Name: Valutazione dei biochar derivati da rifiuti sulla salute e lattività biologica del suolo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-10-10T13:05:00.000+00:00
Duration: 10 min 31 s
Description: Scopri come i biochar derivati da rifiuti influenzano la salute del suolo, l'attività microbica e la crescita delle piante. Questo metodo aiuta a valutare benefici e rischi ecotossicologici per organismi del suolo.

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1. Preparazione del biochar
NOTA: Vedere la Tabella dei materiali per i dettagli sui biochar utilizzati qui come materiali di prova. I produttori hanno fornito le condizioni di pirolisi, la composizione elementare e i dati di analisi prossimali (Tabella 1).
ATTENZIONE: Eseguire sempre la pirolisi in un laboratorio ben ventilato con un adeguato sistema di scarico o fumi. Indossare guanti resistenti al calore, camice da laboratorio, occhiali di sicurezza e, se necessario, indossare una visiera.
Tabella 1: Caratteristiche di base dei biochar testati. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994_Table_1.xlsx" target="_blank">Clicca qui per scaricare questa tabella.</a>
2. Caratterizzazione chimica del biochar
<ol>
	<li>Analizzare la composizione elementare di tutti i biochar (eseguita utilizzando la spettroscopia di emissione atomica al plasma accoppiato induttivamente (ICP OES) o la spettrometria di massa al plasma accoppiato induttivamente (ICP MS), in base alle concentrazioni, dopo la decomposizione assistita da microonde (Tabella 2).</li>
</ol>
3. Preparazione di miscele di terreno e biochar
<ol>
	<li>Raccolta del terreno e impostazione dell'esperimento<ol>
		<li>Raccogli il terriccio da un campo sperimentale.</li>
		<li>Rimuovere manualmente i detriti superficiali. Setacciare il terreno a una granulometria inferiore a 5 mm per rimuovere i detriti.</li>
		<li>Pesare 100 g di terriccio setacciato e aggiungerlo ai contenitori di prova.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Emendamento e incubazione del biochar<ol>
		<li>Aggiungere 1 g, 5 g o 10 g di ciascun tipo di biochar per 100 g di terreno per creare l'1%, 5% e 10% (p/p) di ammendante suolo-biochar.</li>
		<li>Aggiungere acqua distillata fino a raggiungere il 60% della capacità massima di ritenzione idrica (WHC).</li>
		<li>Mescolare accuratamente con una spatola.</li>
		<li>Pesare ogni contenitore e coprire con parafilm per ridurre al minimo l'evaporazione.</li>
		<li>Incubare le miscele a 27 °C per 10 giorni. NOTA: Questa miscela verrà utilizzata per la misurazione della perdita d'acqua, la variazione del pH, la fitotossicità e i saggi di quantificazione batterica. Il terriccio utilizzato deve essere raccolto e smaltito secondo i protocolli locali dei biosolidi.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Misura del pH di miscele di suolo e biochar
<ol>
	<li>Pesare 10 g di ogni miscela di terreno e biochar in provette coniche da 50 ml.</li>
	<li>Nelle provette, aggiungere 25 ml di acqua distillata.</li>
	<li>Agitare manualmente i tubi per 30 s o utilizzare un miscelatore a vortice a velocità media. Filtrare la miscela con la carta da filtro Whatman No. 1 in un becher pulito da 100 ml.</li>
	<li>Misurare il pH del filtrato a temperatura ambiente (20-25 °C) utilizzando un pHmetro calibrato.</li>
</ol>
5. Test di tossicità per Enchytraeus albidus
<ol>
	<li>Condurre il test secondo l'Organizzazione per la cooperazione e lo sviluppo economico (OCSE) 2016, test n. 22016.</li>
	<li>Preparazione del terreno per la prova<ol>
		<li>Utilizzare il terreno artificiale dell'OCSE per questo test.</li>
