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方法論記事

のアップライトイメージング

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DOI:

10.3791/52636

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2015年3月13日

 , 
1Department of Biological Sciences, University of Maryland Baltimore County

この記事について

サマリー

このプロトコルで説明されている直立イメージング法は、発育中のDrosophila melanogasterの卵の極の詳細な視覚化を可能にします。 この最終的な視点は、卵胞上皮内の複数の細胞タイプの配置と形態に新たな視点を提供します。

要約

Drosophila melanogaster oogenesisは、卵巣の構造が比較的単純で、特徴付けられており、遺伝子解析に適しているため、さまざまな発生過程を研究するための理想的な文脈を提供します。 各卵室は、体細胞卵胞細胞の単一の上皮層に囲まれた生殖細胞細胞で構成されています。 卵胞細胞のサブセットは、特定の段階で分化し、いくつかの異なる細胞タイプになります。 標準的な技術では、主に卵室の側面図が可能であるため、卵胞細胞の組織と同一性の限られた図が可能になります。 アップライトイメージングプロトコルは、標準的な共焦点顕微鏡で卵室を垂直に観察することを可能にするマウント技術を説明しています。 サンプルは、まず、ガラス顕微鏡スライド上の横方向(水平)位置のグリセリンゼリーの2つの層の間に取り付けられます。 次に、卵室が包まれたゼリーをブロックにカットし、カバーガラスに移し、裏返して卵室を直立させます。 取り付けられた卵室は、直立顕微鏡または倒立共焦点顕微鏡でイメージングできます。 この技術により、卵胞細胞の仕様、組織化、分子マーカー、および卵子の発生を新しい詳細で新しい視点から研究することができます。

概要

キイロショウジョウバエの研究は、現象の広い範囲の遺伝的調節に大きな洞察を提供してきました。卵形成は、組織パターニング、細胞極性の変化、細胞周期の切り替え、および翻訳調節1,2,3,4を含む多くの異なる発生プロセスを調査する扱いやすい方法を提供するので、特に、卵の開発に関する広範な研究があった。卵形成時の重要な形態形成のイベントは（5で検討）ボーダー細胞と呼ばれる細胞のセットの仕様、運動性の獲得、および移行である。細胞移動するので、動物の形態形成の重要な特徴であり、このプロセスの遺伝的調節は、よく保存されているため、ハエで決定メカニズムは、他の文脈において重要である可能性が高い。従って、我々は国境細胞遊走の分子制御を研究している。私たちの研究のために、我々は、発展途上の卵の前極を観察する新しい方法を開発した、ここで、境界セルは、それらが詳細に開発かを検討するために、発生する。

卵巣内では、様々な発生段階の卵室が薄いシース（ 図1A）に収められていovariolesと呼ばれるチェーンに沿って存在する。各卵室は、1個の卵を形成するために移動します。卵形成の間に、いくつかの異なる細胞型が協調して開発しなければならない。 D.ショウジョウバエの卵室は、単層濾胞上皮6に囲まれた1卵母細胞を含む16生殖細胞から成る。特殊化した細胞の小さな数は、上皮の前部および後部の極で発生する、極性細胞と呼ばれる。 6-8ボーダー細胞は極性細胞5,7により誘導された卵室の前方上皮、に由来する。中期卵形成（ステージ9）では、ボーダー細胞は、その隣人から切り離し、卵室5,7の後部に卵母細胞に到達するために看護師セル間で移動する。この移動は、達成されなければならない境界セルは、この集団の細胞遊走の種類て、2つの非運動性極性細胞の周囲のクラスタに残っている。境界セルクラスタの移行を成功さは受精のために必要がある、卵の殻の卵門の適切な発展を保証します。

前極細胞は、シグナル伝達カスケードを活性化することにより、境界細胞の運命を指示する。ポーラー細胞は卵母細胞の発達8,9の段階8の間に包細胞を、隣接上、Domeless（DOME）、膜貫通受容体に結合するサイトカイン、不対（UPD）を、分泌する。 UPDの結合は、転写のシグナルトランスデューサーおよび活性化因子（STAT）8,10,11をリン酸化するヤヌスチロシンキナーゼ（JAK）を引き起こす。 STATはその後転写を活性化するために、核に移動します。遅い境界細胞（SLBO）STATの直接的な転写ターゲットであり、また、境界細胞遊走12に必要とされる転写因子である。卵室の側面図は、Tを示している帽子STAT活性は、前方上皮8,11,13-全体の勾配で規制されている。極性細胞に最も近い包細胞は、このように、彼らは国境細胞になると、隣接する生殖系列の組織に侵入、活性化したSTATの最高レベルを持っている。

