Name: Imaging volumetrico e analisi delle ciglia primarie nel tessuto muscoloscheletrico utilizzando il modello murino ARL13B-CENTRIN-2 (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-03-28T13:50:00.000+00:00
Duration: 9 min 53 s
Description: Impara l'imaging volumetrico 3D delle ciglia primarie nella piastra di accrescimento muscoloscheletrica utilizzando il modello murino ARL13B-CENTRIN-2. Questo metodo consente di mappare l'organizzazione spaziale delle ciglia in tessuti mineralizzati.

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<ol><li>Wheatley, D. N., Wang, A. M., Strugnell, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+primary+cilia+in+mammalian+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Biol+Int%22%5BJournal%5D)">Expression of primary cilia in mammalian cells.</a> Cell Biol Int. 20 (1), 73-81 (1996).</li>
<li>Donnelly, E., Ascenzi, M. G., Farnum, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primary+cilia+are+highly+oriented+with+respect+to+collagen+direction+and+long+axis+of+extensor+tendon%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Primary cilia are highly oriented with respect to collagen direction and long axis of extensor tendon.</a> J Orthop Res. 28 (1), 77-82 (2010).</li>
<li>McGlashan, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+loading+modulates+chondrocyte+primary+cilia+incidence+and+length%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Biol+Int%22%5BJournal%5D)">Mechanical loading modulates chondrocyte primary cilia incidence and length.</a> Cell Biol Int. 34 (5), 441-446 (2010).</li>
<li>Farnum, C. E., Wilsman, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orientation+of+primary+cilia+of+articular+chondrocytes+in+three-dimensional+space%5BTitle%5D)+AND+%22Anat+Rec%22%5BJournal%5D)">Orientation of primary cilia of articular chondrocytes in three-dimensional space.</a> Anat Rec. 294 (3), 533-549 (2011).</li>
<li>Coveney, C. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ciliary+protein+IFT88+controls+post-natal+cartilage+thickness+and+influences+development+of+osteoarthritis%5BTitle%5D)+AND+%22Arth+Rheumatol%22%5BJournal%5D)">The ciliary protein IFT88 controls post-natal cartilage thickness and influences development of osteoarthritis.</a> Arth Rheumatol. 74 (1), 49-59 (2021).</li>
<li>Coveney, C. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ciliary+IFT88+protects+coordinated+adolescent+growth+plate+ossification+from+disruptive+physiological+mechanical+forces%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bone+Miner+Res%22%5BJournal%5D)">Ciliary IFT88 protects coordinated adolescent growth plate ossification from disruptive physiological mechanical forces.</a> J Bone Miner Res. 37 (6), 1081-1086 (2022).</li>
<li>Andrea, C. E. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primary+cilia+organization+reflects+polarity+in+the+growth+plate+and+implies+loss+of+polarity+and+mosaicism+in+osteochondroma%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Invest%22%5BJournal%5D)">Primary cilia organization reflects polarity in the growth plate and implies loss of polarity and mosaicism in osteochondroma.</a> Lab Invest. 90 (7), 1091-1101 (2010).</li>
<li>Ascenzi, M. -G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+localization%2C+length+and+orientation+of+chondrocytic+primary+cilium+on+murine+growth+plate+organization%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Theor+Biol%22%5BJournal%5D)">Effect of localization, length and orientation of chondrocytic primary cilium on murine growth plate organization.</a> J. Theor Biol. 285 (1), 147-155 (2011).</li>
<li>Bangs, F. K., Schrode, N., Hadjantonakis, A. K., Anderson, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lineage+specificity+of+primary+cilia+in+the+mouse+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Lineage specificity of primary cilia in the mouse embryo.</a> Nat. Cell Biol. 17 (2), 113-122 (2015).</li>
<li>Larkins, C. E., Aviles, G. D. G., East, M. P., Kahn, R. A., Caspary, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arl13b+regulates+ciliogenesis+and+the+dynamic+localization+of+Shh+signaling+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Biol+Cell%22%5BJournal%5D)">Arl13b regulates ciliogenesis and the dynamic localization of Shh signaling proteins.</a> Mol Biol Cell. 22 (23), 4694-4703 (2011).</li>
