Name: Preparazione di piastrine umane lavate per studi quantitativi sul flusso metabolico (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-01-10T14:55:00.000+00:00
Duration: 7 min 6 s
Description: Impara a preparare piastrine umane lavate per studi quantitativi sul flusso metabolico. Questo protocollo consente l'isolamento affidabile di metaboliti intracellulari per analisi metaboliche su campioni di sangue umano.

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Lo studio ha ricevuto l'approvazione dell'Institutional Review Board dall'Università del Colorado Anschutz Medical Campus. Il consenso scritto è stato ottenuto da tutti i partecipanti allo studio. I partecipanti hanno riferito di non aver consumato alcol nelle precedenti 48 ore o farmaci antinfiammatori non steroidei (FANS) nei dieci giorni precedenti. Questo progetto è supportato dal National Heart, Lung, and Blood Institute del National Institutes of Health con il numero di premio R61HL141794.
1. Raccolta del sangue
<ol>
	<li>Predisposizione per il prelievo di sangue. Si raccomanda che la raccolta del sangue venga effettuata da un flebotomo qualificato.</li>
	<li>Eseguire la venipuntura sull'interno del braccio utilizzando un ago da 19 G.</li>
	<li>Raccogliere i primi ~2 mL in un vacutainer privo di additivi e smaltire. Questo serve a rimuovere le molecole di segnalazione chimica dalle cellule endoteliali danneggiate che possono attivare le piastrine. Dopo aver raccolto i 2 ml iniziali, rimuovere il laccio emostatico per ridurre lo sforzo di taglio sulle piastrine.</li>
	<li>Raccogliere il resto del sangue nei vacutainer antiocoagulanti citrato destrosio (ACD-A) in un rapporto di 14:3 (sangue:ACD-A). Capovolgere delicatamente ogni vacutainer dopo il prelievo di sangue per mescolare sangue e anticoagulante.</li>
</ol>
2. Lavaggio delle piastrine
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67639/67639fig01.jpg"> 
Figura 1: Fasi successive di centrifugazione e risospensione coinvolte nel lavaggio piastrinico. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67639/67639fig01large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
NOTA: Evitare la generazione di bolle d'aria. Utilizzare pipette di trasferimento per rimuovere le bolle quando si formano, soprattutto prima della centrifugazione. Ogni volta che le provette di sangue/piastrine vengono aperte/chiuse, si consiglia di respirare nella provetta prima di chiudere il tappo per aumentare il livello di CO2 .
<ol>
	<li>Preriscaldare la centrifuga a 37 °C per ridurre gli effetti della temperatura. Tra una fase di centrifugazione e l'altra del protocollo, mantenere la centrifuga a 37 °C.</li>
	<li>Preriscaldare il bagnomaria a 37 °C. Mettere il tampone di Tyrode modificato con il glucosio nel bagnomaria. NOTA: la ricetta del buffer modificata di Tyrode può essere trovata nel File supplementare 1.</li>
	<li>Combinare il sangue intero raccolto da tutti i vacutainer in provette coniche in polipropilene da 50 mL. Utilizzando una punta di pipetta con taglio smussato, tagliata con un angolo di 45°, prelevare il volume del campione appropriato per eseguire una conta delle cellule (vedere Conteggio delle cellule).</li>
	<li>Rimuovere eventuali bolle generate dall'aspirazione accurata con una pipetta di trasferimento a foro stretto.</li>
	<li>Lasciare riposare il sangue a bagnomaria per 25 minuti a 37 °C Ciò consente alle piastrine in uno stato attivato in modo reversibile (dall'essere rimosse dal corpo, trasferite da un tubo all'altro, ecc.) di tornare a uno stato di riposo.</li>
	<li>Per prevenire l'attivazione durante la centrifugazione, aggiungere 500 nM di prostaglandina I2 (PGI2) e 0,02 U/mL di apirasi al sangue intero e mescolare delicatamente capovolgendo una volta.  Rimuovere eventuali bolle generate utilizzando una pipetta di trasferimento a foro stretto. NOTA: Le istruzioni per la corretta ricetta di PGI2 e apirasi possono essere trovate nel File supplementare 1.</li>
	<li>Centrifugare il sangue intero per ottenere plasma ricco di piastrine (PRP) (15 minuti a 250 x g per 42 ml di sangue intero) senza freni (37 °C).</li>
	<li>Raccogliere delicatamente il PRP (strato giallo superiore sopra il buffy coat e lo strato di sangue rosso) in una nuova provetta conica da 50 mL utilizzando una pipetta di trasferimento a foro largo.</li>
