Name: Imaging dal vivo a lungo termine dello sviluppo della zampa pupale di Drosophila dopo la rimozione del pupario (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-01-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 20 s
Description: Scopri l'imaging a lungo termine dello sviluppo della zampa di Drosophila melanogaster durante lo stadio pupale. Questo metodo rimuove il pupario mantenendo l'umidità per osservare le dinamiche cellulari e la formazione della struttura simile al Partenone.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

<meta charset="utf8"></head><body>Imaging dal vivo esteso della morfogenesi della zampa pupale di Drosophila senza pupario

<ol><li>Koto, A., Kuranaga, E., Miura, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporal+regulation+of+Drosophila+IAP1+determines+caspase+functions+in+sensory+organ+development%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Temporal regulation of Drosophila IAP1 determines caspase functions in sensory organ development.</a> J Cell Biol. 187 (2), 219-231 (2009).</li>
<li>Ninov, N., Martín-Blanco, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+imaging+of+epidermal+morphogenesis+during+the+development+of+the+adult+abdominal+epidermis+of+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Live imaging of epidermal morphogenesis during the development of the adult abdominal epidermis of Drosophila.</a> Nat Protoc. 2 (12), 3074-3080 (2007).</li>
<li>Chiba, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activatable+photosensitizer+for+targeted+ablation+of+lacZ-positive+cells+with+single-cell+resolution%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Cent+Sci%22%5BJournal%5D)">Activatable photosensitizer for targeted ablation of lacZ-positive cells with single-cell resolution.</a> ACS Cent Sci. 5 (11), 1676-1681 (2019).</li>
<li>Umetsu, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+increases+in+mechanical+tension+shape+compartment+boundaries+by+biasing+cell+intercalations%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Local increases in mechanical tension shape compartment boundaries by biasing cell intercalations.</a> Curr Biol. 24 (16), 1798-1805 (2014).</li>
<li>Tran, N. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Programmed+disassembly+of+a+microtubule-based+membrane+protrusion+network+coordinates+3D+epithelial+morphogenesis+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">Programmed disassembly of a microtubule-based membrane protrusion network coordinates 3D epithelial morphogenesis in Drosophila.</a> EMBO J. 43 (6), 568-594 (2024).</li>
<li>Hellerman, M. B., Choe, R. H., Johnson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live-imaging+of+the+Drosophila+pupal+eye%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Live-imaging of the Drosophila pupal eye.</a> J Vis Exp. (95), e52120(2015).</li>
<li>O'Connor, J. T., Shannon, E. K., Hutson, M. S., Page-McCaw, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mounting+Drosophila+pupae+for+laser+ablation+and+live+imaging+of+the+dorsal+thorax%5BTitle%5D)+AND+%22STAR+Protoc%22%5BJournal%5D)">Mounting Drosophila pupae for laser ablation and live imaging of the dorsal thorax.</a> STAR Protoc. 3 (2), 101396(2022).</li>
<li>Ziserman, D., Roegiers, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live-cell+imaging+of+sensory+organ+precursor+cells+in+intact+Drosophila+pupae%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Live-cell imaging of sensory organ precursor cells in intact Drosophila pupae.</a> J Vis Exp. (51), e2706(2011).</li>
<li>Tögel, M., Pass, G., Paululat, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+Drosophila+wing+heart+development+during+pupal+stages%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of Drosophila wing heart development during pupal stages.</a> Int J Dev Biol. 57 (1-2), 13-24 (2013).</li>
<li>Weavers, H., Franz, A., Wood, W., Martin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+in+vivo+tracking+of+inflammatory+cell+dynamics+within+Drosophila+pupae%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Long-term in vivo tracking of inflammatory cell dynamics within Drosophila pupae.</a> J Vis Exp. (136), e57871(2018).</li>
<li>Kojima, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+mechanism+of+the+tarsus+in+insect+legs%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Insect+Sci%22%5BJournal%5D)">Developmental mechanism of the tarsus in insect legs.</a> Curr Opin Insect Sci. 19, 36-42 (2017).</li>
<li>Mirth, C., Akam, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Joint+development+in+the+Drosophila+leg%3A+Cell+movements+and+cell+populations%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Joint development in the Drosophila leg: Cell movements and cell populations.</a> Dev Biol. 246 (2), 391-406 (2002).</li>
