Name: Ottimizzazione del metodo di occlusione dellarteria cerebrale media Longa per la riperfusione completa (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-22T13:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 18 s
Description: Impara la tecnica modificata di occlusione dell'arteria cerebrale media nei topi per garantire riperfusione completa. Questo protocollo chirurgico affina il metodo Longa per studi sull'ictus ischemico.

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Tutte le procedure e le procedure di gestione degli animali sono state approvate dal Comitato etico per le licenze della Scuola di medicina dell'Università di Zagabria e dal Comitato etico per la protezione degli animali utilizzati per scopi scientifici del Ministero dell'Agricoltura della Repubblica di Croazia. Le procedure sperimentali sono state condotte secondo la legge croata sulla protezione degli animali (NN 102/17, 32/19), le modifiche alla legge sulla protezione degli animali (NN 37/13) e le linee guida sulla protezione degli animali utilizzati a fini scientifici (NN 55/13) che sono in linea con la Guida europea per la cura e l'uso degli animali da laboratorio (direttiva 2010/63/UE).
1. Preparazione dell'animale e del sito chirurgico
<ol><li>Posizionare l'animale in una scatola knock-out e indurre l'anestesia utilizzando il 5% in volume di isoflurano in una miscela di ossigeno/azoto (rapporto 1:2).</li>
	<li>Dopo aver ispezionato visivamente lo stato di coscienza e la frequenza respiratoria dell'animale, portarlo su una bilancia da laboratorio e pesarlo.</li>
	<li>Controllare il riflesso pizzicando la pelle interdigitale di un arto inferiore per garantire una corretta profondità dell'anestesia.</li>
	<li>Posizionare l'animale sul tavolo operatorio riscaldato e portare il naso nella maschera per anestesia. Impostare la temperatura iniziale del tavolo operatorio a 36 °C e regolarla per mantenere la temperatura corporea dell'animale a 37 °C (misurata tramite una sonda rettale introdotta nei passaggi successivi). Durante tutte le fasi successive, regolare la frazione di volume dell'isoflurano per mantenere la frequenza respiratoria dell'animale a 100 respiri/min. NOTA: Tutte le superfici e i materiali a diretto contatto con l'animale devono essere disinfettati accuratamente prima della procedura.</li>
	<li>Applicare un unguento per gli occhi sugli occhi dell'animale per proteggerli dalla disidratazione e dal gas isoflurano.</li>
	<li>Gira l'animale sulla schiena e allunga il collo posizionando sotto di esso un piccolo cuscino fatto di nastro chirurgico.</li>
	<li>Fissare gli arti dell'animale in posizione utilizzando del nastro chirurgico. Fare attenzione a non estendere troppo gli arti anteriori per non causare inavvertitamente la lussazione dell'articolazione della spalla.</li>
	<li>Lubrificare la sonda rettale con vaselina e inserirla nel retto per la misurazione continua della temperatura corporea. Fissare la sonda in posizione insieme alla coda utilizzando del nastro chirurgico.</li>
	<li>Applicare un'iniezione preoperatoria di soluzione fisiologica e buprenorfina (0,5 mg/kg) per via intraperitoneale per mantenere l'animale ben idratato e sotto analgesia durante la procedura.</li>
	<li>Radere il pelo dell'animale nella regione del collo utilizzando un tosatrice per animali senza fili. Raccogli tutta la pelliccia rasata usando pezzi di nastro chirurgico. Inoltre, radere la regione con un rasoio per renderla completamente priva di pelo.</li>
	<li>Scegli un filamento MCAO in base al peso e/o all'età dell'animale misurato. Tiratelo fuori dal suo contenitore e mettetelo in una capsula di Petri in un luogo visibile. Metti una goccia di soluzione salina sulla parte in silicone del filamento per mantenerlo pulito e privo di polvere. NOTA: Lo spessore del rivestimento in silicone del filamento deve essere scelto in base alle raccomandazioni ufficiali del produttore nel caso di un topo di 12-16 settimane. Inoltre, la lunghezza del rivestimento in silicone deve essere attentamente pianificata in anticipo, a seconda delle dimensioni dell'area di irrigazione che deve essere occlusa (vedi Discussione).</li>
	<li>Posizionare un telo chirurgico pulito sul tavolo operatorio.</li>
