Name: Istituzione di un modello murino di carenza acquosa di occhio secco (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-01T14:40:00.000+00:00
Duration: 5 min 21 s
Description: Scopri come stabilire un modello murino di occhio secco da carenza acquosa mediante escissione delle ghiandole lacrimali extraorbitali e infraorbitali. Questo metodo semplificato replica patologie severe come la sindrome di Sjogren.

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Questo studio è stato supportato in parte dai Progetti Provinciali di Scienza e Tecnologia del Guizhou (QKHJC-ZK[2024]ZD043), dal Fondo Provinciale per la Scienza del Fujian per Giovani Studiosi Illustri (2023J06053 [a S.O.]), dalla Natural Science Foundation of China (No.82101084 [a S.O.] e dal China Scholarship Council (CSC, 202306310049 [a Y.W.]).

In questo studio sono stati utilizzati topi femmina C57BL/6 (C57), di età compresa tra 7 e 8 settimane. Tutte le procedure hanno aderito alle linee guida ARVO per l'uso di animali nella ricerca oftalmica e visiva e sono state approvate dal Comitato Etico Animale dell'Università di Medicina di Guizhou (Approvazione n. 2305193). Non sono state osservate lesioni della superficie oculare all'esame con lampada a fessura.
1. Passaggi preoperatori
<ol>
	<li>Sterilizzare gli strumenti utilizzando uno sterilizzatore rapido: portaaghi, un ago da sutura 5-0 con filo, forbici chirurgiche oftalmiche e pinze.</li>
	<li>Anestetizzare il topo con avertina all'1,25% tramite iniezione intraperitoneale alla dose di 0,3 ml/100 g.</li>
	<li>Al termine dell'anestesia, posizionare il topo in posizione di decubito laterale e rimuovere i peli dall'area chirurgica. Somministrare meloxicam 20 mg/kg per via intraperitoneale 30 minuti prima dell'intervento, con dosi successive ogni 8 ore dopo l'intervento.</li>
	<li>Disinfettare il campo chirurgico con tre applicazioni alternate di iodoforo e alcool.</li>
	<li>Istituzione del modello dell'occhio secco
	<ol>
		<li>Posizionare il mouse in posizione di decubito laterale. Esporre l'area chirurgica al microscopio.</li>
		<li>Confermare la profondità dell'anestesia con un pizzico prima di eseguire l'incisione. Bloccare la pelle sul lato destro del viso del topo con una pinza dentata e praticare un'incisione nel punto medio della linea che interseca il padiglione auricolare esterno e la linea mandibolare all'angolo interno dell'occhio. Esporre il tessuto muscolare; rimuovere con cura l'ELG situato sul muscolo.</li>
		<li>Estendere l'incisione cutanea fino all'angolo interno dell'occhio, separare bruscamente il muscolo e individuare la ghiandola rosso chiaro sotto il muscolo. Staccare e rimuovere l'ILG.</li>
		<li>Sutura l'incisione utilizzando una sutura di nylon 5-0 pre-sterilizzata con un ago attaccato con l'aiuto di un portaago, forbici chirurgiche oftalmiche e pinze.</li>
		<li>Applicare l'unguento ofloxacina alla fine dell'operazione per prevenire l'infezione.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dopo aver rimosso l'ELG e l'ILG unilaterali, posizionare i topi in un ambiente con un ciclo ritmico di luce-buio di 12:12 h con libero accesso a cibo e acqua. Questo crea un modello unilaterale di occhio secco, mentre l'occhio controlaterale con ghiandole lacrimali interne ed esterne funge da normale gruppo di controllo.</li>
</ol>
2. Misurazione della produzione lacrimale
<ol>
	<li>Anestetizzare il topo con avertina all'1,25% per via intraperitoneale alla dose di 0,3 ml/100 g.</li>
	<li>Eseguire la misurazione della secrezione lacrimale utilizzando fili di rosso fenolo ben confezionati e sterilizzati in commercio in anestesia generale.</li>
	<li>Tirare delicatamente verso il basso la palpebra inferiore da misurare. Posizionare la parte superiore del filo rosso fenolo nei terzi interno ed esterno della palpebra inferiore, avviando prontamente il timer.</li>
	<li>Eseguire il test su un occhio alla volta per una durata di 15 s.</li>
	<li>Trascorso il tempo assegnato, ritrarre con cautela la palpebra inferiore e rimuovere con cautela il filo rosso fenolo verso il basso.</li>