<li>Mirth, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ecdysteroid+control+of+metamorphosis+in+the+differentiating+adult+leg+structures+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Ecdysteroid control of metamorphosis in the differentiating adult leg structures of Drosophila melanogaster.</a> Dev Biol. 278 (1), 163-174 (2005).</li>
<li>Tajiri, R., Misaki, K., Yonemura, S., Hayashi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+shape+changes+of+ECM-producing+cells+drive+morphogenesis+of+ball-and-socket+joints+in+the+fly+leg%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Dynamic shape changes of ECM-producing cells drive morphogenesis of ball-and-socket joints in the fly leg.</a> Development. 137 (12), 2055-2063 (2010).</li>
<li>Hiraiwa, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unveiling+the+cell+dynamics+during+the+final+shape+formation+of+the+tarsus+in+Drosophila+adult+leg+by+live+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Genes+Evol%22%5BJournal%5D)">Unveiling the cell dynamics during the final shape formation of the tarsus in Drosophila adult leg by live imaging.</a> Dev Genes Evol. , (2024).</li>
<li>ImageJ plugin page. , Signaling RIKEN. Available at: 
 <a target="_blank" href="https://signaling.riken.jp/en/en-tools/imagej/629/">https://signaling.riken.jp/en/en-tools/imagej/629/</a> (2024).</li>
<li>Pandey, R., Heidmann, S., Lehner, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epithelial+re-organization+and+dynamics+of+progression+through+mitosis+in+Drosophila+separase+complex+mutants%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Epithelial re-organization and dynamics of progression through mitosis in Drosophila separase complex mutants.</a> J Cell Sci. 118 (4), 733-742 (2005).</li>
<li>Kiehart, D. P., Galbraith, C. G., Edwards, K. A., Rickoll, W. L., Montague, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+forces+contribute+to+cell+sheet+morphogenesis+for+dorsal+closure+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Multiple forces contribute to cell sheet morphogenesis for dorsal closure in Drosophila.</a> J Cell Biol. 149 (2), 471-490 (2000).</li>
<li>Ashburner, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAshburner%2C+M+%22Drosophila%3A+A+Laboratory+Handbook%22">Drosophila: A Laboratory Handbook</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. (1989).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Piatto base 35 mm/vetro</td><td>IWAKI</td><td>3911-035</td><td></td></tr><tr><td>Salviette per la pulizia</td><td>NIPPON PAPER CRECIA</td><td>S-200</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #3c Pinza</td><td>Fine Science Tools</td><td>11231-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5SF</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-00</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf Research plus 2-20 &; L</td>. <td>Eppendorf</td><td>3123000098</td><td></td></tr><tr><td>Ceppo di mosca: His2Av-mRFP, sGMCA</td><td>Bloomington Drosophila Stock Center</td><td>59023</td><td></td></tr><tr><td>FV3000</td><td>EVIDENT</td><td></td><td>Microscopio confocale invertito</td></tr><tr><td>FV31S-SW</td><td>SOFTWARE EVIDENT</td><td></td><td>per FV3000</td></tr><tr><td>G40L</td><td>Shin-Etsu Grasso siliconico</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro Cover Glass 18 x 18 mm 0,13-0,17 mm</td><td>MATSUNAMI</td><td>C018181</td><td></td></tr><tr><td>Micro Vetrino 76 x 26 mm 0,9-1,2 mm</td><td>MATSUNAMI</td><td>S7213</td><td></td></tr><tr><td>NEO-SABLE Misura 0 rotondo, fine</td><td>Pentel</td><td>XZBNR-0</td><td>pennello</td></tr><tr><td>SIL300CS-30CC</td><td>EVIDENT</td><td></td><td>olio siliconico</td></tr><tr><td>Sistema stereomicroscopio SZX7</td><td>EVIDENT</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Terumo siringa 50 mL</td><td>Terumo</td><td>SS-50ESZ</td><td></td></tr><tr><td>Nastro biadesivo trasparente</td><td>Scotch&nbsp;</td><td>665-1-12</td><td>Poiché lo strato interno ha un'adesione più forte dello strato esterno, lo strato interno dovrebbe essere utilizzato per fissare le pupe.</td></tr><tr><td>UPLSAPO10x</td><td>EVIDENT</td><td></td><td></td></tr><tr><td>UPLSAPO40XS</td><td>EVIDENT</td><td></td><td>lente ad immersione in silicone</td></tr><tr><td>Vannas Forbici a molla - 2,5 mm Cutting Edge</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-08</td><td>opzionale</td></tr></tbody></table>

imaging dal vivo a lungo termine dello sviluppo della zampa pupale di drosophila dopo la rimozione del pupario

Long-Term Live Imaging of Drosophila Pupal Leg Development After Puparium Removal

