinfettante per la pelle Betadine e siringhe cariche per un uso facile e veloce. Tagliacapelli per la rasatura del pelo dell'animale.

Una bilancia, importante per il corretto dosaggio dell'anestesia. Infine, un sistema di anestesia con gas animali in grado di erogare una miscela di gas azoto-ossigeno in rapporto 2:1, insieme a una scatola di eliminazione per l'induzione dell'anestesia. Tutte le procedure e le procedure di gestione degli animali presentate in questo video sono state approvate dal Comitato Etico per le Licenze della Scuola di Medicina dell'Università di Zagabria ed eseguite da personale addestrato e autorizzato. Protocollo.

Preparazione dell'animale e del sito chirurgico. Posizionare l'animale sul tavolo operatorio riscaldato e portare il naso nella maschera per anestesia. Applicare unguenti per gli occhi sugli occhi degli animali per proteggerli dall'idratazione e dall'uso di gas fluoro.

Girate l'animale sulla schiena e allungate il collo posizionando un piccolo cuscino, fatto di nastro chirurgico, sotto il collo dell'animale. Fissare gli arti dell'animale in posizione utilizzando del nastro chirurgico. Fare attenzione a non estendere troppo gli arti anteriori, a non causare inavvertitamente la lussazione dell'articolazione della spalla.

Lubrificare la sonda rettale con vaselina e inserirla nel retto per la misurazione continua della temperatura corporea. Applicare un'iniezione preoperatoria di soluzione salina e buprenorfina, per via intraperitoneale, per mantenere l'animale ben idratato e senza dolore durante la procedura. Modella il pelo dell'animale nella regione del collo usando il tosatrice per animali a batteria.

Raccogli tutta la pelliccia rasata usando pezzi di nastro chirurgico. Per rendere l'area completamente priva di pelo, modellare ulteriormente la regione con il rasoio. Posizionare un telo chirurgico pulito sul tavolo operatorio.

Applicare una goccia di Betadine sulla pelle rasata dell'animale. Usa un batuffolo di cotone per strofinare il disinfettante sulla pelle in modo circolare dall'interno verso l'esterno. Successivamente, fai lo stesso con un batuffolo di cotone imbevuto di etanolo.

Ripeti questo passaggio tre volte con un paio di batuffoli di cotone sterili freschi per ogni ripetizione. Applicare una piccola quantità di gel di lidocaina sulla regione disinfettata del futuro sito di incisione per l'analgesia locale della ferita. Chirurgia di induzione dell'ischemia.

Praticando un'incisione iniziale sulla pelle disinfettata utilizzando un bisturi, mantenere al minimo il numero di colpi di incisione cutanea per facilitare la guarigione della ferita chirurgica. Utilizzando una pinza di tipo 7 e 5, strappare la fascia superficiale e staccare le ghiandole salivari dal tessuto sottostante. Posizionare il divaricatore nella sua posizione iniziale assicurandosi che i pressacavi salivari non intralcino i passaggi successivi.

Rimuovere la fascia profonda del collo utilizzando una pinza di tipo 7 e staccare i muscoli sternocleidomastoideo dalla regione carotide per riposizionare il divaricatore. Riposizionare il divaricatore in modo che raggiunga i muscoli sternocleidomastoidei per consentire l'accesso alla regione carotidea. Resecare il muscolo omoioideo per consentire una visione chiara e un approccio più facile alla regione carotidea.

Pizzica la fascia carotidea sul lato laterale della triade carotide e tirala delicatamente lateralmente per identificare visivamente l'arteria, il nervo, la vena e tutti i rami dei vasi sanguigni circostanti. Staccare completamente la parte inferiore del CCA dal tessuto sottostante e dalla fascia utilizzando una pinza curva di tipo 7, assicurandosi che sia pronta per il serraggio nelle fasi successive. Con il CCA accuratamente preparato insieme ai suoi due rispettivi rami, sollevare l'ECA utilizzando una pinza curva di tipo 7 e bloccarla con una pinza a chiusura automatica di tipo N0 Con l'ECA bloccato e tenuto saldamente con una pinzetta di tipo N0, introdurre due fili di seta intrecciati dietro l'ECA.

Lega completamente il filo cranico, poiché è permanente, e taglia via il filo in eccesso usando le forbici. Legare il filo caudale in un nodo di sicurezza allentato. Utilizzando micro clip vascolari, bloccare il CCA e l'ICA per evitare qualsiasi sanguinamento dopo l'arteriotomia.

Usando le micro forbici a molla, esegui una piccola arteriotomia proprio sotto il sito di bloccaggio dell'ECA. Con un angolo corrispondente a quello dell'ECA, inserire il filamento nel sito dell'arteriotomia in direzione prossimale al CCA, passando attraverso il nodo di sicurezza allentato sul lato ramificato dell'ECA e infilandosi nel lume del CCA con il filamento. Aprire con cautela la micro clip ICA e rimuoverla.