		<li>Misurare il pH del terreno seguendo i passaggi indicati nella sezione 4.</li>
		<li>Regolare a pH 6,0 ± 0,5 aggiungendo gradualmente al terreno carbonato di calcio di grado analitico (CaCO3) e mescolare accuratamente.</li>
		<li>Regolare il contenuto di umidità al 40-60% del WHC massimo aggiungendo acqua distillata o deionizzata. NOTA: Controllare la consistenza a mano; Il terreno deve essere umido ma non grumoso.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Acclimatazione e selezione dei vermi<ol>
		<li>Sciacquare delicatamente i vermi con acqua distillata per rimuovere la soluzione salina di trasporto.</li>
		<li>Collocare i lombrichi nel terreno OCSE preparato e acclimatarli a 20 °C per 24 ore in un ciclo di 16 ore luce e 8 ore di buio a 6.000 lux.</li>
		<li>Seleziona 15 vermi adulti sani per configurazione, utilizzando uno stereomicroscopio in base alla presenza di clitello.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Configurazione del test e incubazione<ol>
		<li>Mescolare 100 g del terriccio OCSE preparato con 5 g di ciascun tipo di biochar in contenitori puliti.</li>
		<li>Preparare il controllo utilizzando 100 g di terriccio OCSE non modificato.</li>
		<li>Verificare che il pH e il contenuto di umidità siano nell'intervallo richiesto (pH - 6,0 ± 0,5; contenuto di umidità - 40-60% del WHC massimo).</li>
		<li>Introdurre 15 vermi adulti in ogni contenitore di test e controllo utilizzando una pinza a punta morbida.</li>
		<li>Aggiungere 25 mg di fiocchi d'avena finemente macinati come fonte di cibo sulla superficie del terreno.</li>
		<li>Coprire i contenitori con un foglio di alluminio forato per consentire il ricambio d'aria.</li>
		<li>Incubare i contenitori a 20 °C per 5 giorni con un ciclo di 16 ore luce/8 ore buio a 6.000 lux.</li>
		<li>Pesare i contenitori ogni giorno e reintegrare la perdita di peso con l'aggiunta di una quantità adeguata di acqua distillata o deionizzata per mantenere costante il contenuto di umidità.</li>
		<li>Monitora l'attività dei vermi e registra qualsiasi mortalità visibile durante il test.</li>
		<li>Dopo la fine del test, calcolare l'effetto letale (%) utilizzando la formula: 
		<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq1.jpg" style="margin: auto;"> Dove: Wi - conteggio iniziale dei worm all'inizio del test Wf - conteggio finale delle viti senza fine alla fine del test NOTA: Affinché il test sia valido, la mortalità degli adulti nella configurazione di controllo non deve superare il 20% alla fine del test.</li>
		<li>Dopo il test, asciugare il terreno di prova a 105 °C per inattivarlo e smaltirlo secondo i protocolli biosolidi locali.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Test di fitotossicità
<ol>
	<li>Eseguire il test secondo l'Organizzazione internazionale per la standardizzazione (ISO) 18763:201617.</li>
	<li>Configurazione della piastra di Petri<ol>
		<li>Aggiungere 20 g di miscele di terreno e biochar incubate in piastre di Petri pulite da 9 cm. Appiattire delicatamente la superficie con una spatola pulita.</li>
		<li>Preparare tre repliche per ogni concentrazione di biochar e includere due controlli non modificati.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Piantagione di semi e incubazione<ol>
		<li>Mettere 10 semi di Sinapis alba uniformemente distanziati in ogni piatto sulla superficie del terreno. NOTA: Non premere i semi nel terreno; Lasciali solidificare naturalmente con l'umidità.</li>
		<li>Coprite le pirofile con i coperchi e mettetele in un'incubatrice a 25 °C ± 2 °C per 5 giorni senza luce diretta.</li>