	<li>Utilizzare la scala fornita sulla busta esterna del filo rosso fenolo per misurare dalla parte superiore del filo all'intera parte rossa.</li>
	<li>Utilizzare un cronometro elettronico per registrare con precisione la durata del test.</li>
</ol>
3. Preparazione di fette di tessuto congelate
<ol>
	<li>Eseguire una rapida lussazione cervicale sui topi dopo asfissia con CO2.</li>
	<li>Usa forbici e pinze per estrarre con cura i bulbi oculari.</li>
	<li>Incorporare i bulbi oculari in un composto per la temperatura di taglio ottimale e utilizzare un microtomo congelato per ottenere fette di tessuto congelante di 5-7 μm di spessore28.</li>
	<li>Conservare tutti i vetrini in una scatola per campioni a temperatura ambiente per circa 30 minuti. Successivamente, trasferirli in un congelatore a bassissima temperatura a -80 °C.</li>
</ol>
4. Colorazione con ematossilina ed eosina (H&E)
<ol>
	<li>Rimuovere le fette di tessuto congelate dal congelatore a bassissima temperatura, adagiarle in una scatola di fazzoletti e asciugarle in una cappa aspirante.</li>
	<li>Lavare le fette con 1x PBS, coprire per 5 minuti, quindi rimuovere il PBS. Coprire il campione con il 4% di paraformaldeide, assicurandosi che il coperchio sia chiuso per evitare l'evaporazione. Dopo 15 minuti a temperatura ambiente, sciacquare i campioni per 3 x 5 minuti in 1x PBS.</li>
	<li>Posizionare il campione in un rack e immergerlo in colorante ematossilina allo 0,5% per 5 minuti.</li>
	<li>Sciacquare il campione in acqua di rubinetto per 5 minuti per lavare via il colorante in eccesso. Successivamente, immergerlo in alcool di acido cloridrico allo 0,1% per 1-2 s per facilitare la differenziazione.</li>
	<li>Mettere il portacampioni in acqua di rubinetto per 15 minuti per rimuovere la colorazione non specifica.</li>
	<li>Scolare l'acqua in eccesso e immergere il campione in una soluzione colorante di eosina allo 0,05% per 3 minuti.</li>
	<li>Lavare il campione in acqua di rubinetto e immergerlo in sequenza in 2 minuti al 75%, 80%, 95% e due giri di alcol al 100% per 2 minuti ciascuno.</li>
	<li>Immergere il portacampioni in due cicli di xilene per 2 minuti ciascuno.</li>
	<li>Posizionare il supporto in una cappa aspirante per asciugare e montare il campione con il mezzo di montaggio, evitando danni e bolle.</li>
	<li>Conservare i campioni colorati in una scatola a temperatura ambiente e fotografarli utilizzando un sistema di biomicrografia.</li>
</ol>
5. Colorazione in immunofluorescenza
<ol>
	<li>Recuperare il campione dal congelatore, adagiarlo nella scatola e asciugarlo nella cappa.</li>
	<li>Lavare il campione con 1x PBS, coprire per 5 minuti e aspirare il liquido in eccesso. Coprire il campione con il 4% di paraformaldeide, aggiungere acqua alla scatola umida immunoistochimica e chiudere il coperchio per evitare l'evaporazione. Lasciarlo riposare a temperatura ambiente per 15 minuti; quindi, sciacquare il campione 3 x 5 min in 1x PBS. 
	NOTA: Maneggiare il campione con cura durante questo processo.</li>
	<li>Rimuovere il PBS in eccesso dalla superficie del campione e pulire delicatamente il liquido residuo attorno alla sezione di tessuto con carta da filtro. Coprire la superficie del campione con una soluzione di permeabilizzazione cellulare (0,2% Triton X-100) e incubare a temperatura ambiente per 20 minuti per permeabilizzare la membrana.</li>
	<li>Rimuovere la soluzione di permeabilizzazione e sciacquare il campione 3 x 5 minuti con 1x PBS.</li>
	<li>Versare il PBS dalla superficie del campione e pulire delicatamente il liquido residuo attorno alla sezione del tessuto con carta da filtro. Coprire il campione con una soluzione bloccante preriscaldata (2% BSA). Chiudere il coperchio per evitare l'evaporazione e incubare a temperatura ambiente per 1 ora.</li>
	<li>Durante il processo di blocco, selezionare l'anticorpo appropriato in base alle esigenze sperimentali, preparare l'anticorpo primario con diluente anticorpale immunofluorescente (1% BSA) secondo il rapporto raccomandato e centrifugare l'anticorpo primario preparato in una centrifuga a 4 °C a 2.000 × g, 10 min. 
	NOTA: Tutti i prodotti di cui sopra vengono utilizzati su ghiaccio o a basse temperature. Si consiglia di utilizzare circa 120 μL di anticorpi primari per campione.</li>