	<li>Applicare una goccia di Betadine sulla pelle rasata dell'animale. Usa un batuffolo di cotone per strofinare il disinfettante sulla pelle in modo circolare dall'interno verso l'esterno. Successivamente, fai lo stesso con un batuffolo di cotone imbevuto di etanolo. Ripeti questo passaggio 3 volte con un paio di batuffoli di cotone sterili freschi per ogni ripetizione.</li>
	<li>Applicare una piccola quantità di gel di lidocaina sulla regione disinfettata del futuro sito di incisione per l'analgesia locale della ferita.</li>
</ol>2. Chirurgia di induzione dell'ischemia
<ol><li>Praticare una prima incisione sulla pelle disinfettata utilizzando un bisturi. Mantenere al minimo il numero di colpi di incisione cutanea per facilitare la guarigione della ferita chirurgica. NOTA: Tutti gli strumenti devono essere stati precedentemente sterilizzati. Il lettore dovrebbe fare riferimento alle loro linee guida istituzionali per l'uso di guanti sterili o chirurgici.</li>
	<li>Utilizzando una pinza di tipo 7 e 5, strappare la fascia superficiale e staccare le ghiandole salivari dal tessuto sottostante. NOTA: Avanzare sempre con la pinza chiusa ed estenderla mentre ci si allontana per spingere via il tessuto. In questo modo, gli spazi anatomici possono essere attraversati con un trauma tissutale minimo.</li>
	<li>Posizionare l'avvolgicavo nella sua posizione iniziale assicurandosi che le pressacavi salivari non interferiscano con i passaggi successivi.</li>
	<li>Rimuovere la fascia profonda del collo utilizzando una pinza di tipo 7 e staccare i muscoli sternocleidomastoideo dalla regione carotide per riposizionare il divaricatore.</li>
	<li>Riposizionare il divaricatore in modo che raggiunga i muscoli sternocleidomastoidei per consentire l'accesso alla regione carotidea.</li>
	<li>Resecare il muscolo omoioideo per consentire una visione chiara e un approccio più facile alla regione carotidea.</li>
	<li>Libera l'arteria carotide e i suoi rami dalla vena carotide e dal nervo vago, che sono tenuti insieme nella fascia carotidea. NOTA: Questa fascia deve essere rimossa con cura per evitare di ferire il nervo vago o causare sanguinamenti significativi.<ol><li>Pizzica la fascia carotidea sul lato laterale della triade carotidea e tirala delicatamente lateralmente per identificare visivamente l'arteria, il nervo, la vena e tutti i rami dei vasi sanguigni circostanti.</li>
		<li>Mentre si tira lateralmente la fascia, utilizzando una pinza di tipo 5, separare il CCA dal nervo e dalla vena adiacenti fino al punto di ramificazione e alla vena tiroidea superiore, che attraversa il CCA.</li>
		<li>Staccare completamente la parte inferiore del CCA dal tessuto sottostante e dalla fascia, utilizzando una pinza curva di tipo 7, assicurandosi che sia pronta per il serraggio nei passaggi successivi.</li>
		<li>Procedendo cranialmente nella regione al di sopra del punto di ramificazione CCA, strappare la fascia carotide usando due pinze.</li>
		<li>Allo stesso modo, tirare l'estremità libera della fascia carotidea medialmente e lateralmente per staccare con precisione l'ECA e l'arteria carotide interna (ICA) rispettivamente dalla fascia e dal tessuto circostante.</li>
		<li>Liberare l'ECA e l'ICA dal tessuto sottostante utilizzando una pinza curva di tipo 7.</li>
	</ol></li>
	<li>Con il CCA accuratamente preparato con i suoi due rispettivi rami, sollevare l'ECA utilizzando una pinza curva di tipo 7 e bloccarla con una pinza a chiusura automatica di tipo N0.</li>
	<li>Abbassare con cautela la pinza a chiusura automatica di tipo N0 sul tavolo operatorio. NOTA: Per riposizionare il punto di serraggio dell'ECA, a volte è necessario rilasciare leggermente l'impugnatura e spingere caudalmente il punto di diramazione dell'ECA. A questo punto, è importante assicurarsi che rimanga più di 1 mm di ECA tra il bloccaggio ECA e il punto di diramazione.</li>
	<li>Con l'ECA bloccato e tenuto saldamente con una pinzetta di tipo N0, introdurre due fili di seta intrecciati dietro l'ECA. NOTA: Il filo cranico costituirà il nodo di legatura e deve essere posizionato cranialmente dal sito di serraggio.</li>
	<li>Lega completamente il filo cranico, poiché è permanente, e taglia via il filo in eccesso usando le forbici.</li>