		<li>Dopo l'incubazione, misurare la lunghezza della radice dal bordo di un seme all'estremità di una radice, utilizzando un righello di plastica. Segnalalo in cm o mm. Se il seme è appena incrinato, dichiaralo come 0,1 cm o 1 mm.</li>
		<li>Calcola l'effetto di inibizione (%) utilizzando la formula: 
		<img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq2.jpg" style="margin: auto;"> Dove: RLc - lunghezza media delle radici dei semi nella capsula di controllo RLt - lunghezza media delle radici dei semi nel piatto di prova NOTA: Affinché il test sia valido, è importante verificare che la germinazione dei semi sotto controllo sia almeno dell'80% (8 germinati su 10 semi).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
7. Quantificazione delle colonie batteriche
<ol>
	<li>Sospensione e diluizione del suolo<ol>
		<li>Pesare 5 g di ogni miscela di terreno e biochar incubata in provette coniche sterili da 50 mL.</li>
		<li>Aggiungere 25 ml di acqua distillata sterile e agitare accuratamente per 30 s.</li>
		<li>Lasciare omogeneizzare la sospensione a temperatura ambiente per 2 ore.</li>
		<li>Filtrare la sospensione con garza sterile o rete e preparare diluizioni seriali utilizzando questa soluzione madre.</li>
		<li>Preparare cinque provette contenenti ciascuna 9 ml di acqua distillata sterile.</li>
		<li>Eseguire diluizioni seriali di 10 volte utilizzando pipette sterili, ad esempio, trasferire 1 mL dalla soluzione madre alla prima provetta = 10-1, quindi 1 mL nella successiva = 10-2, ecc.)</li>
		<li>Utilizzare una diluizione di 10-2 per la placcatura.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Placcatura e conteggio delle colonie<ol>
		<li>Pipettare 0,2 mL di diluizione 10-2 su piastre di agar nutrienti sterili.</li>
		<li>Distribuire il campione in modo uniforme utilizzando uno spandiconcime sterilizzato.</li>
		<li>Incubare le piastre in posizione capovolta a 27 °C per 24 ore.</li>
		<li>Conta le colonie usando un contatore di colonie.</li>
		<li>Calcolare le unità formanti colonie (CFU) mL-1 della miscela utilizzando la formula: 
		<img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq3.jpg" style="margin: auto;"> NOTA: Lavorare sotto una cabina di biosicurezza, se disponibile. Sterilizzare a fiamma gli strumenti tra i campioni per evitare contaminazioni. Disinfettare tutte le piastre con etanolo al 70% o autoclave prima di scartarle.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
8. Determinazione della sostanza secca (SS)
NOTA: Utilizzare guanti resistenti al calore quando si maneggiano ciotole calde.
<ol>
	<li>Pesare 10 g di terra in una ciotola di vetro o porcellana resistente al calore.</li>
	<li>Mettere la ciotola in un forno di essiccazione preriscaldato a 105 °C e asciugare per 2 ore.</li>
	<li>Dopo l'asciugatura, trasferire la ciotola in un essiccatore e lasciarla raffreddare per 10 minuti per evitare che l'umidità venga assorbita dall'aria.</li>
	<li>Pesare nuovamente il recipiente raffreddato utilizzando una bilancia analitica.</li>
	<li>Ripetere la procedura per almeno tre campioni per garantire l'accuratezza.</li>
	<li>Calcolare il contenuto di sostanza secca (SS) utilizzando la formula: 
	<img alt="Equation 4" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq4.jpg" style="margin: auto;"> Dove: SS - contenuto di sostanza secca (%) Md - peso del campione secco in g Mw - peso del campione non essiccato (originale) in g</li>
</ol>
9. Test dell'attività della deidrogenasi (DHA)
<ol>
	<li>Condurre il test secondo il protocollo standard (ISO 23753-1:2019)18.</li>
	<li>Preparazione del reagente<ol>