	<li>Scartare o versare l'anticorpo primario. Lavare il campione 3 x 10 minuti con 1x tampone PBS. Dopo aver versato il PBS, sciacquare il campione con 1x PBS fresco. Assicurarsi che il PBS copra il vetrino durante il primo risciacquo.</li>
	<li>Durante il risciacquo dell'anticorpo primario, selezionare l'anticorpo secondario adatto in base alla sua categoria. Diluirlo con diluente BSA all'1% in rapporto 1:300. Centrifugare l'anticorpo preparato a 4 °C, 2 000 × g per 10 minuti. Eseguire l'intero processo su ghiaccio o a bassa temperatura al buio.</li>
	<li>Sciacquare il vetrino con PBS, pulire delicatamente il liquido attorno al campione con carta da filtro, utilizzare una pompa di aspirazione per assorbire il liquido rimanente e aggiungere rapidamente l'anticorpo secondario preparato al campione. Copritelo e incubatelo a temperatura ambiente per 1 ora. Assicurati che tutti i processi siano condotti al buio.</li>
	<li>Eliminare l'anticorpo secondario, risciacquare con 1 tampone PBS e lavare 3 x 10 minuti. Assicurarsi che il PBS copra completamente il vetrino. Maneggiare delicatamente il campione per evitare di risciacquarlo.</li>
	<li>Versare 1x PBS, rimuovere il liquido in eccesso con carta da filtro, utilizzare una pompa di aspirazione per rimuovere il liquido rimanente e montare il campione con un mezzo di montaggio contenente DAPI. Posizionare il coperchio sulla piastra scorrevole e conservarlo in congelatore a 4°C, al riparo dalla luce con carta stagnola. Fare attenzione a non danneggiare il campione e creare bolle d'aria.</li>
	<li>Fotografare il campione colorato utilizzando un microscopio laser confocale o verticale a fluorescenza. Assicurarsi che l'imaging venga eseguito entro una settimana per evitare l'estinzione della fluorescenza.</li>
</ol>
6. Estrazione dell'mRNA corneale
<ol>
	<li>Eseguire una rapida lussazione cervicale sui topi dopo asfissia con CO2. Quindi, utilizza forbici e pinze per estrarre con cura i bulbi oculari, lavali 3x in 1x PBS e posiziona il bulbo oculare in una capsula di Petri contenente 1x PBS.</li>
	<li>Al microscopio, utilizzare forbici e pinze per tagliare il bulbo oculare dal polo posteriore del bulbo oculare per separare la lente. Pulisci la sclera e l'iride in eccesso, ma lascia la sclera bianca da 0,5 mm e l'intera cornea. Estrarre l'mRNA dai bulbi oculari del topo utilizzando un kit di estrazione dell'RNA secondo le istruzioni.</li>
</ol>
7. PCR a trascrizione inversa
<ol>
	<li>Prima di eseguire la trascrizione inversa, determinare la concentrazione di RNA con uno spettrofotometro UV.</li>
	<li>Assumere 1 mg di RNA in base alla concentrazione di RNA misurata. Eseguire la reazione di trascrizione inversa utilizzando un kit di trascrizione inversa.</li>
	<li>Dopo aver aggiunto i componenti della reazione, aggiungere la miscela in una provetta da centrifuga da 200 μl, mescolare agitando delicatamente, centrifugare a bassa velocità per evitare bolle d'aria e inserirla immediatamente in un normale termociclatore per la reazione.</li>
	<li>Analizza il cDNA del processo di trascrizione inversa direttamente mediante PCR in tempo reale o conservalo in un congelatore a -20 °C.</li>
</ol>
8. Reazioni PCR quantitative in tempo reale (qRT-PCR)
<ol>
	<li>Impostare un sistema di reazione da 10 μL secondo le istruzioni fornite con il kit PCR in tempo reale29: 3,6 μL di acqua trattata con DEPC, primer di senso 0,2 μM, primer antisenso 0,2 μM, 1 μL di cDNA, 5 μL di Mix. Vedere la Tabella 1 per i dettagli sui primer.</li>
	<li>A seconda del raggruppamento degli esperimenti, aggiungere il sistema di reazione a una piastra a 96 pozzetti o a una provetta a otto strisce dedicata alla qRT-PCR. Una volta configurato il sistema qRT-PCR, assicurarsi che la miscela sia ben miscelata e utilizzare una centrifuga da tavolo per una breve centrifugazione per rimuovere il liquido dalla parete della provetta. Controllare sempre la provetta per la presenza di bolle d'aria prima della qRT-PCR.</li>
	<li>Eseguire la reazione in triplice copia e calcolare il Ct medio (soglia del ciclo).</li>
</ol>