	<li>Durante il trasferimento, inclinare un tubo conico pulito e far scorrere delicatamente il PRP lungo il lato del tubo. Evitare le bolle d'aria.</li>
	<li>Lasciare circa 3 mm di PRP per evitare di disturbare il buffy coat (lo strato di globuli bianchi tra il PRP e il sangue rosso). Se disturbato, questo apparirà come un improvviso vortice di bianco nella pipetta di trasferimento.</li>
	<li>Effettuare il conteggio delle cellule (vedere Conteggio delle piastrine) per determinare il volume di risospensione per la fase di lavaggio successiva.</li>
	<li>Lasciare riposare per 10 minuti a 37 °C.</li>
	<li>Utilizzando una punta di pipetta con taglio smussato, prelevare il campione per la citometria a flusso (vedere Citometria a flusso).</li>
	<li>Aggiungere 500 nM di PGI2 e 0,02 U/mL di apirasi al PRP e mescolare capovolgendo delicatamente una volta.</li>
	<li>Centrifugare per 10 minuti a 1000 x g a 37 °C (accelerazione:0 freno: 0). Non utilizzare il freno. Il pellet non è compatto e una frenata improvvisa può causare il rimescolamento.</li>
	<li>Durante la centrifugazione, determinare il volume di risospensione. Supponiamo un recupero del 75%. Rendere la densità cellulare di circa 3x105 cellule/μL.</li>
	<li>Aspirare il surnatante utilizzando una pipetta di trasferimento in plastica a foro largo per il volume di massa e una pipetta da 1 ml (punta non tagliata) per il resto del liquido vicino al pellet. Evitare di toccare il pellet sul fondo del tubo.</li>
	<li>Aggiungere 500 nM di PGI2 e 0,02 U/mL di apirasi al tampone di Tyrode modificato. Aggiungere lentamente la quantità calcolata di tampone dal passaggio 16 facendo scorrere lungo il lato del tubo conico.</li>
	<li>Utilizzando un puntale con taglio smussato e un puntale per pipetta da 1 mL, risospendere delicatamente il pellet pipettandolo delicatamente su e giù più volte.<ol>
		<li>Impostare il volume su 300 μl, premere completamente lo stantuffo mentre si trova sopra la linea del liquido, quindi posizionare la pipetta sotto il liquido e fermarsi per primo. Ciò consentirà allo scienziato di risospendere il pellet senza creare accidentalmente bolle d'aria che potrebbero attivare le piastrine.</li>
		<li>Occasionalmente, c'è un anello di globuli rossi visibili sul fondo del pellet. Evitare di risospendere questa operazione.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Una volta che il pellet è stato risospeso, utilizzare una pipetta di trasferimento a foro largo per trasferire il pellet risospeso in un nuovo tubo conico, lasciando dietro di sé eventuali globuli rossi o cellule visibilmente raggruppate.</li>
	<li>Ripetere i passaggi da 11 a 20. Assicurarsi di aggiungere 500 nM di PGI2 e 0,02 U/mL da un'aliquota fresca al tampone di Tyrode modificato (non riutilizzare il tampone di Tyrode modificato dal passaggio 18, PGI2 è troppo instabile).</li>
	<li>Prelevare un campione per la conta delle cellule. Regolare la concentrazione piastrinica secondo necessità con il tampone di Tyrode modificato.</li>
	<li>Utilizzare una punta di pipetta con taglio smussato per prelevare un campione per la citometria a flusso.</li>
	<li>Lasciare riposare le piastrine per 1 ora a 37 °C per consentire agli inibitori di svanire e consentire alle piastrine attivate in modo reversibile di tornare a riposo.</li>
	<li>Mescolare delicatamente con una pipetta a foro largo. Prelevare campioni per la citometria a flusso.</li>
	<li>Le piastrine lavate e a riposo sono ora pronte per essere utilizzate per l'analisi metabolica.</li>
</ol>
3. Conteggio delle piastrine
<ol>
	<li>Le piastrine possono essere contate utilizzando un contatore automatico di cellule del sangue (seguire le istruzioni del produttore) o un emocitometro33.</li>
</ol>
4. Citometria a flusso
<ol>
	<li>Preparazione<ol>
		<li>Protocolli dettagliati e revisioni delle migliori pratiche per l'impostazione di miscele di anticorpi e la preparazione del citometro a flusso per misurare l'attivazione piastrinica sono disponibili altrove34,35.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Campionamento<ol>
		<li>Quando si preleva un campione per la citometria a flusso, raccogliere la sospensione piastrinica utilizzando una punta di pipetta tagliata a smusso. Aggiungerlo lentamente alla provetta da microcentrifuga con gli anticorpi, quindi agitare delicatamente per mescolare. Lasciare incubare per 30 s.</li>
