Name: Quantificazione del glucosio Bergmeyer per campioni microbiologici (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-01-17T12:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 23 s
Description: Impara il metodo Bergmeyer per quantificare il glucosio in campioni microbiologici con elevata precisione. Questa tecnica enzimatica spettrofotometrica migliora sensibilità e specificità nella misurazione del metabolismo microbico.

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1. Preparazione della soluzione
<ol>
	<li>Preparare 100 mL di tampone fosfato 0,1 M. Pesare 1,28 g di fosfato monobasico di potassio (KH2PO4) e 0,1304 g di fosfato dipotassico (K2HPO4) e aggiungerli in un becher di vetro. Ora, aggiungi 70 ml di acqua deionizzata (H2Odi) e regola il pH a 5,5 utilizzando acido cloridrico 1 M (HCl) o idrossido di potassio (KOH). Trasferire la soluzione in un matraccio tarato e portare il volume finale a 100 ml. Quindi, trasferire la soluzione in un contenitore ambrato e conservare la soluzione a 4-8 °C per un massimo di 3 mesi. ATTENZIONE: Indossare guanti in nitrile durante tutto il processo di preparazione per evitare il contatto con la pelle e la potenziale contaminazione, poiché l'o-dianisidina dicloridrato è potenzialmente cancerogena.</li>
	<li>Preparare una soluzione all'1% p/v di o-dianisidina dicloridrato. Pesare 0,01 g di o-dianisidina dicloridrato e metterlo in una provetta da centrifuga da 2,0 mL. Utilizzando una micropipetta da 1.000 mL, aggiungere 1,0 mL di H2Odi per sciogliere il composto, quindi mescolare lentamente pipettando su e giù. Proteggere la soluzione dalla luce avvolgendo il contenitore in un foglio di alluminio e conservarlo a -20 °C per mantenerne la stabilità. NOTA: Per facilitare il supporto della provetta durante la misurazione sulla bilancia analitica, è possibile utilizzare un becher da 10 mL come supporto aggiuntivo. Questo aiuta a stabilizzare il tubo, garantendo una misurazione accurata riducendo al minimo il rischio di spostamento o inclinazione che potrebbero alterare i risultati ottenuti sulla bilancia.</li>
	<li>In un matraccio tarato da 100 mL, aggiungere 10 mL di soluzione tampone fosfato seguiti da 1 mL della soluzione di o-dianisidina dicloridrato all'1% v/v. Quindi, regolare il volume finale a 100 mL con tampone fosfato per ottenere una concentrazione finale di miscela di tampone o-dianisidina allo 0,01%. Trasferisci la soluzione in un pallone d'ambra e avvolgila con un foglio di alluminio per proteggerla dalla luce. Conservare la soluzione a 4-8 °C per un massimo di 3-4 mesi. NOTA: La refrigerazione è essenziale per prevenire la decomposizione, che potrebbe compromettere l'integrità delle misure sperimentali. Per evitare la degradazione della miscela di tampone o-dianisidina, una piccola porzione di 13 mL (sufficiente per 12 campioni) può essere posta in una provetta di plastica da 14 mL su ghiaccio fino al momento dell'uso.</li>
	<li>Preparare la soluzione al 50% di H2SO4 . Immergere un matraccio tarato da 100 mL con 30 mL di H2Odi in un bagno di ghiaccio e lasciarlo raffreddare per 10 min. Quindi, versare lentamente 51 mL di H2SO4 (98% v/v) lungo le pareti del pallone, agitando accuratamente per omogeneizzare la soluzione. Attendere che la miscela si raffreddi, poiché la reazione è esotermica (genera calore). Regolare il volume finale a 100 mL con H2Odi e trasferire la soluzione in un pallone di vetro ambrato. NOTA: Utilizzare una cappa aspirante e seguire tutti i protocolli di sicurezza, assicurarsi di indossare dispositivi di protezione adeguati. Preparare 50 ml di soluzione di carbonato di calcio al 40% per neutralizzare eventuali fuoriuscite che potrebbero verificarsi.</li>
	<li>Preparare 50 mM di soluzione di acetato di sodio sciogliendo 0,04 g di acetato di sodio in 5 mL di H2Odi in un becher. Regolare il pH a 5,1 utilizzando acido acetico glaciale. Infine, regolare il volume a 10 ml con H2Odi.</li>
</ol>
2. Preparazione degli enzimi
<ol>
	<li>In una microprovetta sterile da 2,0 mL, pesare 0,01 g di glucosio ossidasi e mescolare con 1 mL di acetato di sodio da 50 mM, pH 5,0, per ottenere una concentrazione finale di 10 mg/mL. Coprire il tubo con un foglio di alluminio e conservare a -20 °C. NOTA: La soluzione può essere conservata fino a 2 mesi a -20 °C.</li>
	<li>Calcolare il volume della soluzione enzimatica V2 necessario per ottenere l'attività enzimatica desiderata in ciascuna cuvetta di plastica (con un volume totale di 1,5 mL) utilizzando l'Eq (1): V1C1 = V2C2, dove V1 è 1.500 μL, C1 è 28,5 U di attività enzimatica e C2 (la concentrazione della soluzione enzimatica) è 12.970 U/mL (10 mg dell'enzima [129.000 unità/g] in 1 mL di H2Odi). V2 = (1.500 μl × 28,5 U)/12.970 U = 3,29 μl (1) NOTA: Per un pipettaggio più accurato, il valore può essere arrotondato a 3,3 μl.</li>
	<li>In una nuova microprovetta da 2 mL, pesare 0,0031 g di enzima perossidasi e aggiungere 1 mL di tampone fosfato, pH 5,5, per ottenere una concentrazione finale di 3,1 mg/mL. Coprire la microprovetta con un foglio di alluminio e conservare a -20 °C.</li>
	<li>Calcolare il volume della soluzione di perossidasi necessario per ottenere l'attività enzimatica desiderata per cuvetta utilizzando l'Eq (1). Iniziare con un volume totale della cuvetta di 1.500 μL e un'attività enzimatica target di 1,25 U. Quindi, determinare il volume necessario della soluzione enzimatica, data la sua concentrazione di 1.551 U. V2 = (1.500 μl × 1,25 U)/1.551 U = 1,208 μl NOTA: Per un pipettaggio più accurato, il valore è stato arrotondato a 1,20 μl.</li>
</ol>
3. Standard glicemico
<ol>
	<li>Preparare uno standard di D-glucosio da 1 g/L aggiungendo 0,01 g di D-glucosio a 10 mL di H2Odi in un matraccio tarato. Per diluire la concentrazione a 0,5 g/L, prelevare 500 μL della soluzione madre e mescolarla con 500 μL di H2Odi per ottenere un volume finale di 1 mL. NOTA: Questo processo di diluizione è essenziale per creare soluzioni standard accurate.</li>
</ol>
