Separazione e identificazione di microplastiche convenzionali dai terreni agricoli

Questo protocollo descrive il campionamento convenzionale di microplastiche e il campione analizzato dal suolo. Il metodo comprende sette parti. Sono il campionamento e la preparazione del suolo, la flottazione per densità, la digestione delle impurità, la colorazione, la filtrazione sotto vuoto, l'osservazione morfologica e l'identificazione dei polimeri.

Qui presentiamo due diversi processi analitici delle ultime due fasi, che possono essere eseguiti indipendentemente l'uno dall'altro a seconda della disponibilità dello strumento. Raccogli un campione di terreno rappresentativo utilizzando un metodo di campionamento a cinque punti in modo a doppia forma su un'area stabile. Utilizzare una trivella in acciaio inossidabile da 30 centimetri per la raccolta.

Raccogliere e installare i campioni in un contenitore non di plastica, ad esempio un foglio di alluminio. Asciuga il terreno a temperatura ambiente lontano dalla luce solare diretta, oppure usa un forno impostato a 40 gradi Celsius e asciuga il terreno per un minimo di 24 ore fino a completa asciugatura. Se è disponibile un essiccatore per il terreno, utilizzarlo per elaborare più campioni di terreno contemporaneamente poiché il filtro all'interno delle singole camere riduce al minimo il rischio di contaminazione incrociata.

Una volta asciutto, macinare il terreno se necessario. Utilizzare strumenti puliti e non di plastica. Macina e conserva il terreno asciutto.

Usa un setaccio di metallo da due a cinque millimetri. Utilizzando una piccola bilancia a due densità, stendere più o meno 0,05 grani fini del campione di terreno su carta per pesare senza plastica o foglio di alluminio. I campioni possono essere conservati in più tre contenitori, ad esempio fiale di vetro.

Trasferire il campione di terreno essiccato macinato finemente in un becher di vetro pulito da 600 millilitri A.Aggiungere 230 millilitri di soluzione satura di cloruro di sodio al becher A.Garantire un'etichettatura accurata di tutti i contenitori di stoccaggio e becher. Posizionare il becher A su una piastra di agitazione magnetica su un agitatore magnetico di vetro. Mescolare la soluzione per 30 minuti a 260 giri al minuto.

Una volta completamente omogeneizzato, rimuovere l'agitatore magnetico dalla soluzione e risciacquare con una soluzione satura di cloruro di sodio per evitare che la particella di plastica fuoriesca dalla soluzione. Posizionare il becher su una superficie piana senza luce solare diretta e lasciarlo riposare per una notte fino a quando non si è verificata la separazione a piena densità. Una volta che il contenuto del becher A si è completamente separato, trasferire con cura il surnatante in un nuovo becher di vetro B.Sciacquare le pareti interne del becher A con una soluzione satura di cloruro di sodio.

Aggiungere una soluzione di idrossido di sodio a quattro molari al campione nel becher B per raggiungere un volume fisso di 500 millilitri. Mescolare la soluzione per 30 minuti a 260 giri al minuto. Quindi rimuovere l'ancoretta magnetica e posizionare il becher su una superficie piana, lontano dalla luce solare diretta, lasciandolo riposare per una notte.

Una volta che il contenuto del fornaio B si è completamente separato. Trasferire il surnatante dal becher B a un nuovo becher C.Sciacquare la parete interna del becher b con acqua distillata per garantire il massimo trasferimento delle particelle. Aggiungere la nuova soluzione di pezzatura rossa precedentemente preparata al becher C per ottenere una concentrazione finale di 0,5 molari.

Mescolare la soluzione con una bacchetta di vetro fino a quando non sarà completamente omogeneizzata. Quindi lasciare incubare la soluzione per 30 minuti nel dock coprendo il becher con un foglio di alluminio. Innanzitutto, impostare il sistema di filtrazione sottovuoto come segue.

Imbuto in vetro, fascetta metallica, base di filtrazione a vuoto, becher di raccolta, tubo di collegamento, trappola per l'umidità e pompa per vuoto. Rimuovere con cura le nuove membrane dal contenitore di conservazione utilizzando una pinzetta. Posizionare la membrana filtrante centralmente e in piano sulla parte superiore della base di filtrazione sottovuoto.