		<li>Soluzione tampone TRIS (100 mmol/L, pH 7,6).<ol>
			<li>Sciogliere 12,12 g di tris(idrossimetil)amminometano (TRIS) in 800 ml di acqua distillata.</li>
			<li>Regolare il pH a 7,6 utilizzando acido cloridrico 1 M (HCl).</li>
			<li>Regolare il volume totale a 1 L con acqua distillata.</li>
			<li>Conservare a 4 °C e consumare entro una settimana.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Soluzione di substrato TTC (300 mmol/L)<ol>
			<li>Sciogliere 1 g di TTC in 10 mL della soluzione tampone Tris preparata.</li>
			<li>Conservare al buio a 4 °C e consumare entro 1 settimana.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Preparare la soluzione standard TPF per la curva di calibrazione:<ol>
			<li>Aggiungere 100 mg di TPF a 10 mL di etanolo al 96% e mescolare fino a completa dissoluzione per ottenere una soluzione madre di TPF (33 mmol/L).</li>
			<li>Diluire 0,5 mL della soluzione madre preparata in TPF con 50 mL di etanolo per ottenere la soluzione di lavoro in TPF (330 nmol/mL).</li>
			<li>Preparare standard di lavoro di 0, 0,1, 0,2, 0,5 e 1,0 mL dalla soluzione di lavoro, diluita con etanolo fino a un volume finale costante di 3 mL.</li>
			<li>Misurare l'assorbanza a 485 nm per generare la curva di calibrazione.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Preparazione del campione<ol>
		<li>Aggiungere 5 g di ogni miscela di terreno e biochar in provette coniche da 50 mL.</li>
		<li>Aggiungere 4 mL di tampone Tris (100 mmol/L, pH 7,6) e 1 mL di soluzione TTC alle configurazioni del test.</li>
		<li>Aggiungere solo 4 ml di tampone Tris alle configurazioni di controllo.</li>
		<li>Miscelare manualmente le provette mediante inversione delicata e incubare a 25 °C per 6 ore al buio.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Estrazione del formazan<ol>
		<li>Aggiungere 25 ml di etanolo in ciascuna provetta dopo l'incubazione.</li>
		<li>Porre i campioni in agitazione orbitale al buio per 1 ora (250 min-1, a 25 °C).</li>
		<li>Dopo l'agitazione, aggiungere 1 mL di TTC alle provette di controllo.</li>
		<li>Centrifugare tutte le provette a 2.000 × g per 5 minuti a 25 °C per separare il surnatante.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Misurazione e calcolo<ol>
		<li>Trasferire i surnatanti in cuvette pulite.</li>
		<li>Leggere l'assorbanza a 485 nm utilizzando uno spettrofotometro.</li>
		<li>Utilizzo della curva di calibrazione per determinare la concentrazione di TPF nei campioni (nmol/L).</li>
		<li>Calcolare l'attività della deidrogenasi utilizzando la seguente formula: 
		<img alt="Equation 5" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq5.jpg" style="margin: auto;"> Dove: A - attività enzimatica in mU g-1 (o nmol min-1 g-1) di terreno secco Cs - concentrazione di TPF in campioni di prova in nmol mL-1 Cb - concentrazione di TPF nel campione di controllo in nmol mL-1 V - volume totale di reazione (somma dei volumi del substrato, della soluzione tampone e dell'etanolo, in mL) RT - durata della reazione in minuti M - massa del suolo per tubo in g SS - Contenuto di sostanza secca del suolo (%) NOTA: Maneggiare TTC e TPF con i guanti in quanto sono potenziali mutageni. Utilizzare una cappa aspirante quando si preparano reagenti a base di etanolo. Dopo il test, smaltire l'etanolo e i rifiuti contenenti TTC negli appositi contenitori per rifiuti chimici.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig1.jpg"> 
Figura 1: Rappresentazione schematica del flusso di lavoro sperimentale. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig1large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione più ampia di questa figura.</a>