	<li>Legare il filo caudale in un nodo di sicurezza allentato. NOTA: Deve essere posizionato vicino al punto di diramazione ECA e tenuto libero per il passaggio del filamento MCAO.</li>
	<li>Utilizzando microclip vascolari, bloccare il CCA e l'ICA per evitare sanguinamenti dopo l'arteriotomia. NOTA: È fondamentale assicurarsi che la microclip applicata al CCA abbia una presa sufficientemente forte poiché il CCA è un'arteria pulsante ad alto rendimento e la mancata osservanza di questa precauzione può provocare un'abbondante emorragia e la morte dell'animale nelle fasi successive.</li>
	<li>Usando le forbici a micro-molla, esegui una piccola arteriotomia proprio sotto il sito di clampaggio dell'ECA. NOTA: L'arteriotomia deve essere abbastanza grande da consentire l'ingresso della parte in silicone del filamento, ma non più grande della metà della circonferenza ECA per non compromettere la tensione mantenuta dalla pinza di tipo N0.</li>
	<li>Con un angolo corrispondente a quello dell'ECA, inserire il filamento nel sito dell'arteriotomia in direzione prossimale al CCA, passando attraverso il nodo di sicurezza allentato nel sito di ramificazione dell'ECA e infilandosi nel lume del CCA con il filamento.</li>
	<li>Stringere il nodo di sicurezza attorno alla parte in silicone del filamento. NOTA: A questo punto è necessaria molta attenzione poiché il filamento tende a scivolare fuori dall'ECA a metà dell'ultima manovra e rimetterlo in quel punto è molto difficile.</li>
	<li>Aprire con cautela la micro clip ICA e rimuoverla.</li>
	<li>Con il filamento parzialmente inserito nell'ECA e fissato, eseguire un'arteriotomia completa liberando così il moncone ECA con il filamento MCAO all'interno. A questo punto sganciare la pinza a chiusura automatica di tipo N0 e rimuoverla.</li>
	<li>Con un set di pinzette di tipo 5, pizzicare con decisione il moncone ECA e sollevarlo leggermente. Tenendo il filamento parzialmente inserito con un'altra pinza, abbassare e tirare delicatamente il moncone ECA per orientare l'estremità interna del filamento verso l'ICA. Non pizzicare mai la parte in silicone del filamento.</li>
	<li>Con la pinza che tiene il filamento, fai avanzare lentamente il filamento attraverso l'ICA verso il cerchio di Wills. NOTA: Il primo punto di diramazione dell'ICA è anche l'unico in cui l'operatore può perdere il punto di diramazione MCA desiderato. Pertanto, è necessario un leggero angolo laterale di avanzamento per guidare il filamento verso il punto di ramificazione MCA. Con il leggero angolo laterale di avanzamento, il filamento si curva lontano dall'arteria pterigopalatina (PPA) e rende più probabile che l'estremità che avanza entri nel cerchio di Willis (Figura 1).</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig01.jpg"> Figura 1: Un'illustrazione dell'avanzamento del filamento di occlusione dell'arteria cerebrale media oltre il punto di ramificazione dell'arteria pterigopalatina. Il corretto avanzamento del filamento (a sinistra) si ottiene orientando il filamento MCAO in modo tale che si arretra contro la parete laterale dell'ICA e si curva lontano dal punto di ramificazione del PPA. In caso contrario (a destra) il filamento può entrare nel PPA e non causare ictus. In quest'ultimo caso, il filamento non sarà in grado di avanzare quanto dovrebbe e il chirurgo dovrebbe ritirare il filamento fino a quando la sua estremità non diventa visibile nel punto di ramificazione ICA e ricominciare ad avanzare il filamento. Le arterie di colore verde rappresentano le arterie comunicanti posteriori (PcomA), per lo più non pervie nei topi. Creato con BioRender.com. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig01large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<ol start="21"><li>Far avanzare lentamente il filamento MCAO attraverso il cerchio di Willis fino a quando non si avverte un improvviso aumento della resistenza. NOTA: A questo punto, è importante osservare la lunghezza residua del filamento. Il filamento dovrebbe procedere senza sforzo ad almeno 7 mm dal punto di ramificazione ICA in un topo adulto.</li>
	<li>Stringere il nodo di sicurezza per assicurarsi che il filamento non venga spostato durante l'ischemia.</li>