<li>Higginbotham, H., Bielas, S., Tanaka, T., Gleeson, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transgenic+mouse+line+with+green-fluorescent+protein-labeled+Centrin+2+allows+visualization+of+the+centrosome+in+living+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Transgenic+Res%22%5BJournal%5D)">Transgenic mouse line with green-fluorescent protein-labeled Centrin 2 allows visualization of the centrosome in living cells.</a> Transgenic Res. 13 (2), 155-164 (2004).</li>
<li>arivis. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Application+Note+%2347+-+Applying+Cellpose+models+in+arivis+Vision4D%22">Application Note #47 - Applying Cellpose models in arivis Vision4D</a>. , 1-20 (2021).</li>
<li>Huff, J., Bergter, A., Luebbers, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+Note%3A+Multiplex+mode+for+the+LSM+9+series+with+Airyscan+2%3A+fast+and+gentle+confocal+super-resolution+in+large+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Application Note: Multiplex mode for the LSM 9 series with Airyscan 2: fast and gentle confocal super-resolution in large volumes.</a> Nat Methods. , (2019).</li>
<li>Ning, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cilia-associated+wound+repair+mediated+by+IFT88+in+retinal+pigment+epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Cilia-associated wound repair mediated by IFT88 in retinal pigment epithelium.</a> Sci Rep. 13 (1), 8205-8219 (2023).</li>
<li>Palla, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primary+cilia+on+muscle+stem+cells+are+critical+to+maintain+regenerative+capacity+and+are+lost+during+aging%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Primary cilia on muscle stem cells are critical to maintain regenerative capacity and are lost during aging.</a> Nat Commun. 13 (1), 1439-1451 (2022).</li>
<li>Brewer, K. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postnatal+dynamic+ciliary+ARL13B+and+ADCY3+localization+in+the+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Cells%22%5BJournal%5D)">Postnatal dynamic ciliary ARL13B and ADCY3 localization in the mouse brain.</a> Cells. 13 (3), 259-277 (2024).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>22 x 50 mm vetrini</td><td>fisherscientific&nbsp;</td><td></td><td></td>12373128</tr><tr><td>software arivis Vision4D</td><td>Zeiss</td><td>N/A</td><td>Software di analisi delle immagini&nbsp;</td></tr><tr><td>Microscopio confocale a scansione laser&nbsp;</td><td>Zeiss</td><td>Zeiss 980 Airyscan 2</td><td></td></tr><tr><td>CoverGrip Sigillante per vetrini coprioggetti&nbsp;</td><td>Biozio&nbsp;</td><td>23005</td><td></td></tr><tr><td>Cryofilm tipo 3C(16UF) (tipo di foglio) 2,0 cm di larghezza</td><td>Section-lab</td><td>C-FUF303</td><td>Da acquistare direttamente da Section-lab</td></tr><tr><td>Cryostat</td><td>Leica</td><td>CM1900 UV</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>invitrogen</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>Stampi base monouso&nbsp;</td><td>epredia</td><td>58952</td><td></td></tr><tr><td>Gibco</td><td>salino tamponato con fosfato di Dulbecco</td><td>14190</td><td></td></tr><tr><td>Formalina</td><td>Sigma</td><td>20260630</td><td></td></tr><tr><td>software Imaris.</td><td>Strumenti Oxford&nbsp;</td><td>N/A</td><td>Software di analisi delle immagini per la ricostruzione 3D&nbsp;</td></tr><tr><td>Olio da immersione 518F</td><td>Zeiss</td><td>ISO 8036&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Lame per microtomo</td><td>Feather</td><td>02.075.00.006</td><td></td></tr><tr><td>SlowFade Glass Antifade Mountant&nbsp;</td><td>invitrogen</td><td>S36917</td><td></td></tr><tr><td>Saccarosio</td><td>Sigma</td><td>S9378</td><td></td></tr><tr><td>Super Cryoembedding Medium (SCEM)</td><td>Section-lab</td><td>C-EM001</td><td>Da acquistare direttamente da Section-lab</td></tr><tr><td>Superfrost Plus Vetrini per microscopio</td><td>avantor</td><td>631-0108</td><td></td></tr><tr><td>Software Zen</td><td>Zeiss</td><td>N/A</td><td>Freeware per microscopia a scansione laser confocale</td></tr></tbody></table>

imaging volumetrico e analisi delle ciglia primarie nel tessuto muscoloscheletrico utilizzando il modello murino arl13b-centrin-2