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</ol>

<table><tbody><tr><td>1,3,5- Trifeniltetrazolium formazan</td><td>Sigma-Aldrich, Repubblica Ceca</td><td>93145</td><td></td></tr><tr><td>2,3,5- Cloruro di Trifeniltetrazolio&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich, Repubblica Ceca</td><td>T8877</td><td></td></tr><tr><td>autoclave CertoClav Classic</td><td>CertoClav, Austria</td><td>8510174</td><td></td></tr><tr><td>Carbonato di calcio &nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich, Repubblica Ceca</td><td>239216</td><td></td></tr><tr><td>centrifuga MPW-251</td><td>MPW Med. Instrument, Polonia</td><td>10251</td><td></td></tr><tr><td>Mozziconi di sigaretta biochar</td><td>Università di Hohenheim, Germania</td><td></td><td>Prodotto a 700 e gradi C&nbsp;</td></tr><tr><td>Contatore colonia CC-200</td><td>Cole-Parmer</td><td>14212-04</td><td></td></tr><tr><td>Enchytraeus albidus&nbsp; </loro></td><td>INVITAL aqua s.r.o.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Etanolo&nbsp;</td><td>Penta, Repubblica Ceca</td><td>70390-11003</td><td></td></tr><tr><td>Biochar biomassa di luppolo</td><td>Laboratorio dell'Accademia delle Scienze della Repubblica Ceca</td><td></td><td>Prodotto a 650 e gradi; C&nbsp;</td></tr><tr><td>Cella Q incubatrice</td><td>Pol-Lab, Polonia</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Forno a microonde</td><td>Anton Paar, Multiwave PRO</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PC portatile DELL Latitude 3510</td><td>Prodotti Dell, Irlanda</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Media di agar nutritivo &nbsp;</td><td>OXOID, Repubblica Ceca</td><td>CM0003B</td><td></td></tr><tr><td>OCSE suolo&nbsp;</td><td>Microbiotest, Belgio</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Misuratore di pH WTW inoLab pH 7110&nbsp;</td><td>Xylem Analytics, Germania</td><td>1AA112</td><td></td></tr><tr><td>Semi di Sinapis alba &nbsp;</td><td>Microbiotest, Belgio</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spettrofotometro M4 Spettrofometro UV-Visibile</td><td>VWR</td><td>76520-716</td><td></td></tr><tr><td>Biochar con fondi di caffè esauriti</td><td>Laboratorio dell'Accademia delle Scienze della Repubblica Ceca</td><td></td><td>Prodotto a 650 e gradi; C&nbsp;</td></tr><tr><td>Biochar per legno di abete</td><td>Olesnice, Repubblica Ceca</td><td></td><td>Prodotto a 600 e gradi; C&nbsp;</td></tr><tr><td>Stereomicroscopio MSZ5000-T-IL-TL</td><td>A.Kruss Optronic, Germania</td><td>MSZ5000-T-IL-TL</td><td></td></tr><tr><td>Tris Base&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich, Repubblica Ceca</td><td>252859</td><td></td></tr><tr><td>oculare video VOPC93 USB 2.0</td><td>A.Kruss Optronic, Germania</td><td>&nbsp; VOPC93</td><td></td></tr><tr><td>Bilancia KERN EMB&nbsp;</td><td>KERN, Germania</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

valutazione dei biochar derivati da rifiuti sulla salute e l'attività biologica del suolo

Assessment of Waste-Derived Biochars on the Health and Biological Activity of Soil

Caratterizzazione chimica I biochar hanno mostrato differenze significative nella composizione elementare (Tabella 2). Il calcio (Ca) e il potassio (K) erano più alti nei biochar dei mozziconi di sigaretta e del luppolo esaurito. Il biochar di abete rosso aveva la maggior parte di alluminio (Al) e ferro (Fe). Il rame (Cu) e il magnesio (Mg) sono stati fortemente arricchiti nel biochar del luppolo esausto. Il piombo (Pb), il cadmio (Cd) e altri metalli in tracce erano presenti in basse quantità in tutti i campioni.