	<li>Rimuovere la clip CCA e prendere nota dell'ora. NOTA: Questo segna l'inizio dell'insorgenza dell'ischemia.</li>
	<li>Impacchetta l'estremità libera del filamento MCAO nella scanalatura tra il triangolo carotideo e il muscolo sternocleidomastoideo omolaterale in modo che non sporga dalla ferita chirurgica.</li>
	<li>Rimuovere il divaricatore e avvicinare i bordi della ferita chirurgica l'uno all'altro. Lasciare che il sito chirurgico si stabilizzi per alcuni secondi affinché il tessuto torni nella sua posizione anatomica.</li>
	<li>Chiudere la ferita chirurgica utilizzando chiusure a nastro adesivo per facilitare una riapertura più rapida della ferita dopo il periodo di ischemia. NOTA: Se un ricercatore desidera lasciare che l'animale si svegli durante il periodo di ischemia, si consiglia di suturare la ferita per evitare la riapertura prematura della ferita.</li>
</ol>3. Periodo di ischemia
<ol><li>Convalidare il successo dell'intervento chirurgico utilizzando la risonanza magnetica o un altro metodo di misurazione quantitativa della perfusione. NOTA: In caso di esecuzione di una risonanza magnetica, l'imaging pesato in perfusione (PWI) dovrebbe mostrare un'ischemia critica nell'ampia regione MCA e l'imaging pesato in diffusione (DWI) dovrebbe delineare il sito di riduzione del coefficiente di diffusione apparente (ADC) a causa dell'edema cellulare.</li>
	<li>Metti l'animale in una gabbia pulita fino al termine del periodo di ischemia.</li>
</ol>4. Intervento chirurgico di ritiro del filamento
<ol><li>Circa 5 minuti prima della scadenza del tempo di ischemia assegnato, posizionare l'animale e fissarlo nuovamente sul tavolo operatorio.</li>
	<li>Rimuovere le chiusure della ferita del nastro e riaprire la ferita chirurgica con il divaricatore a filo.</li>
	<li>Liberare l'estremità libera del filamento MCAO dal tessuto circostante e dalle estremità del filo del nodo di fissaggio.</li>
	<li>Con la pinza di tipo N0, pizzicare e tirare ventralmente il bordo del moncone ECA per metterlo in tensione. Abbassare con cautela la pinza di pizzicamento verso il basso, in modo simile alla prima procedura chirurgica. NOTA: L'operatore deve evitare di pizzicare il nodo di sicurezza, in quanto ciò impedirebbe lo scioglimento del nodo.</li>
	<li>Clamp nuovamente il CCA con una clip microvascolare.</li>
	<li>Utilizzando una pinza di tipo 5, allentare il nodo di sicurezza per consentire il ritiro del filamento. NOTA: Il modo migliore per iniziare ad allentare il nodo è continuare a pizzicarlo fino a quando non si separa in singole parti e quindi spingere le estremità del filo verso il nodo.</li>
	<li>Ritirare lentamente il filamento MCAO fino a quando la parte in silicone inizia a sporgere dal moncone ECA. Stringere leggermente il nodo di sicurezza per prepararsi al completo ritiro del filamento.</li>
	<li>Quando si è vicini all'estremità in silicone del filamento, stringere il nodo di sicurezza in modo che spinga fuori il filamento MCAO e chiuda il moncone ECA con un'unica manovra. Stringere completamente il nodo dopo che il filamento è scivolato fuori.</li>
	<li>Aprire e rimuovere la pinza di pizzicamento insieme alla clip CCA. NOTA: Questo segna la fine del periodo di ischemia e l'inizio del processo di riperfusione.</li>
	<li>Rimuovere il divaricatore e riunire nuovamente i bordi della ferita chirurgica.</li>
	<li>Sutura la ferita chirurgica partendo dalla periferia, chiudendo completamente la ferita senza che sia visibile alcun tessuto sottostante. NOTA: Il numero di suture necessarie dipende dalle dimensioni della ferita chirurgica.</li>
	<li>Pulire e disinfettare il sito chirurgico utilizzando salviettine imbevute di alcol.</li>
</ol>5. Cure post-chirurgiche
<ol><li>Metti l'animale in una gabbia pulita e lascialo svegliare spontaneamente dall'anestesia.</li>
	<li>Posizionare il cibo pellettato sul fondo della gabbia per facilitarne l'accesso. Ammorbidire i pellet di cibo con acqua potabile. Riempi una piccola capsula di Petri con acqua potabile e portala anche sul pavimento della gabbia.</li>
	<li>Nelle successive 48 ore, iniettare 0,25 mL di soluzione fisiologica con buprenorfina (0,5 mg/kg) ogni 24 ore per via intraperitoneale.</li>
</ol>