Volumetric Imaging and Analysis of Primary Cilia in Musculoskeletal Tissue using the ARL13B-CENTRIN-2 Mouse Model

La cartilagine di crescita di un topo di 6 settimane è stata analizzata utilizzando il protocollo descritto e l'organizzazione delle ciglia primarie mappata nel tessuto. Un'immagine di tutte e tre le regioni della placca di crescita - a riposo, proliferativa e ipertrofica - è stata catturata ed eseguita attraverso la pipeline di analisi (Figura 2A). Le singole cellule possono essere identificate con la colorazione DAPI, con il loro assonema ciliare in rosso e i loro centrioli in verde. La risoluzione con questo metodo è sufficientemente alta da discriminare i singoli centrioli (Figura 2B). A questa risoluzione, le ciglia possono essere visualizzate nel loro ambiente 3D, puntando in direzioni diverse (Video 1).
È inoltre possibile acquisire immagini a bassa risoluzione, con obiettivi di ingrandimento più elevati, per visualizzare le ciglia primarie in una regione più ampia di tessuto; tuttavia, questi non sono adatti per l'analisi dell'orientamento delle ciglia in 3D. Ad esempio, le ciglia primarie nella cartilagine articolare sono state visualizzate con l'obiettivo 20x, dimostrando che il metodo funziona anche su altri tessuti (Figura 2C). A questa risoluzione, gli assonomi ciliari in rosso possono essere identificati, ma i centrioli sono più difficili da discriminare. L'osso subcondrale tende a presentare molto segnale di fondo GFP, rendendo difficile l'identificazione del centriolo in questo tessuto.
La pipeline è in grado di rilevare singole cellule, ciglia primarie e centrioli e funziona per placche di crescita giovani e vecchie altamente organizzate in cui le colonne sono meno ben definite, come nei topi di 10 settimane (Figura 3). Le cellule e le ciglia vengono rilevate in 3D, come possono essere visualizzate attraverso lo z-stack.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67693/67693fig01.jpg"> 
Figura 1: Flusso di lavoro sperimentale. Diagramma di flusso delle diverse fasi del protocollo, dalla raccolta dei tessuti all'analisi delle immagini. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67693/67693fig01large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67693/67693fig02.jpg"> 
Figura 2: Ciglia primarie nei tessuti murini del topo ARL13B-CENTRIN-2. (A) Una placca di crescita di 6 settimane, con DAPI in bianco, CENTRIN-2 in verde e ARL13B in rosso, ripresa con l'obiettivo 40x. (B) Ingrandisci un singolo cilio primario e i suoi due centrioli. (C) Cartilagine articolare e osso subcondrale di un topo di 4 settimane, ripreso con l'obiettivo 20x. (D) Rene di un topo di 6 settimane ripreso utilizzando la stessa pipeline del tessuto muscoloscheletrico. (E) Ingrandimento della casella bianca in D che mostra le singole ciglia primarie e i loro centrioli nel rene. Barre di scala = 20 μm (A,D), 4 μm (B), 60 μm (C), 6 μm (E). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67693/67693fig02large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67693/67693fig03.jpg"> 
Figura 3: Pipeline di rilevamento di cellule e ciglia. Esempio di applicazione della pipeline di analisi delle immagini su una piastra di crescita di 10 settimane. (A) Immagine aperta nel software. (B) Risultato della pipeline di rilevamento delle celle. (C) Risultato della pipeline di rilevamento delle ciglia e del centriolo. Le ciglia sono in rosa e i centrioli in verde. La vista laterale esemplifica che la risoluzione è sufficientemente alta da discriminare le ciglia orientate in direzioni diverse in 3D. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67693/67693fig03large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
Video 1: Ricostruzione tridimensionale di una cartilagine di crescita di 6 settimane dal topo ARL13B-CENTRIN-2. La ricostruzione tridimensionale è stata condotta nel software Imaris e registrata come video di animazione. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67693/Video-1.mp4" target="_blank">Clicca qui per scaricare questo video.</a>
Figura S1 supplementare: Impostazioni di acquisizione delle immagini sul sistema del microscopio. (A) Finestra Smart Setup per aggiungere i canali e scegliere la modalità Airyscan . (B) Visualizzatore di tessere per selezionare e visualizzare in anteprima le tessere nell'immagine. (C) Finestra di regolazione del rivelatore Airyscan , in cui l'allineamento dei rilevatori Airyscan viene confermato una volta che tutte le tessere diventano verdi. (D) Impostazioni laser per i tre canali. (E) Impostazioni della modalità di acquisizione e Z-Stack. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67693/Supp-file-1.zip" target="_blank">Clicca qui per scaricare questo file.</a>
Figura supplementare S2: Impostazioni di elaborazione delle immagini sul sistema del microscopio. (A) Impostazioni di elaborazione Airyscan. (B) Impostazioni di cucitura. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67693/Supp-file-2.zip" target="_blank">Clicca qui per scaricare questo file.</a>
Figura supplementare S3: Pipeline di analisi delle immagini personalizzate. (A) Pipeline di rilevamento delle celle utilizzando i canali GFP e DAPI. (B) Pipeline di rilevamento delle ciglia primarie e del centriolo utilizzando rispettivamente i canali mCherry e GFP. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67693/Supp-file-3-.zip" target="_blank">Clicca qui per scaricare questo file.</a>