Tabella 2: Composizione chimica dei biochar. Principali contenuti elementari dei diversi biochar utilizzati nello studio. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994_Table%202.xlsx" target="_blank">Clicca qui per scaricare questa tabella.</a>
Variazione del pH durante il periodo di incubazione In tutti i trattamenti, il pH delle miscele suolo-biochar tendeva ad aumentare leggermente nel tempo (Figura 2). Il valore di pH più alto è stato registrato per la miscela con biochar di mozzicone di sigaretta al 10% p/p, raggiungendo 9,48 il giorno 15; Questo trattamento ha mostrato il maggiore aumento nel tempo. Anche il biochar dei fondi di caffè ha prodotto un aumento graduale, con un pH massimo di 8,94 al 10% p/p il giorno 15. Il biochar del luppolo ha aumentato il pH del 16,57%, con un massimo di 9,20 al 10% p/p. Al contrario, la miscela di biochar di abete rosso e legno ha raggiunto un pH di 8,56 al 10% p/p. Il controllo ha mostrato il pH più basso, compreso tra 6,57 e 7,66 con variazioni minime nel tempo.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig2.jpg"> 
Figura 2: Variazioni di pH nel tempo nelle miscele di suolo e biochar. pH del suolo misurato il giorno 0, 10 e 15 per ogni ammendante del biochar all'1%, 5% e 10% p/p. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig2largev2.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa cifra.</a>
Ritenzione idrica e perdita di peso La capacità di ritenzione idrica in tutti i tipi di biochar era inferiore rispetto al suolo di controllo senza biochar (Figura 3). Il controllo ha perso il 3,67% del suo peso in 15 giorni, indicando la più alta ritenzione idrica. Tra i biochar, il trattamento con mozziconi di sigaretta ha avuto la minor perdita d'acqua, diminuendo del 5,89% durante l'incubazione, e quindi la maggiore ritenzione tra i biochar. Un modello simile ma più moderato è stato osservato con il biochar del luppolo (9,22% di perdita di peso totale, con perdite maggiori a concentrazioni più elevate). Il biochar dei fondi di caffè ha mostrato la maggiore perdita di peso (fino al 16,56%), indicando la più bassa ritenzione idrica. La miscela di abete rosso e legno ha perso in media il 10,22%.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig3.jpg"> 
Figura 3: Perdita di peso delle miscele suolo-biochar durante l'incubazione. Variazione di peso come indicatore della ritenzione idrica nell'arco di 15 giorni per tutti i biochar e le concentrazioni. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig3largev2.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
E. test di tossicità e riproduzione dell'albidus La riproduzione di E. albidus al 5% p/p di biochar ha mostrato una marcata dipendenza dalle materie prime. Nell'ambito del controllo del suolo dell'OCSE, la popolazione è aumentata da 15 a 24 (aumento del 60%, Figura 4). Il biochar di abete rosso ha prodotto solo 7 sopravvissuti (53% di inibizione, Figura 5). I biochar di luppolo e fondi di caffè hanno prodotto ciascuno 12 sopravvissuti (inibizione del 20%, Figura 5). Il biochar del mozzicone di sigaretta ha stimolato la riproduzione del 33%, con un totale di 20 vermi, compresa la prole.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig4.jpg"> 
Figura 4: Variazione netta della popolazione di E. albidus nel suolo trattato con biochar. Conteggio iniziale e finale dei vermi dopo 5 giorni. È stata testata la concentrazione del 5% p/p di ciascun biochar. I dati rappresentano la media ± la deviazione standard (n = 3). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig4largev2.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig5.jpg"> 
Figura 5: Effetti tossici o stimolatori su E. albidus. Effetto netto sui vermi rispetto al controllo. I valori positivi mostrano inibizione; I valori negativi mostrano stimolazione. I dati rappresentano la media ± la deviazione standard. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig5largev2.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
Fitotossicità L'allungamento radicale in S. alba è stato misurato dopo un'incubazione di 10 giorni all'1%, 5% e 10% p/p (Figura 6). Nel terreno non modificato, la lunghezza media delle radici era di 237 mm. Il biochar macinato di caffè all'1% p/p ha prodotto una stimolazione del 79,16%; Concentrazioni più elevate hanno causato inibizione, fino al 47,08% al 5% p/p. Il biochar di abete rosso ha stimolato la crescita a tutte le concentrazioni, con un picco del 206,66% al 10% p/p. Il biochar del mozzicone di sigaretta ha prodotto una stimolazione del 41,01% all'1% p/p, ma ha inibito la crescita al 5% e al 10% p/p, raggiungendo un'inibizione del 62,36% al 10% p/p. Il biochar del luppolo ha stimolato la crescita a tutti i tassi (38,97%, 31,75% e 162,96% rispettivamente all'1%, 5% e 10% p/p).