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<li>Trueman, R. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+critical+re-examination+of+the+intraluminal+filament+mcao+model%3A+impact+of+external+carotid+artery+transection%5BTitle%5D)+AND+%22Transl+Stroke+Res%22%5BJournal%5D)">A critical re-examination of the intraluminal filament mcao model: impact of external carotid artery transection.</a> Transl Stroke Res. 2 (4), 651-661 (2011).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Betadine soluzione cutanea 10g/100ml</td><td>Alcaloide Skopje</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Sutura di seta intrecciata</td><td>Fine Science Tools</td><td>18020-60</td><td></td></tr><tr><td>Sutura Dafilon 5/0 DS16</td><td>B. Braun</td><td>C0936154</td><td></td></tr><tr><td>Dolokain 20 mg/g gel</td><td>Jadran-Galenski Laboratorij</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 pinze</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td>2 pezzi</td></tr><tr><td>Pinza Dumont #7</td><td>Fine Science Tools</td><td>11271-30</td><td></td></tr><tr><td>Pinza Dumont N0 a chiusura automatica</td><td>Fine Science Tools</td><td>11480-11</td><td></td></tr><tr><td>Nastro chirurgico Durapore 1,25cm x 9,1m</td><td>Nastro chirurgico 3M</td><td>7100057169</td><td></td></tr><tr><td>Durapore 2,5cm x 9,1m</td><td>3M</td><td>7100057168</td><td></td></tr><tr><td>Termostato esterno</td><td>Petnap</td><td>1012536</td><td></td></tr><tr><td>Portaaghi Halsey</td><td>Fine Science Tools</td><td>12500-12</td><td></td></tr><tr><td>Sterilizzatore a perline calde</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-50</td><td></td></tr><tr><td>Forbici per iride</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-10</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano USP</td><td>Piramal terapia intensiva</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Laser Doppler Monitor</td><td>Moor</td><td>MOORVMS-LDF2</td><td></td></tr><tr><td>Cuscinetto termico per animali domestici in metallo</td><td>Petnap</td><td></td><td></td>1012525</tr><tr><td>Micro Vannas forbici a molla</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-00</td><td></td></tr><tr><td>Divaricatore Mini-colibrì</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-01</td><td></td></tr><tr><td>Unguento per gli occhi Recugel</td><td>Bausch& Lomb</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>S& T B-1 vaso micro morsetto&nbsp;</td><td>Strumenti di Fine Science</td><td>00396-01</td><td>2 pezzi</td></tr><tr><td>S& Pinza per l'applicazione di micro pinze a T</td><td>Fine Science Tools</td><td>00071-14</td><td></td></tr><tr><td>Micro serrefines Schwartz</td><td>Fine Science Tools</td><td>18052-01</td><td></td></tr><tr><td>Stereomicroscopio spot Stemi DV4</td><td>Zeiss</td><td>000000-1018-453</td><td></td></tr><tr><td>Chiusure cutanee adesive rinforzate Steri-Strip 3 mm x 75 mm</td><td>3M</td><td>7100236545</td><td></td></tr><tr><td>Pinze per tessuti dritte</td><td>Fine Science Tools</td><td>11023-10</td><td></td></tr><tr><td>SZX Stand Arm</td><td>Olympus</td><td>SZ2-STS</td><td></td></tr><tr><td>Tec III 300 serie calibrato vaporizzatore</td><td>Vaporizzatore Vendite e assistenza inc.</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Supporto universale Tipo 2</td><td>Olympus</td><td>SZ2-STU2</td><td></td></tr><tr><td>VetFlo Supporto per anestesia a sei canali</td><td>Kent Scientific</td><td>VetFlo-1225</td><td>Modificato per la miscelazione di O2/N2</td></tr></tbody></table>