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<li>Mao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Downregulation+of+p38+mapk+signaling+pathway+ameliorates+tissue-engineered+corneal+epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+A%22%5BJournal%5D)">Downregulation of p38 mapk signaling pathway ameliorates tissue-engineered corneal epithelium.</a> Tissue Eng Part A. 28 (23-24), 977-989 (2022).</li>
<li>Mcnamara, N. A., Gallup, M., Porco, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+pax6+as+a+biomarker+to+detect+early+loss+of+ocular+phenotype+in+human+patients+with+sjogren%27s+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Establishing pax6 as a biomarker to detect early loss of ocular phenotype in human patients with sjogren's syndrome.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (11), 7079-7084 (2014).</li>
<li>Thacker, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Benzalkonium+chloride-induced+dry+eye+disease+animal+models%3A+Current+understanding+and+potential+for+translational+research%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Benzalkonium chloride-induced dry eye disease animal models: Current understanding and potential for translational research.</a> Indian J Ophthalmol. 71 (4), 1256-1262 (2023).</li>
<li>Singh, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developing+a+model+for+aqueous+deficient+dry+eye+secondary+to+periglandular+cicatrizing+conjunctivitis%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Developing a model for aqueous deficient dry eye secondary to periglandular cicatrizing conjunctivitis.</a> Exp Eye Res. 244, 109949(2024).</li>
<li>Singh, S., Sharma, S., Basu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rabbit+models+of+dry+eye+disease%3A+Current+understanding+and+unmet+needs+for+translational+research%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Rabbit models of dry eye disease: Current understanding and unmet needs for translational research.</a> Exp Eye Res. 206, 108538(2021).</li>
</ol>