4. Preparazione della curva standard
<ol>
	<li>Utilizzando una nuova microprovetta da 2 mL, aggiungere il tampone e i volumi di glucosio indicati nella Tabella 1.</li>
	<li>Impostare il termobagno a secco a 37 °C. Una volta che la temperatura è stabile, aggiungere 3,3 μL di glucosio ossidasi a tutte le provette e quindi aggiungere 1,2 μL di perossidasi a ciascuna provetta. Incubare le provette a 37 °C per 20 minuti.</li>
	<li>Dopo l'incubazione, aggiungere immediatamente 750 μL di 50% H2SO4 (v/v) a ciascuna microprovetta e lasciare raffreddare la miscela in un bagno di ghiaccio per 2 minuti. Ciò si traduce in un volume finale di 1.500 μl. Infine, trasferire la soluzione in una cuvetta di plastica e misurare l'assorbanza a 529 nm.</li>
</ol>
Tabella 1: Curva di calibrazione del glucosio per il metodo GOX-H2SO4 . Abbreviazioni: GOD = glucosio ossidasi; POD = perossidasi; H2SO4 = acido solforico. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67126/67126_Table%201.xlsx" target="_blank">Clicca qui per scaricare questa tabella.</a>
5. Analisi di campioni microbiologici
<ol>
	<li>Ottenere il campione coltivando batteri o lieviti in un terreno di coltura liquido in condizioni specifiche, tra cui temperatura, velocità di agitazione e tempo di incubazione. Una volta che la coltura raggiunge la densità ottica (OD) o la concentrazione cellulare desiderata, raccogliere la coltura per un'ulteriore elaborazione. NOTA: Pseudomonas reptilivora è stato coltivato a una velocità di agitazione costante di 300 giri/min e 28 °C, mentre Debaryomyces hansenii è stato coltivato con una velocità di agitazione di 200 giri/min a 30 °C in un agitatore orbitale. Nel caso specifico di D. hansenii, l'olio di colza commestibile è stato utilizzato anche come induttore per la produzione di lipasi.</li>
	<li>Pulire l'area di lavoro con una soluzione alcolica al 70% o un detergente adatto secondo i protocolli di biosicurezza. Accendi un bruciatore per garantire l'asepsi.</li>
	<li>Trasferire 100 μL di terreno di coltura in una microprovetta da 1,5 mL o 2 mL utilizzando puntali sterili.</li>
	<li>Centrifugare i campioni a 7.500 × g per 7 minuti a 4 °C o a 10.000 × g per 7 minuti senza controllo della temperatura. Dopo la centrifugazione, rimuovere con cautela il surnatante, che contiene glucosio in soluzione, ed eliminare il pellet.</li>
	<li>Utilizzare 0,5 μL di surnatante per concentrazioni di glucosio comprese tra 1 e 20 g/L, quindi miscelare con 749,5 μL di tampone o-dianisidina, 3,3 μL di GOD e quindi 1,2 μL di POD. Incubare le microprovette per 20 minuti a 37 °C, come descritto al punto 4.2 e aggiungere immediatamente 750 μl di 50% H2SO4 e lasciarle raffreddare in un bagno di ghiaccio per 2 minuti.<ol>
		<li>Per concentrazioni superiori a 20 g/L, eseguire una diluizione 1:1 con H2Odi sterile prima di procedere.</li>
		<li>Se i campioni di surnatante sono stati precedentemente congelati a -80 °C o -20 °C, scongelarli a temperatura ambiente e agitarli per 30 s prima dell'uso. Se è necessaria una diluizione, utilizzare H2ODI sterile.</li>
		<li>Per campioni con concentrazioni di glucosio superiori a 30 g/L, eseguire una diluizione 1:1 con H2ODI sterile, ottenendo un fattore di diluizione di 2.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Calcolare la concentrazione totale di glucosio in ciascun campione utilizzando l'Eq (2) in un foglio di calcolo. 
	<img alt="Equation 11" src="/files/ftp_upload/67126/67126eq11.jpg" style="margin: auto;">(2) Dove: 
	x = concentrazione di glucosio (g/L) δ = volume finale di reazione (0,0015 L) 
	y = assorbanza M.S. = quantità di campione utilizzato* NOTA: I valori b e m provengono dall'equazione che modella la linea di tendenza della curva di calibrazione per il metodo (y = mx + b). *Il valore M.S. deve essere basato sulla quantità di campione utilizzata per ottenere il rapporto alla diluizione corrispondente (cioè, se si prelevano 0,5 μL del surnatante, M.S. = 0,0000005 L = 0,5 × 10-6 L); se si utilizza un fattore di diluizione (DF), moltiplicare l'assorbanza ottenuta per il DF. Ad esempio, se si ottiene un'assorbanza di 0,5 e si utilizza un DF di 2, il risultato sarebbe 1,0. Pertanto, y = 1,0 e questo valore deve essere inserito nell'Eq (2), come descritto in precedenza.</li>
</ol>
6. Validazione analitica
<ol>
	<li>Calcolare i parametri di validazione analitica del metodo GOX-H2SO4 secondo quanto stabilito dal Centro Nazionale di Metrologia e dall'Ente di Accreditamento Messicano10 (CENAM-ema).<ol>
		<li>Calcola la precisione come percentuale del coefficiente di variazione o %CV = (S/x) × 100, dove x è la media del gruppo campione e S è la deviazione standard con un valore di accettazione del ≤10%.</li>
		<li>Determinare la linearità adattando la curva standard al modello lineare R2 superiore a 0,995.</li>
		<li>Calcolare il limite di quantificazione (LOQ) utilizzando l'equazione: LOQ = yB + 10sB, dove yB rappresenta la concentrazione dell'analita che produce un segnale equivalente al segnale target e 10sB denota 10 volte la deviazione standard del bianco</li>
		<li>Calcola l'errore sistematico usando questa equazione: Inclinazione = x - m, dove x = media della concentrazione sperimentale e m è la concentrazione teorica.</li>
		<li>Determina l'accuratezza come il grado di accordo tra un valore reale e un valore teorico. % di recupero = (CR/CV) × 100 Dove CR è la media della concentrazione sperimentale e CV è il coefficiente di variazione della concentrazione teorica.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
7. Interferenza di altri zuccheri riducenti
<ol>
	<li>Valutare separatamente quattro zuccheri riducenti: glucosio, fruttosio, galattosio e xilosio da una soluzione madre di 0,5 g/L. Inoltre, usa il trealosio come controllo negativo. Seguire il protocollo per tutti i campioni e misurare l'assorbanza a 545 e 529 nm.</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Quantificazione enzimatica del glucosio di Bergmeyer per l'analisi microbica e del lievito