		<li>Utilizzando la punta della pipetta con taglio smussato, trasferire la sospensione piastrinica/la miscela di anticorpi in un pozzetto appropriato sulla piastra a 96 pozzetti.</li>
		<li>Aggiungere immediatamente il fissante al pozzetto per fissare le cellule.</li>
		<li>Eseguire il citometro a flusso entro 8 ore dalla fissazione.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Test di sensibilità agli agonisti<ol>
		<li>Dopo il lavaggio, mettere da parte 2 provette coniche da 15 mL, una per il controllo a riposo e una per il controllo attivato dalla trombina.</li>
		<li>Pipettare delicatamente 100 μl di sospensione piastrinica in ciascuna provetta conica utilizzando un puntale per pipetta tagliato a taglio smussato. Lasciare riposare a 37 °C per 1 ora.</li>
		<li>Dopo l'ora di riposo, aggiungere 0,1 U/mL di trombina in una provetta (le istruzioni per la preparazione della trombina sono disponibili nel File supplementare 1) e il veicolo nell'altra. Incubare a 37 °C per 15 min.</li>
		<li>Prelevare un campione di citometria a flusso di ciascuna provetta per determinare la sensibilità piastrinica all'agonista.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Campionamento per l'analisi quantitativa del flusso metabolico
<ol>
	<li>Tempra NOTA: L'estinzione del metabolismo è un passaggio necessario per misurare con precisione i flussi metabolici. Il raffreddamento rapido delle cellule e il mantenimento della loro temperatura pari o inferiore a 4 °C rallenta il metabolismo in modo tale da poter presumere che sia sostanzialmente interrotto, in modo che le cellule campionate riflettano accuratamente il metabolismo delle cellule provenienti dalla massa. Esistono diversi metodi che possono essere utilizzati, ma per bilanciare la necessità di un raffreddamento rapido e ridurre al minimo le perdite, utilizzare soluzione fisiologica fredda (-4 °C)36. Se il sale interferisce con l'analisi successiva, è possibile utilizzare un altro fluido (metanolo/acqua, etanolo, ecc.)37.<ol>
		<li>Preparare e congelare aliquote di soluzione fisiologica. Effettuare ogni aliquota salina a 6 volte il volume del campione desiderato. NOTA: la ricetta della soluzione salina normale si trova nel File supplementare 1.</li>
		<li>Pre-raffreddare la microcentrifuga a 0 °C.</li>
		<li>Raccogliere la sospensione piastrinica in soluzione fisiologica normale parzialmente congelata (&lt; -4 °C) in un rapporto 1:6 (p.es., raccogliere 150 μL di sospensione piastrinica in 750 μL di soluzione fisiologica in provette da microcentrifuga). NOTA: Non lasciare la soluzione piastrinica/salina sul ghiaccio per più di 15 minuti.</li>
		<li>Centrifugare a 16.000 x g, 0 °C per 10 min.</li>
		<li>Conservare il surnatante per l'analisi dei metaboliti esterni e il pellet per l'estrazione e la misurazione dei metaboliti intracellulari. Conservare entrambi a -20 °C fino al momento dell'analisi.</li>
		<li>Ripetere questo processo sull'intervallo di tempo desiderato e sul numero di punti temporali del campione.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Estrazione intracellulare di metaboliti<ol>
		<li>Aggiungere 0,5 mL di acqua metanolo 7:3 pre-raffreddata a -20 °C al pellet temprato. Agitare energicamente per 1 min.</li>
		<li>Congelare in azoto liquido, scongelare a 0 °C, quindi ripetere per altri 2 cicli.</li>
		<li>Centrifugare le sospensioni a 16.000 x g per 10 minuti a -4 °C.</li>
		<li>Raccogliere il surnatante in una nuova provetta per microcentrifuga.</li>
		<li>Utilizzare il pellet del passaggio 3 e ripetere il protocollo di estrazione (passaggi 1-3) con metanolo 50:50:acqua. Aggiungi il secondo estratto raccolto al primo. Asciugare per una notte.</li>
		<li>Risospendere l'estratto secco in 150 μl di acqua di grado LC-MS (o altro solvente appropriato per l'analisi prevista). Mescolare per 15 minuti a 4 °C. Agitare brevemente e trasferire in provette da microcentrifuga da 0,22 μm per rimuovere i detriti cellulari. Centrifugare per 5 minuti a 16.000 x g e 4 °C.</li>
		<li>Togliere dalla centrifuga, pipettare altri 50 μL di acqua optima sul filtro e centrifugare nuovamente (5 min, 16.000 x g e 4 °C) per risciacquare il filtro. Raccogli per l'analisi.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Isolamento delle piastrine quiescenti per la ricerca metabolica