Qui viene descritto un esempio di imaging dal vivo 44 ore della zampa adulta di Drosophila in via di sviluppo allo stadio pupale. I moscerini che esprimono His2Av-mRFP17 (nuclei marcatori) e sGMCA18 (proteina legante l'actina Moesina marcata con GFP, actina marcante) sono stati raccolti allo stadio di pupa bianca e incubati per 15 ore a 25 °C. Il pupario è stato rimosso e montato secondo il protocollo (Figura 2). Le immagini Z stack del tarso e del pretarso, vicino alla punta della zampa, sono state ottenute con successo ogni 15 minuti da 16 h a 60 h APF a temperatura ambiente (non rigorosa, ma vicina a 25 °C). La prima metà della serie di immagini è mostrata nella Figura 3, la seconda metà nella Figura 4 e il filmato dell'intera immagine nel Filmato 1. Mentre il tessuto delle gambe si restringeva rapidamente, le cellule epiteliali formavano transitoriamente una struttura intrigante, la struttura simile al Partenone, caratterizzata dalle sue proiezioni apicobasali e dalle connessioni basali (Figura 3). La riduzione dello spessore epiteliale è stata osservata anche dopo che il contorno era quasi completato (Figura 4). L'intero processo è illustrato nella Figura 1.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67597/67597fig1.jpg"> 
Figura 1: La panoramica della formazione della forma finale del tarso adulto di Drosophila durante lo stadio pupale. L'intero processo è stato suddiviso in cinque fasi basate sui cambiamenti morfologici a livello tissutale e cellulare osservati negli esperimenti di imaging dal vivo a lungo termine. Sul lato sinistro vengono mostrate foto rappresentative o immagini renderizzate in superficie (segnale sGMCA) corrispondenti a diversi punti temporali. Brevi descrizioni degli eventi di ogni tappa sono scritte sul lato destro. Questa cifra è stata modificata da Hiraiwa et al.15. Vedere anche Filmato 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/67597fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67597/67597fig2.jpg"> 
Figura 2: Rimozione del pupario e montaggio per l'imaging dal vivo. (A) Una pupa bianca raccolta in un piatto. (B) La pupa è apparsa in (A) dopo un'incubazione di 15 ore a 25 °C. La regione colorata di ciano indica l'opercolo. (C) Una fotografia che mostra una pupa attaccata a un pezzo di nastro biadesivo. (D-J) Serie di immagini che mostrano la procedura di rimozione del pupario. (D) L'opercolo viene sollevato con una pinza. (E) L'opercolo viene rimosso. (F) Una punta di pinza viene inserita tra la cuticola pupale e il pupario. (G) Il pupario è parzialmente aperto. (H) Viene inserita nuovamente la punta di una pinza. (I) Il pupario si aprì, lasciando solo una piccola parte dell'estremità posteriore. (J) La pupa viene sollevata con un pennello. (K) Un esempio di perdita di liquido corporeo della pupa. Il liquido che fuoriesce dalla ferita colpita dalla punta di una pinza è indicato da una punta di freccia. (L-N) Immagini e illustrazioni che mostrano il montaggio della montatura. (L) Un'immagine vista dall'alto che mostra pupe posizionate e acqua distillata sul fondo di un piatto con fondo di vetro. (M) La parabola dopo il completamento dell'assemblaggio della montatura. Il grasso siliconico è stato messo lungo il bordo intorno alla parte di vetro e un vetrino coprioggetti è stato posizionato sul grasso per sigillarlo. (N) Disegno schematico del gruppo di montaggio della pupa di Drosophila per l'imaging dal vivo a lungo termine. (O) Una pupa montata si sviluppò quasi adulta. (P) Una pupa montata che si chiude. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/67597fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67597/67597fig3.jpg"> 