<ol><li>Huang, W. C., Tang, I. C. Bacterial and yeast cultures: process characteristics, products, and applications. Bioprocessing for value-added products from renewable resources. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHuang%2C+WC+%22New+Technologies+and+Applications%22">New Technologies and Applications</a>. , Elsevier. 185-223 (2007).</li>
<li>Hernandez-Lopez, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantification+of+reducing+sugars+based+on+the+qualitative+technique+of+Benedict%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Omega%22%5BJournal%5D)">Quantification of reducing sugars based on the qualitative technique of Benedict.</a> ACS Omega. 5 (50), 32403-32410 (2020).</li>
<li>Miller, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+dinitrosalicylic+acid+reagent+for+determination+of+reducing+sugar%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">Use of dinitrosalicylic acid reagent for determination of reducing sugar.</a> Anal Chem. 31 (3), 426-428 (1959).</li>
<li>Deshavath, N. N., Mukherjee, G., Goud, V. V., Veeranki, V. D., Sastri, C. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pitfalls+in+the+3%2C5-dinitrosalicylic+acid+%28DNS%29+assay+for+the+reducing+sugars%3A+interference+of+furfural+and+5-hydroxymethylfurfural%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Biol+Macromol%22%5BJournal%5D)">Pitfalls in the 3,5-dinitrosalicylic acid (DNS) assay for the reducing sugars: interference of furfural and 5-hydroxymethylfurfural.</a> Int J Biol Macromol. 156, 180-185 (2020).</li>
<li>De Abreu, J. R., Santos, C. D. D., De Abreu, C. M. P., Corrêa, A. D., De Oliveira Lima, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sugar+fractionation+and+pectin+content+during+the+ripening+of+guava+cv.+Pedro+Sato%5BTitle%5D)+AND+%22Food+Sci+Technol%22%5BJournal%5D)">Sugar fractionation and pectin content during the ripening of guava cv. Pedro Sato.</a> Food Sci Technol. 32 (1), 156-162 (2020).</li>
<li>Dubois, M., Gilles, K. -A., Hamilton, J. K., Roberts, P. A., Smith, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+colorimetric+method+for+the+determination+of+sugars%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A colorimetric method for the determination of sugars.</a> Nature. 168 (4265), 167(1951).</li>
<li>Gonzalez, N. M., Fitch, A., Al-Bazi, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+RP-HPLC+method+for+determination+of+glucose+in+Shewanella+oneidensis+cultures+utilizing+1-phenyl-3-methyl-5-pyrazolone+derivatization%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Development of a RP-HPLC method for determination of glucose in Shewanella oneidensis cultures utilizing 1-phenyl-3-methyl-5-pyrazolone derivatization.</a> PLoS ONE. 15 (3), e0229990(2020).</li>
<li>Galant, A. L., Kaufman, R. C., Wilson, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucose%3A+Detection+and+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Food+Chem%22%5BJournal%5D)">Glucose: Detection and analysis.</a> Food Chem. 188, 149-160 (2015).</li>
<li>Bergmeyer, H. U. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBergmeyer%2C+HU+%22Methods+of+enzymatic+analysis%22">Methods of enzymatic analysis</a>. 2, Elsevier Inc. (2012).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Gu%C3%ADa+t%C3%A9cnica+sobre+trazabilidad+e+incertidumbre+en+las+mediciones+anal%C3%ADticas+que+emplea+la+t%C3%A9cnica+de+espectrofotometr%C3%ADa+de+ultravioleta-visible%22">Guía técnica sobre trazabilidad e incertidumbre en las mediciones analíticas que emplea la técnica de espectrofotometría de ultravioleta-visible</a>. , CENAM-EMA. (2008).</li>
<li>Yuen, V. G., McNeill, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+the+glucose+oxidase+method+for+glucose+determination+by+manual+assay+and+automated+analyzer%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Comparison of the glucose oxidase method for glucose determination by manual assay and automated analyzer.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 44 (3), 543-546 (2000).</li>
<li>Hansen, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Specificity+of+glucose+oxidase+reaction+and+interference+with+quantitative+glucose+oxidase-peroxidase-O-dianisidine+method%5BTitle%5D)+AND+%22Scand+J+Clin+Lab+Investig%22%5BJournal%5D)">Specificity of glucose oxidase reaction and interference with quantitative glucose oxidase-peroxidase-O-dianisidine method.</a> Scand J Clin Lab Investig. 14 (6), 651-655 (1962).</li>
<li>Kumar, V., Gill, K. D. Estimation of blood glucose levels by glucose oxidase method. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKumar%2C+V+%22Basic+concepts+in+clinical+biochemistry%3A+A+practical+guide%22">Basic concepts in clinical biochemistry: A practical guide</a>. , Springer eBooks. 57-60 (2018).</li>
</ol>

