Name: Un modello di trapianto intestinale di rigetto dellinnesto di ratto con ileostomia esteriorizzata per la valutazione della prognosi longitudinale (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-06-10T14:10:00.000+00:00
Duration: 8 min 25 s
Description: Impara un modello di trapianto intestinale nel ratto con ileostomia per valutare il rigetto dell'innesto e gli effetti degli interventi farmacologici nel tempo. Questo metodo aiuta a studiare la sopravvivenza del trapianto.

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Tutte le procedure sugli animali sono state approvate dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali della Scuola di Specializzazione in Medicina dell'Università di Osaka, con il numero di riferimento 04-018-003 e sono state eseguite in conformità con le linee guida dell'Università di Osaka. Sono stati utilizzati ratti maschi riceventi Lewis (LEW) (del peso di 200-250 g, 7-9 settimane) e ratti maschio donatore Fischer 344 (F344) (del peso di 200-250 g, 10-12 settimane). Prima dell'intervento chirurgico, la zona addominale è stata rasata e sterilizzata con etanolo al 70%. I dettagli dei reagenti e delle attrezzature utilizzate in questo studio sono elencati nella Tabella dei materiali.
1. Chirurgia del donatore
<ol>
	<li>Digiunare il ratto donatore per 12 ore prima dell'intervento chirurgico.</li>
	<li>Anestetizzare il ratto donatore con isoflurano inalato (seguendo i protocolli istituzionalmente approvati). Posizionare il ratto perpendicolarmente all'operatore. Impostare lo stereomicroscopio su un ingrandimento 5x durante la procedura. Usa la seta 5-0 per la legatura. NOTA: La portata dell'isoflurano era di 1,5 L/min. L'isoflurano è stato somministrato al 2,5% durante l'incisione addominale iniziale e mantenuto all'1,5% durante l'intervento chirurgico. Un'adeguata anestesia è stata confermata dall'assenza di riflesso del dito del piede al pizzicamento del dito. Se necessario, applicare un unguento veterinario sugli occhi per prevenire la secchezza dopo aver confermato l'anestesia.</li>
	<li>Eseguire un'incisione della linea mediana di 8 cm per aprire la cavità addominale. Estendere l'incisione superiore al processo xifoideo per garantire una chiara visualizzazione della vena porta (PV).</li>
	<li>Sezionare il legamento di Treitz e ruotare l'intestino tenue di 180 gradi in senso orario per invertire la rotazione intestinale.</li>
	<li>Osservare le anse vascolari mesenteriche e selezionare un sito di innesto ben vascolarizzato, a circa 10 cm di lunghezza dall'ileo (Figura 1A1).</li>
	<li>Sezionare il mesentere distale e legare l'arteria mesenterica superiore (SMA) e la vena mesenterica superiore (SMV) dell'ileo distale. Assicurarsi che SMA/SMV siano tagliati via dalla legatura prossimale. Una legatura impropria può causare sanguinamento e compromettere la perfusione dell'innesto.</li>
	<li>Sposta lo stomaco e la milza cranialmente per esporre chiaramente il PV.</li>
	<li>Sezionare e legare l'arteria/vena media del colon e l'arteria/vena destra del colon, situate sul lato sinistro della SMA/SMV.</li>
	<li>Sezionare il mesentere sul lato destro della SMA/SMV e legare il ramo digiunale. Evitare di legare troppo vicino all'SMV per evitare attorcigliamenti (Figura 1A2).</li>
	<li>Separare delicatamente la base della SMA con un batuffolo di cotone e legare il mesentere tra l'aorta sopra la SMA e il PV. Quest'area contiene i linfonodi mesenterici superiori e numerosi vasi linfatici.</li>
	<li>Identificare e legare l'arteria renale destra, situata sul lato destro dell'aorta (Figura 1A3).</li>
	<li>Iniettare soluzione salina eparinizzata (200 U / 2 mL) nella vena del pene.</li>
	<li>Determinare la lunghezza finale dell'innesto e legare i rami mesenterici in eccesso. Legare le arterie diritte sia all'estremità prossimale che a quella distale dell'innesto.</li>