Figura 3: Cambiamenti dinamici di forma nelle cellule epiteliali tarsali in 16-27,5 ore APF. (A) Un'illustrazione della pupa vista dal lato ventrale. Il rettangolo tratteggiato corrisponde alla regione osservata in (B-E). L1: prima gamba, L2: seconda gamba, L3: terza gamba. (B,C,D,E) Immagini dal vivo della parte distale del tarso nella mosca che esprime sGMCA (verde) e His2Av-mRFP (magenta). Il tessuto si restringe rapidamente e la rientranza delle regioni articolari progredisce. (B',C',D',E') Ingrandimento delle regioni circondate dalle linee tratteggiate in (B,C,D,E), rispettivamente. La freccia e la punta della freccia in (C') mostrano rispettivamente un esempio di proiezioni apicobasali e la posizione delle connessioni basali. La struttura simile al Partenone inizia a formarsi in (B'), si forma completamente in (C'), inizia a scomparire in (D') e diventa difficile da vedere in (E'). La parte distale è a destra e quella dorsale verso l'alto in tutte le figure. Le fasi sono mostrate negli angoli in basso a destra in (B,C,D,E). Barre di scala: B,C,D,E: 50 μm; B',C',D',E': 10 μm. Questa cifra è stata modificata da Hiraiwa et al.15. Vedere anche Filmato 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/67597fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67597/67597fig4.jpg"> 
Figura 4: Cambiamenti di forma nello strato di cellule epiteliali tarsali in 41-60 ore APF. (A,B,C,D) Immagini fisse dallo stesso set di dati sequenziali di imaging dal vivo della Figura 3. I rettangoli tratteggiati in (A,B,C,D) vengono ingranditi rispettivamente in (A',B',C',D'). Entro circa 48 ore di APF (A-B'), la formazione della forma esterna, come l'allungamento di setole, artigli e pulvilli, è quasi completa. La parte inferiore dell'articolazione invaginata si è mossa prossimalmente e quindi la formazione della struttura sferica è progredita dopo circa 54 ore di APF. La differenza morfologica tra l'epitelio dorsale e quello ventrale divenne evidente (doppie frecce e doppie frecce aperte in B',C',D'). Dopo 54 ore di APF (C-D'), lo strato epiteliale ha diminuito il suo spessore senza modificare quasi mai il contorno dei segmenti. La dorsale è in alto e distale a destra in tutte le figure. Barre scala: A,B,C,D: 50 μm; A',B',C',D': 20 μm.Questa cifra è stata citata da Hiraiwa et al.15. Vedere anche Filmato 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/67597fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67597/67597fig5.jpg"> 
Figura 5: Un esempio di osservazione delle gambe utilizzando la funzione Z luminosa. (A,B) Immagini della regione, della profondità e dello stadio corrispondenti della terza gamba della mosca che esprime sGMCA (verde) e His2Av-mRFP (magenta), con (B) o senza (A) utilizzando la funzione Z luminosa. (A) Un piano XY a 59,1 μm di profondità estratto dall'osservazione della regione tarsale nel terzo segmento a 16 ore di APF acquisito senza utilizzare la funzione Bright Z. (A') La vista in sezione trasversale corrisponde alla linea verticale gialla in (A). La linea verticale in (A') indica il piano focale di (A). (B) Un piano XY a 61,6 μm di profondità estratto dall'osservazione della regione tarsale nel terzo segmento a 16 h APF acquisito utilizzando la funzione Bright Z. Sono state regolate sia la tensione PMT che la potenza del laser. La visibilità dell'immagine è migliorata rispetto a (A). (B') La vista in sezione corrisponde alla linea verticale gialla in (B). La linea verticale gialla in (B') indica il piano focale di (B). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/67597fig5large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
File supplementare 1: Un esempio dell'impostazione del microscopio confocale per l'imaging dal vivo della regione tarsale della gamba da 15-30 h APF. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/67597_Supplementary%20File%201.docx" target="_blank">Clicca qui per scaricare questo file.</a>
Filmato 1: Imaging dal vivo a lungo termine della parte distale del tarso per 44 ore. Sono stati utilizzati il moscerino che esprime sGMCA (verde) e His2Av-mRFP (magenta). Il piano XY più rappresentativo è stato estratto dallo stesso set di dati della Figura 3 e della Figura 4. Le punte di freccia indicano esempi di future regioni congiunte. Le cellule che si muovono rapidamente nel tessuto sono cellule simili ai macrofagi. Il segnale simile a una corda che si estende lungo i segmenti tarsali è una parte del setto. Il timestamp mostra hh: mm. Distale è a destra e dorsale verso l'alto. Questo film è stato adattato da Hiraiwa et al.15<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/Movie%201.mp4" target="_blank">Clicca qui per scaricare questo file.</a>