Il glucosio funge da fonte primaria di energia e carbonio per numerosi microrganismi, tra cui batteri, lieviti e funghi. Questi microrganismi assorbono il glucosio attraverso trasportatori situati sulla membrana extracellulare, dove subisce una serie di reazioni biochimiche all'interno della via metabolica della glicolisi per essere convertito in piruvato1. Esistono varie tecniche per la quantificazione degli zuccheri riducenti come il glucosio. Ad esempio, il reagentedi Benedict 2, l'uso dell'acido 3,5-dinitrosalicilico (DNS)3,4, il metodo dell'antropa5 o l'acido fenolo-solforico6 possono essere impiegati. Tuttavia, questi metodi rilevano lo zucchero riducente presente nel campione, come il fruttosio e il maltosio, che possono contribuire al segnale e complicare la quantificazione accurata di un particolare zucchero.
Inoltre, richiedono un rigoroso controllo della temperatura e la manipolazione di sostanze pericolose, che possono complicare il processo e influire sulla precisione. Questi metodi possono anche subire l'interferenza di altri composti presenti nel campione, rendendo difficile una quantificazione accurata del glucosio. Al contrario, la cromatografia liquida ad alte prestazioni (HPLC) offre un'alternativa più precisa, consentendo la discriminazione tra glucosio e altri zuccheri riducenti, anche se con costi operativi più elevati. Questi metodi contrastanti evidenziano la continua necessità di sviluppare tecniche di quantificazione del glucosio accurate ed economiche7.
Il metodo glucosio ossidasi-perossidasi-acido solforico (GOX-H2SO4) impiega due enzimi, glucosio ossidasi (GOD) e perossidasi (POD). GOD è un enzima ossidoreduttasi molto selettivo per l'ossidazione del β-D-glucosio8. Questo complesso funge da catalizzatore durante la reazione che avviene quando il glucosio è in presenza di ossigeno, producendo acido gluconico e perossido di idrogeno (H2O2). L'H2O2 viene rilevato per mezzo di un accettore cromogenico di ossigeno, l'o-dianisidina, che, in seguito all'interazione con il POD, ne provoca l'ossidazione e il rilascio di H2O2, impedendo che l'acido gluconico venga riconvertito in glucosio (vedi Figura 1). Il colore ottenuto viene stabilizzato mediante l'aggiunta di acido solforico (H2SO4), che arresta anche la reazione enzimatica, evitando così possibili interferenze che potrebbero verificarsi se la reazione continuasse9.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67126/67126fig01.jpg"> 
Figura 1: Panoramica del metodo di quantificazione del glucosio utilizzando l'enzima glucosio ossidasi, che reagisce con il glucosio per produrre perossido di idrogeno (H2O2) e acido gluconico. Successivamente, l'enzima perossidasi reagisce con H2O2 in presenza di O-dianisidina dicloridrato. Nella fase finale, viene aggiunto acido solforico (H2SO4) per fermare la reazione enzimatica, ottenendo un colore rosa che viene misurato a 529 nm. Abbreviazioni: POD = perossidasi; GOD = glucosio ossidasi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67126/67126fig01large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
Il metodo enzimatico GOX-H2SO4 è una tecnica ampiamente utilizzata per misurare la concentrazione di glucosio in campioni biologici, la maggior parte dei quali sono di interesse clinico. Tuttavia, pochi studi hanno indagato una tecnica che consenta di quantificare la quantità di glucosio in un terreno di coltura per valutarne il consumo. Pertanto, nel presente protocollo, viene presentata la metodologia per quantificare il glucosio mediante la reazione enzimatica di glucosio ossidasi, perossidasi, o-dianisidina dicloridrato e H2SO4 in campioni liquidi microbiologici, che nasce come una modifica del lavoro svolto da Bergmeyer9, utilizzando il 50% (v/v) di H2SO4 e quantità inferiori di reagenti.