	<li>Legare l'aorta sotto la SMA, quindi legare l'aorta sopra la SMA e asportare la base della SMA insieme a una macchia circolare dell'aorta. Tagliare la vena porta in corrispondenza dell'ilo epatico, assicurandosi un taglio obliquo per creare un'ampia apertura anastomotica.<ol>
		<li>Procedere al taglio delle anse vascolari prossimali e distali e dell'intestino. Porre l'innesto estratto in soluzione salina fredda (4 °C) (Figura 1A4).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rimuovere la legatura dell'aorta prossimale per indurre il dissanguamento e sopprimere il ratto donatore (seguendo i protocolli istituzionalmente approvati).</li>
</ol>
2. Elaborazione dell'innesto
<ol>
	<li>Identificare l'arteria mesenterica superiore (SMA) e la vena porta (PV).</li>
	<li>Perfondere delicatamente l'innesto con 15 mL di soluzione fisiologica fredda attraverso la SMA (Figura 1B1). Verificare che tutto il sangue sia stato sostituito e che il colore dell'innesto diventi pallido o bianco.</li>
	<li>Lavare il lume dell'innesto intestinale e rimuovere il contenuto fecale.</li>
	<li>Mantenere l'innesto immerso in soluzione salina fredda fresca fino al trapianto.</li>
</ol>
3. Chirurgia del ricevente
<ol>
	<li>Anestetizzare il ratto ricevente con isoflurano inalato (seguendo protocolli istituzionalmente approvati). Posizionare il ratto perpendicolarmente all'operatore.<ol>
		<li>Impostare lo stereomicroscopio su 5× per le procedure generali e su 12,5× durante l'anastomosi vascolare. Usa la seta 5-0 per la legatura e 8-0 Sutura sintetica in polipropilene per anastomosi vascolare. Posiziona il ratto su un termoforo per prevenire l'ipotermia durante l'operazione. NOTA: La portata dell'isoflurano era di 1,5 L/min. L'isoflurano è stato somministrato al 2,5% durante l'incisione addominale iniziale e ridotto all'1,5% durante l'intervento chirurgico. L'anestesia è stata confermata dall'assenza di riflesso del dito del piede a seguito di un pizzicamento del dito del piede. Se necessario, applicare un unguento veterinario sugli occhi per prevenire la secchezza dopo la conferma dell'anestesia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Prima dell'intervento chirurgico, iniettare 0,5 mg/kg di tacrolimus per via intramuscolare. Praticare un'incisione sulla linea mediana (~5 cm) e aprire la cavità addominale.</li>
	<li>Muovi l'intestino e il colon cranialmente e seziona il legamento di Treitz. Avvolgere l'intestino e il colon in una garza umida e posizionarli sul corpo del topo.</li>
	<li>Sezionare il peritoneo sopra la vena cava inferiore (IVC) e l'aorta (Figura 1B2). Identificare e legare l'arteria gonadica e la vena destra. Individua l'uretere giusto.</li>
	<li>Ruotare il ratto di 90° in senso antiorario in modo che la testa sia rivolta verso la sinistra dell'operatore. Bloccare l'IVC sopra la vena renale destra utilizzando un morsetto vascolare Bulldog curvo.</li>
	<li>Incidi la parete IVC con le forbici per creare un'apertura ovale. Lavare con soluzione fisiologica e posizionare una sutura a stecchino sul bordo caudale dell'IVC (Figura 1B3-1). Assicurarsi che l'apertura anastomotica venosa sia ampia (~1 cm) e allungare adeguatamente la parete fotovoltaica in corrispondenza dell'anastomosi.</li>
	<li>Posizionare l'innesto sul lato sinistro del ratto, posizionando la PV e la SMA vicino all'IVC e all'aorta. Orientare l'ileo distale verso la testa. Avvolgere l'innesto in una garza fredda e umida e applicare del ghiaccio per mantenere una bassa temperatura.</li>
	<li>Far passare l'ago da sutura a tenuta stagna (sutura in polipropilene sintetico 8-0) attraverso il bordo caudale del PV. Utilizzare una pinza antizanzare per controllare la tensione della sutura.</li>
	<li>Sutura e lega il bordo cranico del PV all'IVC (PV to IVC). Anastomizzare la parete PV posteriore (da IVC a PV) (Figura 1B3-2). Legare la sutura di stazionamento sul bordo destro del PV. Successivamente, anastomizzare la parete PV anteriore (da PV a IVC).<ol>