Imaging volumetrico e analisi delle ciglia primarie nel tessuto muscoloscheletrico utilizzando il modello murino ARL13B-CENTRIN-2

The primary cilium is a non-motile, solitary organelle assembled by most cell types. It is essential to the development and homeostasis of the skeleton ...

Per comprendere meglio l'arto in crescita, abbiamo studiato il cilio primario, un organello che svolge un ruolo chiave nella regolazione della risposta delle cellule al loro ambiente. Per studiare il ruolo del cilio nella crescita, li stiamo immaginando all'interno della placca di crescita, uno strato di cartilagine dove cresce il nuovo osso. Il cilio primario è estremamente piccolo, lungo meno di cinque micrometri, il che lo rende difficile da visualizzare, in particolare in tre dimensioni.L'imaging all'interno di tessuti ricchi di matrice e parzialmente calcificati, come la cartilagine e l'osso, rende ancora più difficile esplorare accuratamente la loro presenza, per non parlare della posizione, dell'orientamento e delle dimensioni. Possiamo mappare l'organizzazione 3D delle ciglia primarie in tutte le cellule all'interno della placca di crescita, chiedendoci se le cellule malate ne assemblano una dove e come è orientata rispetto alla morfogenesi tissutale. Le ciglia primarie sono state precedentemente studiate solo in 2D nelle placche di crescita o in numero molto piccolo.I segnali fluorescenti endogeni per il cilio e i centrioli portano sicurezza nell'identificazione ciliare a causa dell'elevato segnale di rumore ed evitano la necessità di immunoistochimica. Questo protocollo consente anche l'imaging collettivo ad alto rendimento di centinaia di ciglia nel tessuto, consentendoci di correlare spazialmente le ciglia agli eventi di morfogenesi che stiamo studiando. Questa metodologia di imaging e analisi può essere applicata ad altri tessuti al fine di mappare le ciglia primarie tra tessuti e organi.Ciò consentirà una maggiore comprensione del legame tra la struttura e la funzione delle ciglia primarie. Per iniziare, prendi la sezione criogenica congelata preparata del tessuto di topo e posiziona il vetrino orizzontalmente a temperatura ambiente per scongelarlo. Lavare il vetrino utilizzando una goccia di PBS per tre cicli di cinque minuti ciascuno per rimuovere la finzione.Applicare la soluzione DAPI 10-micromolare sul vetrino e colorare per un minuto. Quindi montare il campione, coprirlo con un vetrino coprioggetti e lasciarlo a temperatura ambiente per una notte. Sigillare i bordi del vetrino coprioggetto utilizzando il sigillante del vetrino coprioggetti.Per configurare il microscopio confocale, accenderlo, aprire il software e fare clic sul pulsante Sistema. Nella scheda Acquisizione, fare clic su Smart Setup per configurare i canali e aggiungere i canali GFP, mCherry e DAPI. Quindi selezionare l'opzione ARI Scan e la funzione sR8-Y dal triangolo di scansione ARI tra risoluzione e velocità.Fare clic su Miglior segnale, quindi su OK per confermare. Nella scheda Localizza in Controllo microscopio, selezionare l'obiettivo 40 volte e 1,4 con immersione in olio. Quindi, posizionare il vetrino nel supporto del carrello e sollevare l'obiettivo fino a quando l'olio non tocca il vetrino coprioggetti.Quindi posizionare la piastra di crescita, o un'altra