Garantire un collegamento sicuro allineando la base di filtrazione sottovuoto con un imbuto di vetro, fissandoli con una fascetta metallica. Attivare la filtrazione sottovuoto e versare lentamente il liquido dal becher C nell'imbuto di vetro. Sciacquare più volte il becher C con acqua distillata per massimizzare il recupero delle particelle.

Coprire l'imbuto di vetro con un foglio di alluminio per ridurre al minimo la contaminazione. Sciacquare il lato dell'imbuto di vetro con acqua distillata dopo la filtrazione del campione per garantire una perdita minima di particelle. Strappare la pompa del vuoto e recuperare con cautela la membrana filtrante dalla piastra utilizzando la pinzetta.

E mettere ogni membrana in una capsula di Petri di vetro. Aggiungere le membrane completamente asciutte prima di chiudere la capsula di Petri e avvolgerla in un foglio di alluminio. Conservarlo in un luogo asciutto e buio fino a ulteriori analisi.

Se la posizione esatta della particella fluorescente sulle membrane è necessaria per la successiva identificazione del polimero, ad esempio utilizzando FTIR, fare riferimento ai passaggi seguenti. Utilizzare una penna gel nera per segnare delicatamente la posizione iniziale di 10 segni sulla membrana del filtro seguendo la forma a T. Attivare lo strumento a fluorescenza come segue, l'host, le sorgenti fluorescenti, il monitor e il microscopio a fluorescenza.

Accendere lo strumento e impostare il LED delle sorgenti alla massima luminosità. Utilizza il campo chiaro, il DF e la luce fluorescente, il pulsante di commutazione FL per scattare rispettivamente immagini DF e FL. Il software DP2-BSW per la registrazione dell'osservazione del campione, ma solo la definizione del microscopio per rendere lo schermo più nitido.

Scatta le foto in campo chiaro sotto la posizione BF e gira in posizione FL e filtro fluorescente per scattare foto nel dock. Assicurarsi che la sequenza di osservazione del campo visivo vada da uno a 10. Assicurati che le foto BF e FL siano scattate nella stessa posizione.

Per l'identificazione del polimero utilizzando LDIR, eseguire i passaggi del microscopio come di seguito. Impostare il sistema del microscopio come segue. La fotocamera, i filtri, l'ingrandimento e il tavolino del microscopio e il computer.

Avvolgere i supporti della membrana filtrante con fazzoletti privi di polvere. Quindi fissare le membrane nel supporto e farle scorrere sul tavolino del microscopio. Assicurarsi che la fotocamera sia collegata e che l'ingrandimento del microscopio sia appropriato per il tipo di campione e coerente tra tutti i campioni dello stesso set.

Per quantificare le particelle sulle immagini registrate, seguire le istruzioni dettagliate fornite nel manoscritto. Se la FTIR viene utilizzata per identificare le particelle polimeriche, fare riferimento ai passaggi seguenti. Accendere lo spettrometro FTIR LUMOS e il software corrispondente postare, ad esempio, l'osservazione e la registrazione.

Riempire con azoto liquido per attivare la macchina. Pulire la sonda prima di eseguire il mirroring di ciascun campione. Identifica le particelle per il monitoraggio attraverso la registrazione dello schermo in tempo reale.

Regola la posizione e la nitidezza manipolando il bilanciere. Porta la piattaforma operativa al centro e cattura l'attuale spettro di fondo dell'aria. Misurare da tre a cinque punti fissi sul frammento di destinazione, quindi posizionare la sonda in base alla posizione di questi punti fissi.

Nella pagina dei risultati, salvare i dati originali. Risolvi lo spettro e confronta lo spettro con uno spettro plastico nella libreria standard per conferire l'indice di qualità del calore del campione. Se LDIR viene utilizzato per l'identificazione delle particelle polimeriche, attenersi alla seguente procedura.

Posizionare la membrana filtrante in una nuova fiala di vetro da 20 millilitri. Aggiungere 20 millilitri di etanolo puro. Chiudere bene il flaconcino e avvolgere il coperchio con parafilm per evitare perdite.

Sonicare i campioni in un bagno a ultrasuoni per almeno un'ora fino a quando tutte le particelle sono state risospese. La membrana può lisciviare il colore, ma ciò non interferisce con l'identificazione del polimero. Rimuovere e gettare la membrana.