<table><tbody><tr><td>Microprovetta da 1,5 mL</td><td>Eppendorf</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Microprovetta da 2,0 mL</td><td>Eppendorf</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>CaCO3</td><td>Meyer</td><td>471-34-1</td><td>Carbonato di calcio</td></tr><tr><td>D-glucosio</td><td>Meyer</td><td>50-99-7</td><td>D-glucosio&nbsp;</td></tr><tr><td>Bagno a secco</td><td>FisherScientific</td><td>11-718-4</td><td>Seriale 911NO251. Blocco LxPxA mm/in: 124 x 76 x 39 / 4,9 x 3,0 x 1,5</td></tr><tr><td>Glucosio ossidasi&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G6125-50KU</td><td>Polvere enzimatica</td></tr><tr><td>H2O</td><td>-</td><td>-</td><td>Acqua deionizzata</td></tr><tr><td>H2SO4</td><td>Meyer</td><td>7664-93-9</td><td>Acido solforico</td></tr><tr><td>HCl</td><td>Meyer</td><td>7647-01-0</td><td>Acido cloridrico&nbsp;</td></tr><tr><td>K2HPO4</td><td>Meyer</td><td>7758-11-4</td><td>Fosfato dipotassico</td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Meyer</td><td>7778-77-0</td><td>Fosfato monopotassico</td></tr><tr><td>KOH</td><td>Meyer</td><td>1310-58-3</td><td>Idrossido di potassio</td></tr><tr><td>Lambda 35</td><td>PerkinElmer-Spectrofotometro</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Microtubo centrifuga</td><td>-</td><td>-</td><td></td></tr><tr><td>-o-Dianisidina dicloridrato</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D3252</td><td>Perossidasi cromogenica</td></tr><tr><td></td><td>Sigma Aldrich</td><td>P8125-50KU</td><td>Enzima in polvere</td></tr><tr><td>pH-metro</td><td>Hanna&nbsp;</td><td>1131</td><td>Hanna 1170</td></tr><tr><td>Acetato di sodio</td><td>Meyer</td><td>127-09-3</td><td>Meyer</td></tr><tr><td>Spatole per pesare&nbsp;</td><td>-</td><td>-</td><td>-</td></tr></tbody></table>