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</ol>

<table><tbody><tr><td>0,22 &micro; Filtro M Provette Spin-X</td><td>Millapore-Sigma</td><td>CLS8160</td><td>Preparazione dei reagenti</td></tr><tr><td>Ago da 19 G x 3/4"</td><td>McKesson Corporation</td><td>448406</td><td>Flebotomia</td></tr><tr><td>21 G Ago da 1,5 pollici con luer lock</td><td>Amazon</td><td>B0C39PJD23</td><td>Preparazione dei reagenti Piastra</td></tr> a <tr><td>96 pozzetti, mezza area</td><td>Greiner Bio-One</td><td>675101</td><td>Citometria a flusso</td></tr><tr><td>ACD-A vaccutainer&nbsp;</td><td>Fisher Scientific 364606</td> Adattatore per <td></td><td>flebotomia</td></tr><tr><td></td><td>McKesson Corporation</td><td>609</td><td>Flebotomia</td></tr><tr><td>Tampone alcolico</td><td>VWR</td><td>15648-916</td><td>Flebotomia</td></tr><tr><td>Apirasi da patate</td><td>Sigma</td><td>A6410-100UN</td><td>Preparazione del reagente</td></tr><tr><td>CD42a Anticorpo monoclonale</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>48-0428-42</td><td>Citometria</td></tr><tr><td>a flusso Refrigerato microcentrifuga&nbsp;</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>75002441</td><td>Quenching</td></tr><tr><td>D-Glucose</td><td>Sigma</td><td>G7021</td><td>Preparazione dei reagenti</td></tr><tr><td>FITC Anticorpo anti-fibrinogeno</td><td>Abcam</td><td>4217</td><td>Citometria a flusso</td></tr><tr><td>Citometro</td><td>a flusso Beckman Coulter</td><td>82922828</td><td>Citometria a flusso</td></tr><tr><td>Garza</td><td>VWR</td><td>76049-110</td><td>Flebotomia</td></tr><tr><td>Glicerolo</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G5516</td><td>Preparazione dei reagenti</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H4034</td><td>Preparazione dei reagenti</td></tr><tr><td>Alfa-trombina umana</td><td>Prolytix</td><td>HCT-0020</td><td>Citometria a flusso</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma</td><td>Aldrich P9333</td><td>Preparazione dei reagenti</td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P5655</td><td>Preparazione dei reagenti</td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma</td><td>M8266</td><td>Preparazione dei reagenti</td></tr><tr><td>Provette per microcentrifuga</td><td>VWR</td><td>87003-292</td><td>Generale</td></tr><tr><td>Na2HPO4</td><td>Sigma</td><td>S3264</td><td>Preparazione dei reagenti</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S7653</td><td>Preparazione dei reagenti</td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Sigma</td><td>Aldrich S5761</td><td>Preparazione dei reagenti</td></tr><tr><td>Pipetta di trasferimento a foro stretto</td><td>VWR</td><td>16001-176</td><td>Lavaggio piastrinico</td></tr><tr><td>Soluzione di paraformaldeide, 4% in PBS</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>sc-281692</td><td>Citometria a flusso</td></tr><tr><td>PECy5 Topo Anti-Umano CD62P</td><td>BD Pharmingen</td><td>551142</td><td>Citometria a flusso</td></tr><tr><td>Coperchio della piastra</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>AB0626</td><td>Citometria a flusso</td></tr><tr><td>Polipropilene 15 mL provette coniche</td><td>VWR</td><td>89039-658</td><td>Preparazione dei reagenti</td></tr><tr><td>Polipropilene 50 mL provette coniche</td><td>VWR</td><td>352070</td><td>Lavaggio delle piastrine</td></tr><tr><td>Prostaglandina I2 (sale sodico)</td><td>Cayman Chemical</td><td>18220</td><td>Preparazione dei reagenti</td></tr><tr><td>SKC Inc. Emocitometri monouso C-Chip</td> Fisher <td>Scientific</td><td>22-600-100</td><td>Siringa per conteggio cellulare</td></tr><tr><td></td><td>BD Pharmingen</td><td>14-823-41</td><td>Preparazione</td></tr> <tr><td>dei reagentiLaccio emostatico</td><td>VWR</td><td>76235-371</td><td>Flebotomia</td></tr><tr><td>Porta ago vacutainer</td><td>BD</td><td>364815</td><td>Vortex per flebotomia</td></tr><tr><td></td><td>VWR</td><td>102091-234</td><td>Preparazione dei reagenti</td></tr><tr><td>Bagnomaria</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>TSGP02</td><td>Lavaggio piastrinico</td></tr><tr><td>Pipetta di trasferimento a foro largo</td><td>VWR</td><td>76285-362</td><td>Lavaggio piastrine</td></tr></tbody></table>