Imaging dal vivo a lungo termine dello sviluppo della zampa pupale di Drosophila dopo la rimozione del pupario

Over the past decades, significant progress has been made in understanding the mechanisms of cell fate determination. However, the process by which ...

long-term-live-imaging-drosophila-pupal-leg-development-after

Research

Ricerca

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia dello sviluppo

Mesoscopici fluorescenza tomografia opera oltre i limiti di penetrazione del tessuto-sezionamento microscopia a fluorescenza. La tecnica è basata su multi-proiezione di illuminazione e una descrizione di trasporto fotone. Abbiamo dimostrato in vivo di tutto il corpo visualizzazione 3D della morfogenesi della GFP che esprimono ala dischi immaginale...

Mesoscopici fluorescenza per Tomografia In-vivo Imaging di sviluppo Drosophila</em

In questo video, si descrive un metodo per l'imaging cellulare dal vivo di dividere asimmetricamente sensoriale cellule progenitrici organo e cellule epidermiche in...

Live-cellula Imaging di cellule sensoriali Precursore in Organo intatto Drosophila Pupae

Source: Hellerman, M. B., et al. Imaging dal vivo dell'occhio  della pupa  di Drosophila. J. Vis. Exp. (2015)Il video dimostra una tecnica di imaging dal vivo per studiare il pattern oculare in una pupa di Drosophila melanogaster. I marcatori marcati con proteina fluorescente verde (GFP) consentono la visualizzazione dell'organizzazione e della differenziazione cellulare durante la formazione della struttura dell'occhio in via di sviluppo.

Imaging dal vivo dell'occhio pupale di Drosophila mediante microscopia a fluorescenza

Questo documento dimostra l'uso di una scansione rapida microscopio confocale a comportamenti cella di immagine direttamente attraverso il puparium. Lasciando il bozzolo intatto, questo metodo permette l'osservazione e la misurazione dei processi cellulari dinamiche in una fase di sviluppo Drosophila che è difficile da studiare direttamente.

Imaging attraverso il caso pupa di<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Questo protocollo presenta un metodo efficiente per l'imaging del neuroepitelio dell'occhio pupale di Drosophila. Questo metodo compensa il movimento dei tessuti e la topologia irregolare, migliora la visualizzazione dei confini cellulari attraverso l'uso di più proteine di giunzione marcate con GFP e utilizza un impianto di imaging facilmente assemblabile.

Live-imaging del Drosophila Pupa Eye

Questo protocollo descrive un metodo dettagliato per il lungo termine coltura ex vivo e in vivo imaging di un disco immaginale Drosophila. Dimostra la differenziazione dei fotorecettori e la rotazione ommatidial entro il periodo di 10 h di immagini dal vivo del disco occhio. Il protocollo è semplice e non richiede l'installazione costosa.

A lungo termine Imaging in diretta di<em&gt; Drosophila</em&gt; Disco Eye

Qui, presentiamo un metodo facile da usare e versatile per eseguire dal vivo imaging dei processi di sviluppo nella morfogenesi generale e muscolo-tendinee in particolare nella vita della drosofila pupe.

In Vivo Formazione immagine del muscolo-tendine morfogenesi in Drosophila pupe

Qui presentiamo un protocollo per la riparazione della ferita di vivere-imaging e la risposta infiammatoria associata al alta risoluzione spazio-temporale in vivo. Questo metodo utilizza la fase pupal dello sviluppo della drosofila per consentire a lungo termine di imaging e di monitoraggio delle popolazioni di cellule specifiche nel tempo ed è compatibile con inattivazione del gene di RNAi-mediata efficiente.

Monitoraggio a lungo termine In Vivo della cellula infiammatoria dinamica all'interno della drosofila pupe

Questo protocollo è progettato per l'imaging e l'analisi delle dinamiche dell'orientamento cellulare e della crescita dei tessuti nell'epitelio addominale della Drosophila mentre la mosca della frutta subisce la metamorfosi. La metodologia qui descritta può essere applicata allo studio di diverse fasi di sviluppo, tessuti e strutture subcellulari nella Drosophila o in altri organismi modello.

Imaging e analisi dell'orientamento dei tessuti e delle dinamiche di crescita nell'epiteliale della Drosophila in via di sviluppo durante le fasi pupali

Questo protocollo descrive un metodo per montare larve di Drosophila per ottenere più di 10 h di immagini ininterrotte intime in animali vivi intatti. Questo metodo può essere utilizzato per immaginare molti processi biologici vicino alla parete del corpo larvale.

LarvaSPA, un metodo per montare la larva della Drosophila per l'imaging time-Lapse a lungo termine

Qui, forniamo un protocollo dettagliato per eseguire l'imaging dal vivo della divisione asimmetrica delle cellule staminali germinali (GSC) nella nicchia ovarica di Drosophila. Utilizziamo una linea transgenica che esprime ubiquitariamente una fusione di proteina fluorescente verde (GFP) della proteina spettrosoma Par-1.

Imaging dal vivo esteso di nicchie di cellule staminali germinali femmina di Drosophila melanogaster

Scopri l'imaging a lungo termine dello sviluppo della zampa di Drosophila melanogaster durante lo stadio pupale. Questo metodo rimuove il pupario mantenendo l'umidità per osservare le dinamiche cellulari e la formazione della struttura simile al Partenone.

Imaging dal vivo a lungo termine dello sviluppo della zampa pupale di Drosophila dopo la rimozione del pupario

Esplora altri video