quantificazione del glucosio bergmeyer per campioni microbiologici

Bergmeyer Glucose Quantification for Microbiological Samples

L'analisi spettrofotometrica di GOX-H2SO4 ha rivelato un'unica assorbanza massima a 529 nm (λmax) (Figura 2A), con valori di assorbanza aggiuntivi osservati a 545 nm. Analizzando i valori di assorbanza a diverse concentrazioni di glucosio, abbiamo ottenuto una linearità (R²) di 0,9977 per λ529 nm e R² di 0,9967 per λ545 nm (Figura 2B). La linearità, all'interno di un dato intervallo, si riferisce alla capacità di fornire risultati diret...

Quantificazione del glucosio Bergmeyer per campioni microbiologici

The glucose concentration is a key indicator of cellular metabolism and could indicate the total metabolism rate, an aberration in glucose metabolism, ...

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Saggio in vitro di deplezione del glucosio: un metodo basato sulla fluorescenza per quantificare l'assorbimento cellulare del glucosio tramite la misurazione della deplezione extracellulare del glucosio

Questo video descrive un test colorimetrico per la misurazione del lattato nei lisati cellulari utilizzando l'enzima lattato deidrogenasi. Questo enzima converte il lattato in piruvato, insieme alla conversione del NAD in NADH che reagisce con i coloranti tetrazolio e fornisce un prodotto colorato che può essere misurato spettrofotometricamente per quantificare il lattato.