Posizionare la fiala di vetro con la soluzione di etanolo su un impianto di agitazione magnetica e aggiungere un piccolo agitatore magnetico di vetro alla fiala. Lascia evaporare l'etanolo a meno di cinque millilitri impostando la temperatura a 100 gradi Celsius e mescolando a bassa velocità per mantenere le particelle sospese. Per preparare il campione per l'analisi sull'LDIR, agitare lentamente i campioni fino a quando tutte le particelle sono sospese in modo omogeneo nella soluzione e preparare rapidamente 10 microlitri di campione sul vetrino e lasciare evaporare l'etanolo.

Ripetere questo passaggio altre due volte per analizzare tre repliche per campione su ciascun vetrino. Il vetrino LDIR viene inserito nello strumento e il nome del campione viene inserito nel software collegato. Successivamente, lo strumento avvia una scansione automatica.

L'analisi risultante fornisce dati dettagliati sulla composizione chimica delle singole particelle, sulla distribuzione dei diversi polimeri all'interno del campione e sulla dimensione delle particelle. La successiva elaborazione dei dati è descritta in dettaglio nella Sezione 8 del protocollo, ad esempio utilizzando l'immagine J e nella sezione di calcolo del risultato nel manoscritto. Per convalidare l'intervallo di recupero di questa metodologia, sono stati analizzati campioni di tre diversi materassi solidi, biossido di silicone, SD, argilla bentonitica, BT e terreno, in set di tre repliche.

Supponiamo che tutte le particelle di microplastica siano sfere uniformi. Ciò significa che per cinque grammi, i campioni secchi e solidi includono circa più di 48.740 elementi. Sulla base del software Image J, è possibile rivedere le informazioni sul numero di particelle in un singolo campione e calcolare queste tre formule il tasso di recupero finale delle microplastiche.

Ecco alcuni risultati di questo esperimento. Il primo è il tasso di recupero della microplastica da diverse matrici solide. I tassi medi di recupero sono rispettivamente dell'84%, 83% e 90% di BT, SD e suolo.

L'interferenza del risultato dal campione bianco e l'identificazione chimica sono state eliminate. In media, l'86% del particolato PE è stato recuperato con successo. Il fondo è il risultato del tipo di polimero di questi campioni.

È dimostrato che, ad eccezione del polietilene, vengono rilevati anche la resina fenolica, il cloruro di polivinile, la poliammide e il polipropilene. Questo risultato può essere dovuto a una dose minore del campione durante il trasferimento del surnatante, la filtrazione o un'identificazione errata. Queste contaminazioni potrebbero aver avuto origine dai dispositivi di filtrazione, dalle apparecchiature di laboratorio, dalla deposizione atmosferica o dall'acqua distillata.

Ci sono alcune foto che sono state scattate con diversi metodi di identificazione dei polimeri. Queste due immagini si basano sul metodo FTIR e sono state scattate nella stessa area delle membrane alla luce del giorno e alla luce fluorescente. Le particelle che appaiono trasparenti nella figura A e lampeggianti in verde nella figura B sono considerate probabilmente materiale plastico.

Ecco un caso tipico che mostra il confronto dello spettro tra la particella rilevata e il diagramma dello spettro standard. Lo spettro delle particelle PE corrispondeva agli spettri della libreria più vicini con una qualità di corrispondenza del 98%Questa immagine è stata scattata con i metodi LDIR. Il modello e la distribuzione reali sono mostrati nella figura A e alcune informazioni dettagliate come la composizione chimica delle singole particelle.

La qualità della partita e la dimensione delle particelle sono mostrate nella Figura B. L'inquinamento da microplastiche nell'ambiente terrestre è un argomento scientifico che ha ricevuto una crescente attenzione nell'ultimo decennio. Tuttavia, solo il sistema di prelievo di microplastiche dal suolo recente è stato quantificato e il metodo di rilevamento delle microplastiche del suolo non è stato standardizzato. Questo protocollo descriveva la metodologia per il campionamento, la separazione e l'identificazione chimica delle particelle di microplastica.

Per migliorare la facilità operativa e l'adozione diffusa, il metodo è a basso costo e i materiali sono facilmente disponibili. Questo protocollo mostra il potenziale come quadro guida, presentando un approccio completo adatto a vari tipi di terreno, garantendo una quantificazione e un'analisi accurate delle microplastiche.