		<li>Prima di completare l'anastomosi, bloccare il PV dell'innesto e iniettare soluzione salina eparinzzata. Legare la sutura e rilasciare il morsetto IVC (Figura 1B3-3). NOTA: Il sanguinamento iniziale può verificarsi durante l'anastomosi, ma in genere è controllato spontaneamente.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Bloccare l'aorta sopra la biforcazione dell'arteria iliaca con un morsetto Bulldog curvo.</li>
	<li>Incidere la parete aortica. Posizionare una sutura a stecchino (sutura in polipropilene sintetico 8-0) sul bordo cranico dell'aorta e della SMA (~4-5 mm) (Figura 1B4-1). Tenere la sutura dello strallo con una pinza antizanzare per controllare la tensione.</li>
	<li>Passa un altro 8-0 ago attraverso il bordo caudale della SMA e dell'aorta. Legare e iniziare l'anastomosi sul lato destro del ratto (Figura 1B4-2). Legare la sutura di soggiorno.</li>
	<li>Ruotare il ratto di 180° in modo che la testa sia rivolta verso la destra dell'operatore. Completare l'anastomosi SMA-aorta sul lato sinistro. Prima della sutura finale, bloccare il PV dell'innesto e iniettare soluzione salina eparinizzata. Legare la sutura (Figura 1B4-3).</li>
	<li>Rilasciare i morsetti aortico e PV per la riperfusione (Figura 1B5). Può verificarsi un sanguinamento iniziale, ma può essere controllato con una leggera pressione utilizzando un batuffolo di cotone. La mucosa dell'innesto dovrebbe diventare rosa in pochi minuti (Figura 1B6).</li>
	<li>Ruota il ratto di 90° in modo che la testa sia rivolta verso il lato opposto. Praticare due incisioni cutanee di 8 mm sull'addome destro ed esteriorizzare le estremità prossimale e distale dell'innesto ileale.<ol>
		<li>Sutura la pelle e innesto di sierosa utilizzando 5-0 polidiossanone (PDS) (Figura 1B7). Chiudere l'incisione della linea mediana con PDS 5-0 per completare l'intervento chirurgico. NOTA: I ratti post-operatori devono essere attentamente monitorati fino al completo recupero di coscienza. Non tornare nella gabbia fino a quando non si è raggiunta la decubito sternale.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Gestione post-operatoria
<ol>
	<li>Per mantenere l'innesto durante la fase acuta, iniettare tacrolimus a 0,5 mg/kg per via intramuscolare nei giorni post-operatori (POD) 1-13, 20 e 277. NOTA: Somministrare iniezioni consecutive a gambe alternate. In alternativa, il tacrolimus può essere somministrato per via sottocutanea.</li>
	<li>Iniettare meloxicam a 0,4 mg/kg per via sottocutanea su POD 1-3. NOTA: I ratti riceventi in genere perdono peso fino al POD 7, con recupero dal POD 14. Possono essere somministrate iniezioni di soluzione salina sottocutanea per mitigare la disidratazione dovuta alla perdita di liquidi dall'ileostomia. La mortalità inaspettata si verifica in circa il 20% dei casi prima del POD 7. La sopravvivenza e la salute generale sono in genere stabili in seguito.</li>
</ol>
5. Valutazione dell'immagine dello stato di salute dell'innesto intestinale
<ol>
	<li>Aprire un'immagine dell'ileostomia in ImageJ. Converti l'immagine in una pila RGB selezionando Tipo &gt; immagine &gt; Pila RGB. NOTA: Se l'immagine non è già in formato RGB, convertirla prima in colore RGB utilizzando Tipo di &gt; immagine &gt; Colore RGB.</li>
	<li>Selezionare una regione di interesse (ROI) che includa solo l'area della mucosa visibile dell'ileostomia.</li>
	<li>Misura l'intensità di ciascun canale (rosso, verde e blu) all'interno del ROI selezionato.</li>
	<li>Calcola il punteggio di salute dell'innesto utilizzando la seguente formula: Punteggio = <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/68412/68412eq001v2.jpg" style="margin: auto;"> NOTA: Normalizzare il punteggio finale in modo che: Se il punteggio &gt; 10, assegnare un valore di 10; Se Punteggio &lt; 0, assegnare un valore pari a 0.</li>
</ol>