Saggio colorimetrico per la quantificazione del lattato nei campioni di prova

Questo video mostra una procedura per raccogliere l'urina del topo e valutarne i livelli di glucosio. Per valutare il livello di glucosio, immergere nel campione una striscia reattiva rivestita con enzimi e un colorante cromogenico, avviando un cambiamento di colore che indica i livelli di glucosio. Per quantificare i livelli di glucosio nelle urine, introdurre un campione di urina in una piastra multipozzetto con concentrazioni di glucosio crescenti, aggiungere la miscela di reazione e...

Saggi per la valutazione qualitativa e quantitativa delle concentrazioni di glucosio nelle urine di topo

Una descrizione di come calibrare trasferimento Förster Resonance Energy sensori biologici integrati (FIBS) per in situ profilo metabolico è presentato. Le FIBS possono essere utilizzati per misurare i livelli intracellulari di metaboliti non invasivo aiutando nello sviluppo di modelli metabolici e high throughput screening delle condizioni bioprocesso.

FIBS-enabled non invasiva Metabolic Profiling

Presentiamo un metodo modulare automatizzato ad alto rendimento per l'identificazione e la caratterizzazione di esopolisaccaridi microbici su piccola scala. Questo metodo combina una rapida preselezione per analizzare la quantità totale di polisaccaridi secreti con un'impronta digitale dettagliata dei carboidrati per consentire lo screening rapido di ceppi batterici appena isolati o di intere collezioni di ceppi.

Automatizzata Modular High Throughput Screening esopolisaccaride piattaforma Accoppiato con altamente sensibile Analisi Carboidrati impronte digitali

Questo protocollo descrive la quantificazione rapida e altamente sensibile di Förster trasferimento di energia di risonanza (FRET) i dati dei sensori utilizzando un analizzatore portatile FRET su misura. Il dispositivo è stato utilizzato per rilevare maltosio in un intervallo di temperatura critica che massimizza sensibilità di rilevamento, consentendo valutazione pratica ed efficiente del contenuto di zucchero.

Altamente sensibile e rapido fluorescenza Detection con un portatile FRET Analyzer

Qui, descriviamo un test colorimetrico per rilevare la presenza di zuccheri riducenti durante la germinazione batterica delle spore.

Rilevamento Cortex Frammenti Durante la germinazione delle spore batteriche

I monociti sono componenti integranti del sistema immunitario innato umano che si basano sul metabolismo glicolitico quando attivati. Descriviamo un protocollo di citometria a flusso per misurare l'espressione del trasportatore del glucosio e l'assorbimento del glucosio da parte di monociti totali e sottopopolazioni di monociti nel sangue intero fresco.

Un semplice citometria a flusso metodo per misurare il glucosio assorbimento e glucosio Expression Transporter per monociti sottopopolazioni nel sangue intero

Presentiamo un protocollo per l'identificazione e la quantificazione delle principali classi di metaboliti idrosolubili nel lievito Saccharomyces cerevisiae. Il metodo descritto è versatile, robusto e sensibile. Permette la separazione di isomeri strutturali e forme stereoisomeriche di metaboliti idrosolubili l'uno dall'altro.

Metabolomica quantitativa di Saccharomyces Cerevisiae mediante cromatografia liquida accoppiata con spettrometria di massa tandem

Viene descritto un protocollo per la preparazione di un semplice ecosistema modello che ricrea il gradiente di contrasto metano-ossigeno presente nell'habitat naturale dei batteri aerobi ossidanti il metano, consentendo lo studio della loro fisiologia in un contesto spazialmente risolto. Vengono inoltre descritte le modifiche ai comuni saggi biochimici per l'uso con l'ecosistema modello basato sull'agarosio.

Ecosistema modello basato sull'agarosio per la coltivazione di metanotrofi in un gradiente contatore metano-ossigeno

Impara il metodo Bergmeyer per quantificare il glucosio in campioni microbiologici con elevata precisione. Questa tecnica enzimatica spettrofotometrica migliora sensibilità e specificità nella misurazione del metabolismo microbico.

Quantificazione del glucosio Bergmeyer per campioni microbiologici

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