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig6.jpg"> 
Figura 6: Effetti di fitotossicità su Sinapis alba. Inibizione o stimolazione della crescita delle radici rispetto al controllo dopo 10 giorni di crescita in tutti i trattamenti con biochar. I valori positivi mostrano inibizione; I valori negativi mostrano stimolazione. I dati rappresentano la media ± la deviazione standard (n = 3). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig6largev2.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
Quantificazione delle colonie batteriche La conta delle colonie batteriche è stata valutata dopo 10 giorni (Figura 7). Il controllo ha avuto una media di 8,47 × 104 CFU/mL. Il biochar del caffè ha prodotto 7,33 × 104 CFU/mL all'1% p/p ed è aumentato a 1,18 × 105 e 1,50 × 105 CFU/mL rispettivamente al 5% e al 10% p/p. Il biochar di abete rosso ha dato 1,97 × 105 CFU/mL all'1% p/p, diminuendo a 9,73 × 104 e 4,93 × 104 CFU/mL al 5% e al 10% p/p. Il biochar di mozziconi di sigaretta ha prodotto 5,40 × 104 CFU/mL all'1% p/p e la massima stimolazione al 10% p/p (1,00 × 106 CFU/mL). Il biochar del luppolo ha mostrato una leggera stimolazione in tutte le concentrazioni, con un picco di 1,07 ×10,5 CFU/mL al 5% p/p.
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig7.jpg"> 
Figura 7: Crescita batterica in terreni trattati con biochar. UFC/mL batterico dopo 10 giorni di incubazione per tutti i trattamenti e le concentrazioni. Controllo incluso per il confronto. I dati rappresentano la media ± la deviazione standard (n = 3). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig7largev2.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
Attività della deidrogenasi Il biochar dei fondi di caffè ha prodotto la più alta attività deidrogenasi in tutte le concentrazioni, con un picco dell'1% p/p (3,53 × 10-3 mU/g) e rimanendo comparabile al 5% e al 10% p/p (2,38 × 10-3 e 2,62 × 10-3 mU/g) (vedi Figura 8). Il biochar del luppolo ha migliorato l'attività all'1% p/p (2,39 × 10-3 mU/g) ma è diminuito al 5% (6,34 × 10-4 mU/g) ed è diventato negativo al 10% p/p (-8,30 × 10-4 mU/g). Il biochar del mozzicone di sigaretta è risultato positivo all'1% p/p (1,29 × 10-3 mU/g) ed è diminuito a -7,26 × 10-4 e -8,53 × 10-4 mU/g al 5% e al 10% p/p. Il biochar di abete rosso è risultato negativo a tutte le concentrazioni (-5,53 × 10-4 e -5,19 × 10-4 mU/g all'1% e 5% p/p; -3,11 × 10-4 mU/g al 10% p/p), rimanendo inferiore al controllo.
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig8.jpg"> 
Figura 8: Attività della deidrogenasi in terreni modificati con biochar. Attività enzimatica microbica in tutti i tipi e concentrazioni di biochar. I valori sono relativi al suolo di controllo senza aggiunta di biochar. I valori positivi indicano un'attività enzimatica più elevata rispetto al controllo, mentre i valori negativi indicano un'attività enzimatica inferiore rispetto al controllo. I dati rappresentano la media ± la deviazione standard (n = 3). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig8largev2.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
Vedere la Tabella 3 e la Tabella 4 per un riepilogo dei risultati.
Tabella 3: Effetti del biochar sul pH del suolo e sulla ritenzione idrica. Mostra i valori di pH iniziale e finale, ΔpH e % di perdita d'acqua durante l'incubazione. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994_Table_3.xlsx" target="_blank">Clicca qui per scaricare questa tabella.</a>
Tabella 4: Riassunto degli effetti biologici e dei risultati del DHA. Dati combinati sulla riproduzione dei vermi, fitotossicità, conta microbica e attività enzimatica per tutti i trattamenti. <img alt="Equation 6" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq6.jpg" style="margin: auto;"> indica stimolazione e <img alt="Equation 7" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq7.jpg" style="margin: auto;"> indica inibizione. Per i risultati del DHA, i valori positivi indicano un'attività enzimatica più elevata rispetto al controllo e i valori negativi indicano un'attività enzimatica inferiore rispetto al controllo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994_Table%204.xlsx" target="_blank">Clicca qui per scaricare questa tabella.</a>
DISPONIBILITÀ DEI DATI: I dati saranno caricati nell'archivio pubblico: DOI/URL: https://doi.org/10.6084/m9.figshare.30128803.v1

Valutazione dei biochar derivati da rifiuti sulla salute e l'attività biologica del suolo

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