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</ol>

<table><tbody><tr><td>5-0 seta intrecciata 40cm nero&nbsp;</td><td>Alfresa Pharma</td><td>62-9965-34</td><td></td></tr><tr><td>5-0 seta intrecciata 40cm bianco&nbsp;</td><td>Alfresa Pharma</td><td>62-9964-99</td><td></td></tr><tr><td>8-0 PROLENE BV130-5 45cm</td><td>ETHICON</td><td>EP8730H</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 594 capra anti-topo IgG(H+L)</td><td>Invitrogen</td><td>Codice: A11005</td><td>Conc. di lavoro: 2ug/ml</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 647 capra anti-coniglio IgG(H+L)</td><td>Invitrogen</td><td>Codice A21245</td><td>Conc. di lavoro: 2ug/ml</td></tr><tr><td>Porta aghi Barraquer Micro, ganascia CVD da 8 mm, 6"</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Morsetto vascolare Bulldog 35mm</td><td>Natsume</td><td>C-42-S-2</td><td></td></tr><tr><td>Fischer 344 (F344)&nbsp; &nbsp;</td><td>Giappone SLC (Shizuoka, Giappone)</td><td></td><td>donatore, maschio, da 10 a 12 settimane</td></tr><tr><td>Ratti di Lewis (LEW)&nbsp;</td><td>Giappone SLC (Shizuoka, Giappone)</td><td></td><td>riceventi, maschi, da 7 a 9 settimane</td></tr><tr><td>Microforbici</td><td>YDM</td><td>CC06C</td><td></td></tr><tr><td>Pinze per sutura per microchirurgia - Curve, piattaforme, impugnature rotonde: 15 cm/6 pollici</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ms mAb a collagene I</td><td>abcam</td><td>AB90395</td><td>Conc. di lavoro: diluizione 1000x</td></tr><tr><td>SOLUZIONE SALINA NORMALE 500 mL</td><td>OTSUKA&nbsp;</td><td>Codice 3311401A8024</td><td></td></tr><tr><td>Doppia pinza vascolare in plastica</td><td>Formazione in microchirurgia ltd</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Prograf iniezione 5 mg</td><td>Astellas Pharma</td><td>Codice 3999416A1028</td><td></td></tr><tr><td>Rb pAb a Laminina</td><td>abcam</td><td>AB11575</td><td>Conc. di lavoro: 2ug/ml</td></tr><tr><td>Anestesista per piccoli animali</td><td>Muromachi kikai</td><td>MK-A100</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio operatorio OPMI-1FR</td><td>Carl Zeiss</td><td>OPMI-1FR</td><td></td></tr><tr><td>SUTURA, 5/0 18 PDS II CLR MONO P, VA</td><td>ETHICON</td><td>Z493G</td><td></td></tr></tbody></table>

un modello di trapianto intestinale di rigetto dell'innesto di ratto con ileostomia esteriorizzata per la valutazione della prognosi longitudinale