regione di interesse, sotto il percorso della luce. Nella scheda Localizza, fai clic su Fluorescenza e seleziona DAPI. E usando l'oculare, spostare il supporto del carrello con il joystick per posizionare la piastra di crescita, o regione di interesse, sotto il campo visivo.Nella scheda Acquisizione, selezionare solo il canale DAPI. Fare clic su Continuo per visualizzare l'immagine del canale DAPI sullo schermo e assicurarsi che la placca di crescita sia visibile. Per aprire il visualizzatore di riquadri, fare clic su Mostra visualizzatore nella scheda Riquadri.Aggiungi il numero richiesto di tessere, in genere una tessera nella direzione X e da tre a cinque tessere nella direzione Y. Quindi fare clic su Anteprima e avvia. Ora controlla che le tessere coprano le tre zone della placca di accrescimento, a riposo, a proliferazione e ipertrofiche.Se necessario, regolare la posizione e il numero delle tessere. Per impostare i parametri dell'immagine, nella scheda Acquisizione, fare clic su Continuo. Per allineare il rilevatore di scansione ARI, aprire la finestra di regolazione del rilevatore di scansione ARI facendo clic sul simbolo della rosetta piastrellata in basso.Attendi che tutte le tessere diventino verdi. Nella scheda Canali, regolare il master di guadagno e la potenza del laser per visualizzare chiaramente i nuclei sullo schermo. Quindi, selezionare tutti e tre i canali e fare clic su Continuo per avviare l'imaging.Consentire l'allineamento del rilevatore di scansione ARI. Nella scheda Modalità di acquisizione, definire le dimensioni dell'immagine, le dimensioni dei pixel, le dimensioni dei fotogrammi, la velocità e i valori medi. Nella scheda Acquisizione, selezionare la casella di controllo Z-Stack per abilitare l'imaging Z-stack.Quindi seleziona solo il canale DAPI e fai clic su Continuo per visualizzare l'immagine sullo schermo. Spostare l'obiettivo verso il basso sul piano più vicino da riprendere. Nella scheda Z-Stack, fare clic su Imposta primo piano, quindi concentrarsi sull'ultimo piano da visualizzare e fare clic su Imposta ultimo piano per configurare l'intervallo di imaging.Impostare l'intervallo tra i piani Z-stack su 0,15 micrometri. Spostarsi al centro dell'intervallo di imaging Z-stack. Nella scheda Tile in Tile Regions, fare clic su Verifica e quindi su Imposta Z e Passa a successivo.Nella scheda Strategia di messa a fuoco, verificare che la strategia di messa a fuoco sia impostata per l'uso dei valori Z e della superficie di messa a fuoco definiti nella configurazione del riquadro. Quindi fare clic su Avvia esperimento per iniziare l'acquisizione dell'immagine. Per elaborare le immagini, accedere alla scheda Elaborazione, selezionare Modalità singola o batch, selezionare Elaborazione scansione ARI, selezionare l'opzione Elaborazione 3D e selezionare Filtro automatico standard.Scegli l'immagine raw acquisita e avvia l'elaborazione. Dopo aver completato l'elaborazione della scansione ARI, selezionare Unione nei metodi di elaborazione. Scegliere Nuovo output, Unisci tessere, Ombreggiatura corretta e Tutto per riferimento con il riferimento impostato come DAPI.Seleziona l'immagine elaborata dalla scansione ARI e avvia il processo di cucitura. Per iniziare, importare il file immagine CZI acquisito nel software e