ボーダー細胞が内で指定されているかを理解し、上皮から切り離すために、我々は組織が編成されているかを観察する必要があります。我々は、前·オン視点から卵室を表示する場合は、極性細胞周囲の毛包細胞中のSTAT活動の放射状の対称性を期待する。エンド上のビューは、より正確に前と異なる焦点面で細胞を比較するより剥離時の膜タンパク質と細胞間のインタフェースの違いを示すであろう。卵室が楕円形と茎細胞によって互いに取り付けられているので、それらが困難前方アーキテクチャを観察すること、横方向にスライド上に沈降する。このように、卵室の極にある細胞に関する多くの情報があります側面図から推測されて。一部の情報は、光退色光セクション、光散乱、のアルゴリズムの3-D再構成、及びZ軸方向の分解能の悪い限界を介して取得することができるが、超解像顕微鏡14のような高価な技術が存在しない場合、この情報は、以下の詳細および信頼性を高める。セクションベースのイメージング（例えば、電子顕微鏡またはミクロトーム切片）他の種類のアーチファクトのために可能性を増加させる、脱水を含む組織の大規模な操作を必要とする。従って、我々は画像Dに新しい方法を開発キイロ卵室直立している。この方法は、すでに（ 審査中で、代表的な結果とマニングらを参照）運動性の細胞が運命づけられているかの解明に有用であることが証明され、卵形成の他の側面の研究でより広く貴重である可能性が高いしている。

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プロトコル

Ovariolesの1。解剖

  1. 追加された活性乾燥酵母を新鮮なフライ食品のバイアルに約15 2-4日齢の雌のハエや少数の男性を転送します。バイアル用のプラグとして綿を使用し、高湿度を保つために綿に水を数滴を追加します。
  2. 段8-10卵室の数を最大にするために14〜16時間、25℃のインキュベーター内の場所バイアル。
    注：インキュベーション時間は、温度および所望の段階に応じて変化する。
  3. 次の日のために、必要に応じて解剖メディアを準備し、0.1M KPO 4とNP40ソリューションは、（材料を参照）。
  4. CO 2を使用してハエを麻酔し、解剖顕微鏡下に置く。ピペットガラスうつ病スライド内の各キャビティ内に解剖メディアの数滴。
  5. 一人の女性フライダウン翼を持つテーブルトップと東洋へ約30度の角度でそれぞれの手で鉗子を持ちます。あなたの非利き手では、Aで彼女を把握し、ピンセットを用いて、女性を拾う胸部の近くに腹部のnterior、およびうつ病のスライド（ 図1Aの挿入図）で解剖メディアに彼女を沈める。
  6. 鉗子の他のペアで、腹部の腹側後部に外骨格を把握し、を貫通。後部端の卵巣をつかみ、その後腹部からそれらを引き出し、うつ病のスライドの反対側に新鮮な培地に入れる。 （ 図1Aの挿入図）。腸を引き離すことは避けてください。死体を捨てる。
  7. すべての卵巣を解剖されるまで、他の女性のハエで繰り返します。男性を捨てる。
  8. 鉗子の1対の、（最大の卵室の近く）の後方端で卵巣を保持し、もう一方の手で最も前方の卵室（germarium）の1を挟ま鉗子のペアを使用。 （ 図1A）。
  9. ゆっくりと着実に、卵巣シースの外に卵巣小管チェーンを引っ張る。すべての目的の卵室がRになるまで個別にovariolesを解剖していきemoved。
  10. 繰り返しますが、すべての解剖卵巣のための1.7から1.8を繰り返します。
  11. 完了したら、プラスチック製のトランスファーピペットを用いて、0.6ミリリットルチューブにovariolesを移す。
  12. ovariolesは、チューブの底に沈殿、定着し、染色のステップに進みましょう。

