線虫のシングルセル解離:生細胞を単離する方法

要約

出典:ドイツ、E.M.他回虫Caenorhabditis elegansからの特定のニューロン集団の分離。J. Vis. Exp.(2019年)。

このビデオでは、線虫全体をFACSに適した単一細胞懸濁液に解離する方法や、無傷の細胞の免疫沈降を行う方法を説明しています。

プロトコル

このプロトコルは、Germany et al, Isolation of Specific Neuron Populations from Roundworm Caenorhabditis elegans, J. Vis. Exp. からの抜粋です。(2019年)。

1. 細胞単離のための老化した線虫の調製と収集

注:以下で説明するのは、ミネソタ大学のCaenorhabditis Genetics Center(CGC)株リポジトリから入手したトランスジェニックunc-17::GFP株（OH13083）からのコリン作動性ニューロンの単離です。真菌や細菌による汚染を防ぐために、無菌状態を維持することが不可欠です。

1. T. Stiernagleによって記述されたように漂白方法によってワームを準備し、同期します。老化実験では、25 μMのフルオロデオキシウリジン(FuDR)水溶液を含む線虫増殖培地(NGM)プレート上にプレートワームを投入して、卵の産生を減らし、卵の孵化を阻止します。寒天プレートを定期的に検査して、信頼性の低い結果を引き起こすため、汚染や卵の孵化を防ぎます。
   注:unc-17::GFP細胞の場合、通常、100 mm x 15 mmのNGMプレートを3枚使用して、目的の細胞を十分に分離します。
2. 線虫を採取し、細胞単離のためのバッファーを調製します。
   1. 15mLの円錐形チューブにワームを収集します。1.5 mLのM9バッファー(1 mM MgSO₄、85 mM NaCl、42 mM Na₂HPO4·7H₂O、22 mM KH₂PO、pH 7.0)でプレートからワームを洗浄し、1,600 x gで5分間遠心分離します。上清を捨て、1 mLのM9バッファーでワームを洗浄します。遠心分離を繰り返し、合計5回洗浄して、大腸菌の汚染をできるだけ取り除きます
      注:このステップでアンピシリンなどの抗生物質(50 μg/mL)を追加すると、細菌汚染を減らすことができます。
   2. 2 つのサンプルについて、2 mL のドデシル硫酸ナトリウム-ジチオスレイトール(SDS-DTT)溶解バッファー(200 mM DTT、0.25% (w/v) SDS、20 mM HEPES (pH 8.0)、および 3% (w/v) スクロース) を調製します。
   3. 15 mLの単離バッファー(118 mM NaCl、48 mM KCl、2 mM CaCl₂、2 mM MgCl₂、25 mM HEPES [pH 7.3])を調製し、氷上に保存します
      注:SDS-DTT溶解バッファーと分離バッファーは、各実験の前に新鮮にする必要があります。
3. キューティクルの破壊とシングルセルの単離
   1. ステップ1.2.1で回収した動物を1,600 x gで5分間遠心分離します。すべての上清を取り除き、線虫を1 mLのM9培地に懸濁し、1.5 mLの微量遠心チューブに移します。
   2. ペレットワームを1,600 x gで5分間遠心分離します。
   3. 200 μLのSDS-DTT溶解バッファーを線虫に添加し、室温(RT)で5分間インキュベートします。線虫は、光学顕微鏡で見ると、体に沿って「ひねり」があるように見えるはずです
      注:SDS-DTT溶解バッファーに長時間曝露すると、線虫が死に至る可能性がありますが、これは線虫を観察することで監視できます。死んだワームは伸びてカールしません。
   4. 800 μLの氷冷アイソレーションバッファーを加え、チューブを穏やかにフリックして混合します。
   5. ワームを13,000 x g、4°Cで1分間ペレット化し、上清を除去し、1 mLのアイソレーションバッファーで洗浄します。
   6. 手順 1.3.5 を合計 5 回繰り返し、そのたびにアイソレーション バッファーを慎重に取り外します。
   7. 単離バッファーに溶解したStreptomyces griseus(15 mg/mL)(材料表)由来のプロテアーゼ混合物100 μLをペレットに加え、RT.
      で10-15分間インキュベートします。 注:SDS-DTT溶解バッファーと同様に、プロテアーゼ消化が長引くと、原形質膜に沿ったタンパク質が過剰に切断され、磁気ビーズによる表面露光GFPの単離が妨げられる可能性があります。
   8. プロテアーゼ混合物とのインキュベーション中に、200 μLのマイクロピペットチップを使用して、1.5 mLの微量遠心チューブの底に対してサンプルを上下にピペッティングして、機械的破壊を施します。ピペットの先端を一定の圧力で微量遠心チューブの壁に当てて、細胞を適切に解離します。
   9. 消化の段階を決定するには、少量の消化混合物(~1-5 μL)を取り出し、スライドガラス上に落とし、組織培養顕微鏡を使用して検査します。インキュベーションの5〜7分後、線虫の断片は目に見えてキューティクルが減少し、細胞のスラリーが容易に見えるようになります。
   10. 市販の低温LeibovitzのL-15培地900μLに10%ウシ胎児血清(FBS)とペニシリン-ストレプトマイシンを添加した反応を停止します(50 U/mLペニシリンと50μg/mLストレプトマイシンでの最終濃度)。
   11. 10,000 x g、4°Cで5分間遠心分離することにより、断片および細胞をペレット化し、ペレット化した細胞を1 mLの冷たいL-15添加培地でさらに2回洗浄し、余分な破片およびキューティクルが除去されるようにします。
   12. ペレット化した細胞をL-15添加培地1 mLに再懸濁し、氷上に30分間放置します。最上層(約700−800μL)を微量遠心チューブに取ります。この層には細胞破片のない細胞が含まれており、その後の目的の細胞の単離に使用されます。
   13. 製造元の指示に従って、自動セルカウンターまたは血球計算盤を使用して、単離された細胞の10-25μLの細胞密度を測定します。

材料

この記事で使用された材料の一覧

名前	会社	カタログ番号	コメント
寒天、分子生物学グレード	VWR	A0930
CaCl2	シグマ	C5670
Contess自動セルカウンター	インビトゲン	Z359629
DTT	USBiology(USBiology)	D8070
FBS	オメガサイエンティフィック	FB-02
フルオロデオキシウリジン	シグマ	F0503
HEPES	シグマ	H3375-J
KCl	アムレスコ	O395
KH2PO4	USBiology(USBiology)	P5110
LeibovitzのL-15ミディア	ギブコ	21083027
MgCl2	シグマ	M8266
MgSO4	USBiology(USBiology)	M2090
Na2HPO4·7H2O	USBiology(USBiology)	S5199
NaCl	VWRの	X190 (英語
NaOCl(漂白剤)	クロロックス
ペニシリン-連鎖球菌	フィッシャーサイエンティフィック	15140122
プロナスE	シグマ	7433	Streptomyces griseus由来のプロテアーゼ混合物
SDS	アムレスコ	O227
SMT1-FLQC蛍光実体顕微鏡	トライテックリサーチ
ショ糖	USBiology(USBiology)	S8010

型 ム ) シリーズ