Gli autori non hanno conflitti di interesse da rivelare.

Abbiamo stabilito con successo un modello murino di malattia dell'occhio secco da deficit acquoso asportando chirurgicamente sia l'ELG che l'ILG, con l'obiettivo di studiare i cambiamenti nella superficie oculare in condizioni di malattia dell'occhio secco da deficit acquoso. Abbiamo meticolosamente documentato le alterazioni morfologiche e fisiologiche osservate in questo modello murino di occhio secco derivanti dalla doppia escissione di ELG e ILG. Due settimane dopo la modellazione, abbiamo osservato e campionato il m...

L'occhio secco è diventata la malattia della superficie oculare più comune in tutto il mondo, con una stima dal 5% al 50% della popolazione che soffre della malattia1. La secchezza oculare e il disagio causati dall'occhio secco, se persistenti, possono portare a disturbi visivi e film lacrimali instabili, portando ulteriormente a danni alla superficie oculare2. Alcuni pazienti con occhio secco possono anche soffrire di dolore cronico2.
Secondo il consenso TFOS DEWS II 2017 sull'occhio secco, l'occhio secco è una condizione complessa che coinvolge molteplici fattori ed è caratterizzata dall'interruzione dell'equilibrio naturale del film lacrimale. Questa condizione è accompagnata da una serie di sintomi oculari, instabilità del film lacrimale, aumento dell'osmolarità delle lacrime, infiammazione e danni alla superficie oculare e dolore neuropatico, che sono cruciali per comprendere la progressione della malattia3. In questo ciclo di feedback, l'occhio secco può causare danni alle cellule epiteliali corneali, ridurre lo spessore stromale corneale e la densità delle cellule endoteliali, innescare l'attivazione e l'aggregazione delle cellule immunitarie sulla superficie corneale, ridurre la secrezione di mucina da parte delle cellule caliciformi e causare disfunzione immunitaria nella ghiandola lacrimale, esacerbando ulteriormente la condizione4,5,6,7,8,9,10. Il consenso delinea tre forme primarie di sindrome dell'occhio secco: occhio secco da deficit acquoso, occhio secco evaporativo e una combinazione di entrambi, nota come occhio secco misto3. La carenza acquosa dell'occhio secco è associata a cambiamenti strutturali e funzionali nelle ghiandole lacrimali11. Queste alterazioni includono l'atrofia acina, l'occlusione duttale che blocca il flusso delle lacrime, l'infiltrazione dei linfociti che indica una risposta immunitaria e una riduzione della secrezione di proteine essenziali per mantenere la salute e la stabilità del film lacrimale12,13.
La ghiandola lacrimale è una ghiandola esocrina tubulare responsabile della produzione di componenti dell'acqua nel film lacrimale13,14, tra cui acqua, elettroliti e proteine, e contribuisce al mantenimento della stabilità del microambiente della superficie oculare15,16. La salute e la chiarezza visiva dell'occhio dipendono dalla presenza del film lacrimale, che forma uno strato ottico critico sulla superficie della cornea, garantendo una lubrificazione regolare della cornea e della congiuntiva17. Il film lacrimale favorisce l'attività metabolica delle cellule della superficie oculare e agisce come un detergente, rimuovendo efficacemente le impurità e le potenziali sostanze irritanti dalla superficie oculare, mantenendo così l'equilibrio fisiologico e il comfort dell'occhio18,19.
Nei roditori, come ratti e topi, le ghiandole lacrimali sono costituite da due lobi: i lobi orbitali interni ed esterni. Il lobo orbitale esterno si trova sotto l'orecchio e la sua parte funzionale è collegata all'occhio da un condotto esteso. Questo dotto si impegna con il lobo della ghiandola lacrimale nell'orbita prima di raggiungere l'occhio ed è coinvolto nella produzione di lacrime20. Il lobo orbitale interno, noto anche come ghiandola lacrimale intraorbitale, si trova sotto la congiuntiva bulbare del canto esterno. L'ILG è più piccolo dell'ELG. La compromissione della funzione della ghiandola lacrimale può portare a carenza acquosa di occhio secco che, se non trattata, può progredire in ulcere corneali e perdita della vista21.
I modelli animali di secchezza oculare con deficit acquoso possono essere classificati in tre metodi di intervento: modelli di induzione chirurgica, modelli indotti da farmaci e modelli transgenici. Il modello di induzione chirurgica prevede la rimozione dell'ELG. Tuttavia, questo modello non è stabile a causa della presenza di ILG22. L'iniezione sistemica del bloccante del recettore colinergico scopolamina è comune nel modello indotto da farmaci23. Le applicazioni topiche di atropina24 e benzalconio chloride25 possono anche ridurre la mucina e la secrezione lacrimale. La concanavalina-A può essere iniettata localmente nelle ghiandole lacrimali del coniglio per causare adenite lacrimale immunitaria, stabilendo così un modello di carenza acquosa di occhio secco26. Inoltre, gli animali transgenici, come NOD, Aly/aly, NFS/sld, IQI/Jic, Id3 KO e altri ceppi di topi, possono imitare i sintomi e i fenotipi della sindrome di Sjögren primaria27 per replicare l'occhio secco da carenza acquosa.
In questo studio, il disegno sperimentale principale prevedeva una procedura chirurgica per rimuovere in modo indolore e preciso l'ELG e l'ILG del topo. Queste ghiandole lacrimali sono essenziali per mantenere l'umidità e la lubrificazione degli occhi; La loro rimozione si traduce in una significativa riduzione della secrezione lacrimale, imitando la carenza acquosa di occhio secco nei topi. Questo approccio consente l'osservazione e l'analisi del comportamento dei topi, delle risposte fisiologiche e dei cambiamenti del tessuto oculare nello stato di occhio secco, fornendo una base sperimentale chiave per studi di patologia e la valutazione delle opzioni di trattamento per la malattia dell'occhio secco.