preparazione di piastrine umane lavate per studi quantitativi sul flusso metabolico

Preparation of Washed Human Platelets for Quantitative Metabolic Flux Studies

I risultati rappresentativi nella Figura 2 rappresentano 6 diversi donatori di sangue, tra cui 3 maschi e 3 femmine. La resa piastrinica rispetto al sangue intero è mostrata nella Figura 2A. Il recupero piastrinico finale è stato in media del 52% ± del 3% (deviazione standard, n=6). La conta piastrinica finale rispetto alla contaminazione dei globuli bianchi è stata misurata utilizzando un analizzatore ematologico automatizzato. La conta dei globuli bianchi era ...

Preparazione di piastrine umane lavate per studi quantitativi sul flusso metabolico

Platelets are blood cells that play an integral role in hemostasis and the innate immune response. Platelet hyper- and hypoactivity have been implicated ...

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Questo video dimostra una tecnica per la differenziazione dei megacariociti e la formazione delle piastrine. Le cellule progenitrici staminali ematopoietiche, isolate dal sangue del cordone ombelicale umano, si differenziano in megacariociti maturi in presenza di trombopoietina. I megacariociti maturi producono estensioni citoplasmatiche chiamate propiastrine, che danno origine a singole piastrine.

Un metodo in vitro per la differenziazione dei megacariociti e la formazione delle piastrine

Questo video dimostra l'analisi turbidimetrica per valutare l'aggregazione piastrinica indotta dal collagene in piastrine umane pretrattate e lavate. I pozzetti di controllo mostrano un'aggregazione indotta dal collagene, mentre un'alta concentrazione di inibitori blocca i canali della Pannexina-1, inibendo così l'aggregazione piastrinica indotta dal collagene, evidente dalla torbidità invariata.