A Rat Graft Rejection Model of Intestinal Transplantation with Exteriorized Ileostomy for Longitudinal Prognosis Assessment

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Un modello di trapianto intestinale di rigetto dell'innesto di ratto con ileostomia esteriorizzata per la valutazione della prognosi longitudinale

To date, organ transplantation remains the mainstream treatment for organ failure. Among various solid organs, patient prognosis following intestinal ...

a-rat-graft-rejection-model-intestinal-transplantation-with

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L'alloinnesto in composito vascolarizzato offre benefici che alterano la vita ai riceventi trapianti, ma le cause biologiche del rigetto del trapianto e della vascolopatia restano poco comprese. Il modello chirurgico del roditore presentato qui offre un modello di trapianto riproducibile e clinicamente rilevante, permettendo ai ricercatori di valutare gli eventi di rigetto e le potenziali strategie terapeutiche per prevenirne l'insorgenza.

Modificato Eterotopic Hindarto Osteomyocutaneo flap modello nel ratto per traslazionale vascolarizzazione composito Allotransplantazione ricerca

Il modello di trapianto renale ortotopico di ratto contribuisce a studiare il meccanismo di rigetto dell'allotrapianto renale. Il modello attuale aumenta la sopravvivenza dei riceventi senza interferenze con l'afflusso di sangue e il reflusso venoso della parte inferiore del corpo utilizzando un'anastomosi end-to-end dell'impianto renale e un metodo "tunnel" end-to-side di anastomosi uretere-vescica.

Un modello di trapianto renale ortotopico di ratto per il rigetto dell'allotrapianto renale

Il protocollo di trapianto di fegato ausiliario eterotopico di ratto qui descritto offre uno strumento sperimentale pratico per esplorare i meccanismi di rigetto dell'allotrapianto epatico. Questo modello aiuta ad alleviare gli ostacoli chirurgici e lo stress animale del trapianto di fegato ortotopico nei ratti.

Modello di trapianto di fegato intero di ratto ausiliario eterotopico che utilizza un'epaticoureterostomia per studi di rigetto dell'allotrapianto

Questo protocollo descrive il metodo per stabilire un modello di acacite nel ratto. Il modello della sacca ileale è stato creato eseguendo un intervento chirurgico di anastomosi anale della sacca ileale (IPAA) utilizzando tecniche microchirurgiche. Dopo l'intervento chirurgico, il ratto è stato trattato con destrano solfato di sodio (DSS) al 4% per 4 giorni.

Un modello di ratto di pouchite dopo proctocolectomia e anastomosi anale con destrano solfato

Ileo postoperatorio (POI) è una complicanza della chirurgia addominale che porta a un aumento della morbilità e degenza prolungata. Poiché le strategie profilattiche o terapeutiche mancano intensificazione della ricerca è necessaria. Pertanto abbiamo stabilito un modello di topo standardizzata e possibile esaminare la fisiopatologia di POI e di studiare i potenziali opzioni terapeutiche.

Valutazione funzionale della motilità intestinale e Wall infiammazione intestinale nei roditori: Analisi in un modello standardizzato di manipolazione intestinale

Siamo qui presentiamo un modello di trapianto di rene di ratto per valutare in modo non invasivo rigetto acuto utilizzando la tomografia ad emissione di positroni con 18F-fluorodeossiglucosio.

Imaging non invasivo di acuta Alloinnesto rigetto dopo trapianto renale Rat Utilizzo<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG PET

Impara un modello di trapianto intestinale nel ratto con ileostomia per valutare il rigetto dell'innesto e gli effetti degli interventi farmacologici nel tempo. Questo metodo aiuta a studiare la sopravvivenza del trapianto.

Un modello di trapianto intestinale di rigetto dellinnesto di ratto con ileostomia esteriorizzata per la valutazione della prognosi longitudinale (Video) | JoVE Journal

Un modello di trapianto intestinale di rigetto dell'innesto di ratto con ileostomia esteriorizzata per la valutazione della prognosi longitudinale

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