aprire il pannello Analisi. Nel menu a discesa, seleziona Nuova pipeline.Utilizzare il pulsante Aggiungi operazione per aggiungere operatori alla pipeline. Per creare una pipeline di rilevamento delle celle, importare il segmentatore Python post cella nella pipeline. Impostare il nome del modello su Cyto 2, il canale di ingresso su 2, il secondo canale su 3, il diametro in micrometri su 10.soglia di flusso a 0,4 e soglia di probabilità delle celle a 0. Aggiungere quindi un operatore di importazione di oggetti documento prima della pipeline e rinominarlo in Importa etichette manuali. Aggiungere quindi un operatore di filtro delle funzionalità dell'oggetto dopo la pipeline e rinominarlo in Filtro dimensioni.Disegna la regione di interesse utilizzando lo strumento Poligono sul primo piano e sull'ultimo piano. Rinomina l'oggetto creato e assegna un tag. Fare clic sulla freccia blu in avanti nella parte superiore del pannello Analisi per eseguire la pipeline.Per creare una pipeline di rilevamento delle ciglia primarie e del centriolo, aprire il pannello Analisi e selezionare Nuova pipeline dal menu a discesa. Aggiungere e regolare operatori come l'importazione di oggetti documento, due operatori di soglia, suddivisione, oggetto, funzione, filtro e compartimento alla pipeline. Quindi fare clic sulla freccia blu in avanti nella parte superiore del pannello Analisi per eseguire la pipeline.Aprire la finestra Oggetti, selezionare l'oggetto contenente le cellule, le ciglia primarie e i centrioli, qui denominata cellula compartimentale, e fare clic su Importa/Esporta. Seleziona Esporta Excel. Scegli le caratteristiche come il numero di figli, il nome, i nomi dei genitori, il lato corto delimitato orientato 3D, il lato centrale, il lato lungo, l'angolo XY, l'angolo XZ, l'angolo YZ, il riquadro di delimitazione X1, X2, Y1, Y2, Z1, Z2, la dimensione X, la dimensione Y, la dimensione Z, il centro della geometria X, Y, Z, il piano primo, l'ultimo, il conteggio, la mesh, la mesh del volume e la mesh dell'area della superficie da salvare.L'organizzazione delle ciglia primarie è stata mappata con successo nella cartilagine di crescita di un topo di sei settimane. L'imaging ad alta risoluzione ha dimostrato la capacità di visualizzare i singoli centrioli e le ciglia primarie nel loro ambiente tridimensionale. Le cellule e le ciglia primarie vengono rilevate in 3D utilizzando la pipeline di analisi delle immagini, che può differenziare le ciglia primarie che puntano di lato da quelle che puntano all'indietro.

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Analisi delle malformazioni craniomaxillo-facciali nei topi mediante tomografia microcomputerizzata tridimensionale

Impara l'imaging volumetrico 3D delle ciglia primarie nella piastra di accrescimento muscoloscheletrica utilizzando il modello murino ARL13B-CENTRIN-2. Questo metodo consente di mappare l'organizzazione spaziale delle ciglia in tessuti mineralizzati.

Imaging volumetrico e analisi delle ciglia primarie nel tessuto muscoloscheletrico utilizzando il modello murino ARL13B-CENTRIN-2 (Video) | JoVE Journal

Imaging volumetrico e analisi delle ciglia primarie nel tessuto muscoloscheletrico utilizzando il modello murino ARL13B-CENTRIN-2

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