<table><tbody><tr><td>Siringa da 10 ml</td><td>Zhejiang KDL Medical Devices Co., Ltd. Cina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>5-0 Ago da sutura</td><td>Suzhou 66 Vision Co., Ltd. Cina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Etanolo assoluto</td><td>Shanghai Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd., Cina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488, Donkey anti mouse IgG</td><td>Invitrogen</td><td>811493</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 594, Donkey anti rabbit IgG</td><td>Invitrogen</td><td>A21207</td><td></td></tr><tr><td>Anticorpo anti-cheratina 12 EPR17882</td><td>Abcam</td><td>ab185627</td><td></td></tr><tr><td>Anticorpo anti-PAX6</td><td>Abcam</td><td>ab5790</td><td></td></tr><tr><td>Autoclave</td><td>Hirayama. Giappone</td><td></td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6 mouse</td><td>Shanghai Slack Laboratory Animal Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Centrifuga a temperatura ambiente</td><td>Eppendorf. Germania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ddH2O</td><td>Shanghai Bioengineering Co., Ltd. Cina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bilance elettroniche</td><td>Shanghai Auhaus Biotech Co., Ltd. Cina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sistema di micrografia a contrasto di fase invertito a fluorescenza</td><td>TE-2000U, Nikon. Giappone</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Congelare la cassetta</td><td>Jiangsu Shitai Experimental Equipment Co., Ltd. Cina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Congelare la lama per affettare</td><td>Xiamen Taijing Biotechnology Co., Ltd. Cina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>H-1200 con mezzo di montaggio DAPI</td><td>Xiamen Juin Biotechnology Co., Ltd. Cina</td><td></td><td>supporto di montaggio contenente DAPI</td></tr><tr><td>H-5000 Tablet Mountant</td><td>Vector. USA</td><td></td><td>mezzo di montaggio</td></tr><tr><td>HCl</td><td>Shanghai Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd., Cina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kit di colorazione ematossilina-eosina</td><td>Auragene. USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Iodio</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ki-67 anticorpo</td><td>Abcam</td><td>ab16667</td><td></td></tr><tr><td>azoto liquido</td><td>Xiamen Yidong Gas Co., Ltd. Cina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscopico portaago</td><td>Suzhou 66 Vision Co., Ltd. Cina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscopico pinza dentata</td><td>Suzhou 66 Vision Co., Ltd. Cina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>microscopica pinze senza denti</td><td>Suzhou 66 Vision Co., Ltd. Cina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Modello 3050 affettatrice congelata</td><td>Leica, Deerfield, IL. USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>OCT Shanghai</td><td>Maokang Biotechnology Co., Ltd. Cina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ofloxacina unguento</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Strisce reattive oftalmiche per fluoresceina di sodio</td><td>Tianjin Jingming New Technology Development Co., Ltd. Cina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldeide in polvere</td><td>Sigma. USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>fenolo rosso filo</td><td></td><td></td><td></td>di cotone</tr><tr><td>sterilizzatore sterilizzatore rapido sterilizzatore</td><td>Suzhou 66 Vision Co., Ltd. Cina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>proteina umana ricombinante SPRR1b</td><td>Abcam</td><td>ab167925</td><td></td></tr><tr><td>Centrifuga refrigerata da tavolo</td><td>Eppendorf. Germania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Portavetrini</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lampada a fessura</td><td>Topcon. Giappone</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scatola di campioni</td><td>Lambolide (Fuzhou) Biotechnology Co., Ltd. Cina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tert-Amyl alcohol</td><td>Shanghai. Macklin Biochemical, Cina</td><td>A800283</td><td>500 ml di</td></tr><tr><td>tribromoetanolo</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma. Congelatore a</td> bassissima temperatura USA <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Thermo Fisher Scientific. USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micrografo a fluorescenza verticale</td><td>Leica DM2500. USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sistema di biomicrografia normale verticale</td><td>Eclipse 50i, Nikon. Giappone</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xilene</td><td>Shanghai Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd., Cina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zeiss Microscopio Chirurgico</td><td>VISU150, Carl ZEISS. Germania</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