ottimizzazione del metodo di occlusione dell'arteria cerebrale media longa per la riperfusione completa

Optimization of the Longa Middle Cerebral Artery Occlusion Method for Complete Reperfusion

Le scansioni MRI intraoperatorie o postoperatorie, in particolare le scansioni di imaging pesato in perfusione (PWI) e/o di imaging pesato in diffusione (DWI) (Figura 2) possono offrire la prova definitiva di una procedura di successo. La PWI intraoperatoria mostra un'ischemia critica nella regione omolaterale dell'MCA, confermando così che il posizionamento del filamento ha portato alla completa occlusione. La PWI postoperatoria di una procedura riuscita mostra iperperfusione al centro della lesione, nonché un certo grado di riperfusione ai bordi della regione MCA. Le lesioni DWI intraoperatorie corrispondono alle regioni ischemiche osservate sulla PWI intraoperatoria. Le lesioni DWI postoperatorie mostrano un restringimento verso il nucleo della lesione ischemica, accompagnato da una significativa diminuzione del coefficiente di diffusione apparente della lesione, rendendola più scura delle lesioni DWI intraoperatorie e del tessuto cerebrale riperfuso circostante. Le scansioni anatomiche T2 standard, sia intraoperatorie che postoperatorie, in genere non mostrano nulla di degno di nota a meno che non si verifichi un'emorragia indotta dai filamenti
(Figura 3). In questi casi, le scansioni PWI e DWI rivelano un'ischemia incompleta o assente.
Il processo di riperfusione segue nelle successive 48 ore ed è confermato che è avvenuto nelle scansioni MRI eseguite il secondo giorno dopo la procedura (Figura 2, CBF il giorno 2). Le scansioni PWI mostrano una riperfusione completa nel sito della lesione con una leggera iperperfusione nel nucleo della lesione. Le scansioni DWI mostrano più regioni di coefficienti di diffusione apparente ridotti a causa della formazione di edema cerebrale. Le scansioni anatomiche T2 indicano regioni iperintense di edema che avvolgono le regioni MCA, senza coinvolgimento di regioni non MCA come l'ippocampo.
Al risveglio, l'animale mostra chiari segni di ictus acuto. I sintomi comportamentali comuni includono un aumento del tono muscolare sul lato della lesione, che induce l'animale a flettere il busto in quella direzione. Anche il cerchio e la rotazione in direzione omolaterale sono chiari segni di un ictus acuto. L'atassia dell'andatura suggerisce spesso il coinvolgimento dell'ippocampo nel volume della lesione ischemica. Tuttavia, questo sintomo può mancare di specificità nella fase iperacuta a causa degli effetti collaterali dell'anestesia con isoflurano. Nei giorni successivi, l'animale dovrebbe sviluppare la flessione dell'arto anteriore in modo omolaterale e un peggioramento del suo stato posturale, accompagnato da un'assenza di riflesso dei baffi. Il tasso di mortalità raggiunge il picco a circa 3 giorni dopo la procedura a causa di edema cerebrale. La fase cronica inizia dopo che l'edema cerebrale inizia a risolversi. Durante questo periodo, l'animale può presentare ritenzione urinaria. Per questo motivo, è importante ispezionare l'animale per verificare la rigidità della vescica e un tappo fermo sull'uscita uretrale. La maggior parte delle volte, questo problema può essere risolto massaggiando delicatamente la vescica per facilitare la minzione. I segni di recupero del peso di solito compaiono entro i primi 7 giorni dopo l'insorgenza dell'ictus.