Con il filamento parzialmente inserito nell'ECA e fissato, eseguire un'arteriotomia completa, liberando così il moncone dell'ECA con il filamento MCAO all'interno. A questo punto, rilasciare la pinza a chiusura automatica di tipo N0 e rimuoverla. Con un set di pinzette di tipo 5, pizzicare con decisione il moncone ECA e sollevarlo leggermente.

Tenendo il filamento parzialmente inserito con un'altra pinza, abbassare e tirare delicatamente il moncone ECA per orientare l'estremità interna del filamento verso l'ICA. Non pizzicare mai la parte in silicone del filamento. Fai avanzare lentamente il filamento MCAO attraverso il Cerchio di Willis fino a quando non senti un improvviso aumento della resistenza.

A questo punto, è importante osservare la lunghezza residua del filamento. In un topo adulto, il filamento dovrebbe procedere senza sforzo ad almeno sette millimetri dal punto di ramificazione ICA. Stringere il nodo di sicurezza per assicurarsi che il filamento non si sposti durante il periodo di ischemia.

Rimuovere la clip CCA e prendere nota dell'ora, questo segna l'inizio dell'insorgenza dell'ischemia. Rimuovere il divaricatore a filo e avvicinare i bordi della ferita chirurgica l'uno all'altro. Lasciare che il sito chirurgico si stabilizzi per un paio di secondi affinché il tessuto torni nella sua posizione anatomica.

Chiudere la ferita chirurgica utilizzando chiusure a nastro adesivo per facilitare una riapertura più rapida della ferita dopo il periodo di ischemia. Periodo di ischemia. Convalidare il successo dell'intervento chirurgico utilizzando la risonanza magnetica o un altro metodo di misurazione quantitativa della perfusione.

Chirurgia di ritiro del filamento. Rimuovere i chiudi della ferita del nastro e riaprire la ferita chirurgica con il divaricatore a filo. Con la pinza di tipo N0, pizzicare e tirare il bordo del moncone ECA ventralmente per mettere in tensione il moncone ECA.

Clamp nuovamente il CCA con una clip macrovascolare. Ritira lentamente il filamento MCAO fino al punto in cui la parte in silicone del filamento inizia a sporgere dal moncone ECA. Stringere leggermente il nodo di sicurezza per prepararsi al completo ritiro del filamento.

Quando è vicino all'estremità in silicone del filamento, stringere il nodo di sicurezza in modo tale che spinga fuori il filamento MCAO e chiuda il moncone ECA con un'unica manovra. Stringere completamente il nodo dopo che il filamento è scivolato fuori. Aprire e rimuovere la pinza di pizzicamento insieme alla clip CCA.

Sutura lungo la ferita chirurgica, partendo dalla periferia, chiudendo così completamente la ferita senza che sia visibile alcun tessuto sottostante. Il numero di suture necessarie dipende dalle dimensioni della ferita chirurgica. Pulire e disinfettare il sito chirurgico utilizzando salviettine imbevute di alcol.

Risultati rappresentativi. Dopo una procedura riuscita, i risultati delle scansioni MRI dovrebbero essere simili a questi. Intraoperatoriamente, durante il periodo di ischemia, si dovrebbe essere in grado di osservare una regione ben definita con ischemia su immagini pesate in perfusione.

La lesione con coefficiente di diffusione apparente dovrebbe coprire all'incirca la stessa area. Dopo l'intervento, dopo il ritiro del filamento, si dovrebbe idealmente osservare il nucleo della lesione iper-perfuso sulle immagini pesate in perfusione. Con l'eccezione del nucleo ischemico, si dovrebbe vedere un recupero e un leggero superamento dei valori ADC nella lesione.

Il secondo giorno dopo l'intervento, la lesione deve essere riperfusa completamente. I valori di ADC dovrebbero scendere nuovamente nel nucleo della lesione ischemica a causa dell'edema cerebrale, che dovrebbe essere visibile anche nell'immagine T2. In caso di emorragia indotta dal filamento, non si osserva alcun miglioramento nella perfusione o nelle mappe ADC dopo l'intervento.

Inoltre, un chiaro segno di emorragia può essere osservato sulle immagini T2, sia intraoperatoriamente che postoperatoriamente. Conclusione. Grazie a recenti studi anatomici sulla vascolarizzazione cerebrale del topo, siamo in grado di regolare e modificare il nostro modello MCAO in base alle nuove conoscenze. Le arterie comunicanti posteriori, dipinte di verde, sono pervie bilateralmente solo nel 10% dei ceppi di topi più comunemente usati.

Per questo motivo, si può fare affidamento su di essi per fornire flusso sanguigno ai rami prossimali dall'MCA. Pertanto, il CCA deve essere mantenuto brevettato durante il periodo di ischemia e la parte in silicio del filamento non deve superare i tre millimetri di lunghezza. Speriamo di essere stati informativi e concisi in questo video.

Grazie per aver guardato.