istituzione di un modello murino di carenza acquosa di occhio secco

Establishment of A Mouse Model of Aqueous Deficiency Dry Eye

La malattia dell'occhio secco è una condizione prevalente che colpisce il 5%-50% della popolazione globale. Le indagini sui modelli animali svolgono un ruolo cruciale nella comprensione dei suoi meccanismi sottostanti. Pertanto, abbiamo sviluppato un modello murino di malattia dell'occhio secco rimuovendo chirurgicamente sia le ghiandole lacrimali extraorbitali (ELG) che le ghiandole lacrimali intraorbitali (ILG) per studiare la patologia della superficie oculare nel contesto del deficit acquoso dell'occhio secco. Due settimane dopo l'operazione, i topi hanno mostrato gravi manifestazioni di secchezza oculare, tra cui ridotta secrezione lacrimale, irregolarità epiteliali corneali, colorazione positiva con fluoresceina sodica e neovascolarizzazione. L'esame istologico mediante colorazione con ematossilina ed eosina ha rivelato infiltrazione di cellule infiammatorie e displasia dell'epitelio corneale. La colorazione in immunofluorescenza e la reazione quantitativa a catena della polimerasi a trascrizione inversa hanno rivelato una diminuzione dell'espressione dei biomarcatori epiteliali corneali normali K12 e Pax6 e un aumento dell'espressione di Sprr1b nell'epitelio corneale. Queste manifestazioni oculari indicavano un'anormale differenziazione epiteliale corneale. Inoltre, la colorazione in immunofluorescenza di Ki67 ha rivelato l'aumento della proliferazione cellulare. In conclusione, il modello di escissione ELG più ILG si è dimostrato adatto per studiare i cambiamenti nella superficie oculare e chiarire i meccanismi alla base del deficit acquoso dell'occhio secco.

Per studiare gli effetti e i meccanismi sottostanti della secchezza oculare da carenza lacrimale sulla superficie oculare, abbiamo sviluppato un modello murino di secchezza oculare da carenza lacrimale mediante rimozione chirurgica sia della ghiandola esocrina lacrimale (ELG) che della ghiandola lacrimale intraorbitale (ILG) (Figura 1A). Dopo un periodo di 2 settimane successivo alla resezione delle ghiandole lacrimali, la secrezione lacrimale nei topi con occhio secco (dopo l'asportazione d...

Qui, presentiamo un metodo per stabilire un modello murino di occhio secco con carenza acquosa asportando le ghiandole lacrimali extraorbitali e infraorbitali e valutare i cambiamenti nella superficie oculare nell'occhio secco con deficit acquoso.

Istituzione di un modello murino di carenza acquosa di occhio secco

Dry eye disease is a prevalent condition affecting 5%-50% of the global population. Animal model investigations play a crucial role in understanding its ...