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig02.jpg"> Figura 2: Esempio rappresentativo di un MCAO riuscito con riperfusione completa confermata con scansioni MRI. CBF, ADC e T2w sono l'acronimo rispettivamente di mappe del flusso sanguigno cerebrale, mappe del coefficiente di diffusione apparente e scansioni anatomiche pesate in T2. IntraOP, postop e D02 indicano 3 diversi punti temporali di imaging dopo l'insorgenza dell'ischemia, dopo l'insorgenza della riperfusione e il secondo giorno dopo MCAO, rispettivamente. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig02large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig03.jpg"> Figura 3: Scansioni MRI rappresentative di un'emorragia indotta da filamenti durante la procedura MCAO. CBF, ADC e T2w sono l'acronimo rispettivamente di mappe del flusso sanguigno cerebrale, mappe del coefficiente di diffusione apparente e scansioni anatomiche pesate in T2. IntraOP, postOP e D02 indicano 3 diversi punti temporali di imaging: rispettivamente dopo l'insorgenza dell'ischemia, dopo l'insorgenza della riperfusione e il secondo giorno dopo MCAO. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig03large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig04.jpg"> Figura 4: Un'illustrazione del corretto posizionamento del filamento nel ramo dell'arteria cerebrale media. Nella maggior parte dei casi, la parte di silicio del filamento (colorata in bianco) si deposita nella parte prossimale dell'arteria cerebrale anteriore (ACA) circa 2 mm più in là del punto di ramificazione MCA. Normalmente la regione cerebrale dell'ACA non viene colpita nei topi, poiché l'ACA si unisce a quella controlaterale in un unico ACA azygos. Le arterie interessate sono mostrate in grigio. A sinistra, il CCA viene lasciato pervio durante il periodo di ischemia, fornendo così sangue a tutti i rami dell'ICA fino all'MCA che è occluso con la parte siliconica del filamento. A destra, il filamento è posizionato in modo identico, tranne per il fatto che la legatura CCA viene mantenuta durante il periodo di ischemia. Poiché nella maggior parte dei casi il PcomA (colorato in verde) non è pervio, se la legatura CCA viene mantenuta, l'ictus avvolge in modo non selettivo la maggior parte dell'emisfero omolaterale tramite MCA, AchA, VTA, HTA e PCA. In questi casi, si possono osservare anche segni di infarto acuto dell'occhio (leucocoria e anisocoria) a causa del blocco della PPA. Creato con BioRender.com. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig04large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