Un'analisi turbidimetrica per monitorare l'aggregazione indotta dal collagene di piastrine umane pretrattate

Leucociti e piastrine può essere utilizzato come marcatore bioenergetico di salute generale di un individuo e quindi hanno il potenziale per controllare i processi patologici e l'impatto dei trattamenti. Qui si descrive un metodo per isolare e misurare la funzione mitocondriale e il burst ossidativo in queste cellule.

Bioenergetica e il burst ossidativo: Protocolli per l&#39;isolamento e la valutazione dei leucociti umani e piastrine

Qui mostriamo isolato piastrine umane possono essere utilizzati come accessibili ex vivo modello per studiare adattamenti metabolici in risposta al complesso I inibitore rotenone. Questo approccio impiega tracing isotopica e relativa quantificazione dal liquido spettrometria cromatografia massa e può essere applicato ad una varietà di disegni di studio.

LC-MS Analisi delle piastrine umane come una piattaforma per lo Studio del metabolismo mitocondriale

Descriviamo un metodo semplice per l'isolamento di piastrine lavate dal sangue umano seguita da agonista indotta misurazioni aggregazione piastrinica turbidimetria. A titolo di esempio applichiamo questo metodo per lo studio della risposta di aggregazione delle piastrine umane al collagene dopo un pre-incubazione con l'inibitore del canale Pannexin1 blu brillante FCF.

Turbidimetria su Human Lavato Piastrine: l&#39;effetto della Pannexin1-inibitore blu brillante FCF sul livello di aggregazione indotta dal collagene

Questo lavoro descrive un metodo basato sulla microscopia a fluorescenza per lo studio dell'adesione piastrinica, della diffusione e della secrezione sotto flusso. Questa piattaforma versatile permette di studiare la funzione piastrinica per la ricerca meccanicistica sulla trombosi e sull'emostasi.

Imaging di cellule vive di degranulazione piastrinica e secrezione sotto flusso

In questo articolo, descriviamo un metodo per valutare endoteliale von Willebrand fattore rilascio e la successiva della piastrina catturare sotto sollecitazione di taglio fluido in risposta a stimoli infiammatori, utilizzando un sistema di alloggiamento del flusso in vitro .

Indagando von Willebrand fattore patofisiologia utilizzando un modello di flusso di camera di von Willebrand Factor-PIASTRINOGENESI. String

Leucociti avidamente interagiscono con le cellule vascolari e le piastrine dopo lesione di parete del vaso o durante l'infiammazione. Qui, descriviamo un semplice test a flusso laminare per caratterizzare i meccanismi molecolari che sono alla base delle interazioni tra leucociti ed i loro partner cellulari.

Analisi di flusso laminare-based per indagare il reclutamento leucocitario su cellule vascolari coltivate e piastrine aderenti

Qui, il sangue del topo è stato raccolto in presenza di un anti-coagulante. Le piastrine sono state purificate dal mezzo gradiente di Ioexolo usando la centrifugazione a bassa velocità. Le piastrine sono state attivate con trombina per indagare se fossero vitali. La qualità delle piastrine purificate è stata analizzata mediante citometria a flusso e microscopia.

Purificazione delle piastrine dal sangue del topo

La formazione di piastrine procoagulanti è stata correlata con un aumentato rischio di trombosi. Di seguito viene presentato un preciso protocollo per l'isolamento delle piastrine lavate dal sangue umano, volto a quantificare l'esposizione alla fosfatidilserina e al rilascio di microvescicole, caratteristiche distintive delle piastrine procoagulanti.

Caratterizzazione piastrinica procoagulante mediante misurazione dell'esposizione alla fosfatidilserina e del rilascio di microvescicole da piastrine purificate umane

Qui, descriviamo in dettaglio i metodi per estrarre i macrofagi dal midollo osseo, dalla milza e dal cuore infartuato e successivamente valutare il flusso metabolico nelle cellule vive.

Analisi del flusso metabolico ex vivo nei macrofagi splenici e cardiaci e nei monociti del midollo osseo

Impara a preparare piastrine umane lavate per studi quantitativi sul flusso metabolico. Questo protocollo consente l'isolamento affidabile di metaboliti intracellulari per analisi metaboliche su campioni di sangue umano.

Preparazione di piastrine umane lavate per studi quantitativi sul flusso metabolico

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