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Questo video dimostra una tecnica per indurre la malattia autoimmune autoimmune cronica dell'occhio secco nei ratti. Dopo l'iniezione di un'emulsione antigene-adiuvante contenente autoantigeni e antigeni estranei in un ratto a intervalli predefiniti, l'infiammazione oculare cronica viene indotta nel ratto immunizzato iniettando gli stessi antigeni nei tessuti della superficie oculare.

Una tecnica per indurre l'occhio secco autoimmune sperimentale cronico nei ratti

Senza usare l'anestesia, iniettare per via sottocutanea l'emulsione alla base delle code di topo. Quindi, il giorno 14 in modo simile, iniettare 200 microlitri dello stesso antigene e l'adiuvante di Freund incompleto. Lo stesso giorno, iniettare per via intraperitoneale 300 nanogrammi di tossina della pertosse in 100 microlitri di PBS.

Questo video dimostra un metodo per valutare la levigatezza corneale e la stabilità del film lacrimale in un modello di ratto autoimmune. Evidenzia l'impatto della disfunzione ghiandolare sulla stabilità del film lacrimale, fondamentale per comprendere la malattia dell'occhio secco.

Valutazione della cornea e della levigatezza lacrimale in un modello di ratto autoimmune con occhio secco

Questo rapporto descrive un metodo per indurre l'occhio asciutto autoimmune cronico in Lewis ratti attraverso l'immunizzazione con un'emulsione di estratto di ghiandola lacrimale, ovalbumina e completo adiuvante di Freund, seguita dall'iniezione di estratto di ghiandola lacrimale e di ovalbumina nella subconjunctiva e nella ghiandola lacrimale fornicea Sei settimane dopo.

Un modello di ratto di occhi seccari autoimmuni cronici con un aumento delle cellule T di memoria di Effector in tessuto Eyeball

Questo articolo descrive lo sviluppo di un metodo per indurre la malattia dell'occhio secco acuta o cronica nei conigli iniettando il concavenavalin A a tutte le porzioni del sistema di ghiandola lacrimale orbitale. Questo metodo, superiore a quelli già segnalati, genera un modello riproducibile e stabile di occhio secco adatto allo studio degli agenti farmacologici.

Un modello di coniglio di malattia dell'occhio secco acquosa-decisa indotta da Concanavalin Un'iniezione nelle ghiandole lacrimali: applicazione agli studi sull'efficacia dei farmaci

Viene presentato un nuovo approccio per indurre la malattia cronica dell'occhio secco nei conigli rimuovendo chirurgicamente tutte le ghiandole lacrimali orbitali. Questo metodo, distinto da quelli precedentemente riportati, produce un modello stabile e riproducibile di un occhio secco carente acquoso adatto allo studio della fisiologia lacrimale e della fifisiologia e terapia oculare.

Istituzione di un modello di occhio secco severo utilizzando la dacrigofectomia completa nei conigli

Qui, stabiliamo un modello di ratto di disfunzione della ghiandola lacrimale per fornire una base per lo studio dell'occhio secco con deficit acquoso.

Un modello di occhio secco di ratto con disfunzione della ghiandola lacrimale indotta dalla scopolamina

La cornea è unico in quanto manca di tessuti vascolari. Tuttavia, una robusta crescita dei vasi sanguigni e la sopravvivenza può essere indotta nella cornea da potenti fattori angiogenici. Pertanto, la cornea in grado di fornire con noi uno strumento prezioso per gli studi angiogenico. Questo protocollo illustra come eseguire il modello murino di test cornea tasca e come valutare l'angiogenesi indotta da fattori angiogenici utilizzando questo modello.

Un modello murino del saggio Cornea Pocket Study Angiogenesi

La capacità di modellare le infezioni del tratto urinario (UTI) è fondamentale per essere in grado di comprendere la patogenesi batterica e generare lo sviluppo di nuove terapie. L'obiettivo di questo lavoro è dimostrare modelli murini di UTI sperimentali e UTI associate a catetere che ricapitolano e predicono i risultati osservati negli esseri umani.

Istituzione e caratterizzazione di UTI e CAUTI in un modello murino

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Istituzione di un modello murino di carenza acquosa di occhio secco

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