Ottimizzazione del metodo di occlusione dell'arteria cerebrale media Longa per la riperfusione completa

The middle cerebral artery occlusion model serves as the primary animal model for studying ischemic stroke. Despite being used in research for over three ...

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Il intraluminale occlusione dell'arteria cerebrale media (MCAO) modello è il modello più frequente tra i modelli sperimentali utilizzati ictus ischemico. Qui dimostrerà tutto il modello in dettaglio con la guida di flussimetria laser Doppler, ed i suoi risultati rappresentativi.

Intraluminali occlusione dell&#39;arteria cerebrale media (MCAO) Modello per l&#39;ictus ischemico con la guida flussimetria laser Doppler in topi

Esistono evidenze, che il precondizionamento ischemico (PC) - una sfida ischemica non-dannoso per il cervello - conferisce una protezione transitoria a un successivo insulto ischemico dannoso. Abbiamo stabilito bilaterale dell'arteria carotide comune occlusione (BCCAO) come stimolo di precondizionamento per indurre la tolleranza ischemica precoce (IT) di ischemia cerebrale focale transitoria (indotta da occlusione dell'arteria cerebrale, MCAO) in C57Bl6 / J topi.

Bilaterale occlusione comune Arteria carotide come uno stimolo precondizionamento in grado di indurre tolleranza ischemica precoce di focale Ischemia Cerebrale

Descriviamo un metodo altamente riproducibile per l'occlusione permanente di un roditore grande vaso sanguigno cerebrale. Questa tecnica può essere realizzato con pochissima danni periferici, minima perdita di sangue, un elevato tasso di sopravvivenza a lungo termine, e volume dell'infarto coerente commisurato alla popolazione clinica umana.

Cerebrale permanente occlusione di vasi<em&gt; Via</em&gt; Doppio Legatura e resezione

Questo protocollo descrive il precondizionamento ipossico ripetitivo, o brevi esposizioni all'ipossia sistemica che riducono i volumi di infarto e l'interruzione della barriera emato-encefalica a seguito di occlusione transitoria dell'arteria cerebrale media nei topi. Descrive inoltre la doppia quantificazione del volume dell'infarto e dell'interruzione della barriera emato-encefalica dopo l'ictus per valutare l'efficacia della protezione neurovascolare.

Quantificazione della Protezione Neurovascular seguito ripetitivo ipossico precondizionamento e transitoria occlusione dell&#39;arteria cerebrale media nei topi

Per comprendere la fisiopatologia di ictus, è importante utilizzare modelli affidabili. Questo documento descrive uno dei modelli di ictus più frequentemente utilizzati nei topi, chiamato il modello cerebrale media occlusione dell'arteria (MCAO) (anche chiamato il filamento intraluminale o modello di sutura) con riperfusione.

Approccio chirurgico per occlusione dell&#39;arteria cerebrale media e riperfusione indotta ictus nei topi

Descriviamo un modello murino di ictus indotto dall'occlusione dell'arteria cerebrale media utilizzando una sutura rivestita di silicone. Il protocollo può essere applicato per indurre un'occlusione permanente o un'ischemia temporanea, seguita da riperfusione.

Induzione di ictus ischemico e di ischemia-riperfusione nei topi mediante la tecnica di occlusione dell&#39;arteria Medio e visualizzazione di Infarct Area

L'ictus neonatale è una causa significativa di lesione cerebrale precoce che richiede un modello traslazionale con modelli di lesione focale coerenti e un'elevata riproducibilità per consentire lo studio. Questo studio descrive la procedura chirurgica dettagliata per la creazione di una lesione da ischemia-riperfusione focale unilaterale non emorragica nei roditori equivalenti a termine.

Transient Medio occlusione dell&#39;arteria cerebrale Modello di Stroke neonatale nei ratti P10

L'occlusione di filamento intraluminal dell'arteria cerebrale centrale è il modello più utilizzato in vivo di colpo sperimentale nei roditori. Approccio chirurgico alternativo per consentire la riparazione dell'arteria carotica comune avviene qui, che permette la riperfusione dell'arteria carotica comune e un completo riperfusione nel territorio dell'arteria cerebrale media.

Occlusione dell'arteria cerebrale centrale consentendo di riperfusione tramite riparazione dell'arteria carotica comune nei topi

Un modello murino di ischemia-riperfusione cerebrale è istituito per studiare la patofisiologia del colpo. Abbiamo distalmente legare l'arteria cerebrale centrale di destra e l'arteria carotica comune di destra e ripristinare il flusso sanguigno dopo 10 o 40 min di ischemia.

Occlusione del vaso due Mouse modello di Ischemia-riperfusione cerebrale

Questo protocollo descrive il modello di ischemia cerebrale focale transitoria nei topi attraverso l'occlusione intraluminale dell'arteria cerebrale media. Inoltre, vengono mostrati esempi di valutazione dei risultati utilizzando la risonanza magnetica per immagini e test comportamentali.

Modello transitorio di occlusione dell'arteria cerebrale media dell'ictus

Questo protocollo descrive il processo di preparazione alla riperfusione dell'occlusione dell'arteria cerebrale media attraverso l'arteria carotide comune.

Una preparazione del modello modificata per la riperfusione dell'occlusione dell'arteria cerebrale media

Impara la tecnica modificata di occlusione dell'arteria cerebrale media nei topi per garantire riperfusione completa. Questo protocollo chirurgico affina il metodo Longa per studi sull'ictus ischemico.

Ottimizzazione del metodo di occlusione dell'arteria cerebrale media Longa per la riperfusione completa

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