2.免疫蛍光（IF）Ovariolesの染色

  1. ピペットで注意深くovariolesから解剖メディアを削除する。すべてのovariolesまたは卵室を削除しないように注意してください。 ovariolesと解剖メディアの約50μlのままにしておきます。
  2. チューブ中の0.1M KPO 4緩衝液150μlの16％パラホルムアルデヒドの50μlのを追加し、それらを修正するために卵室にソリューションを追加します。 10分間ロッキングしながらインキュベートする。注意：ホルムアルデヒドは有毒である。
  3. 固定液を除去し、0.5ミリリットルNP40の洗浄緩衝液で2回すすぐ。
  4. RTで15分間ずつ2回洗浄する。
  5. その後の工程のために、標準的なIFプロトコル15を参照してください。
    1. 簡単に言えば、固定後に、追加適切な希釈で一次抗体と4℃でO / Nインキュベートする。 （：200希釈液1）二次抗体を追加し、NP40で数回洗浄する。
    2. NP40中で数回洗浄し、その後DAPI（1：1,000）を追加し、10分間、その後の洗浄を繰り返します。プロトコルが完了したIF回、卵室にPBS中50％グリセロールの200μlを添加し、室温で2時間放置。
    3. 、溶液を除去し、PBS中70％のグリセロールと交換し、そしてホイルでカバーしています。取り付けの準備が整うまで4ᵒCでサンプルを置きます。一方、ステップ3に進みます。

グリセリンゼリースライド3.事前準備

  1. スパチュラを使用してゼリーグリセリンの少なくとも4 mlで測定し、ハーフウェイマークにガラス細胞培養管を埋める。 30分間55℃の水浴中でグリセリンゼリーを溶かす。
  2. 2顕微鏡スライド上に原液からのグリセロールの小滴、約300μLを、注ぐ。組織を使用して、薄い1aにグリセロールを広めるスライドの各々にわたるヤー。これは、ベースを提供し、ステップ5.6で、グリセリンゼリーを容易に除去することができます。
  3. フィルタリング千μlのピペットチップのオフ先端をカット。各顕微鏡スライドにゼリーゆっくり暖かいグリセリンの1,000〜1,500μLを転送するために使用するカットピペットチップ。バブルを防ぐために注意してください。
  4. グリセリンゼリースライドを設定するために、室温で5分間座ってみましょう。
  5. 60ミリメートル×15ミリメートルのペトリ皿内の各グリセリンゼリースライドを配置し、ラップでカバーしています。 4℃CO / Nにおける場所。必要に応じて、ストアは4℃で最長5日間ゼリースライドグリセリン。

4.取付エッグチェンバース

  1. ステップ2.5、1グリセリンゼリースライド全体で70％のグリセロールで卵室のピペットいくつかの3μlの滴からのサンプルを使用して。すべての卵室は、このスライド上になるまでピペッティング3μlの滴を続行。各ドロップは、少なくとも10卵室が含まれていることを確認してください。一方、55℃の水浴中でグリセリンゼリーの培養管を加熱する。
  2. 解剖顕微鏡下で卵室とグリセリンゼリースライドを置きます。卵室のみ一滴の視野（ 図1B）になるように倍率を調整する。
  3. スプーンのように30ゲージの針を用いて、所望の段階の卵室を拾う。必要な場合には、ナイフなどの針を用いて卵巣小管チェーンから目的の卵室を分離する。
  4. イメージングに干渉する可能性デブリを回避するために、前方（ 図1E -1）左に向けて、第グリセリンゼリースライドに卵室を転送する。少なくとも7つの卵室があるまで繰り返し列（ 図1C）に並んだ。
  5. すべての目的の卵室は第二グリセリンゼリースライドに転送されるまで、7の新しい列を形成する。
  6. 組織とねじれの小片を切り取り。軽くそれぞれ1に触れて、卵室から過剰のPBS-グリセロールを吸収するために使用します。卵室を削除しないように注意してください。
  7. 断つフィルタリング200μlのピペットチップの先端。卵室のすべての列をカバーするために、グリセリンゼリー150μlのを転送するために使用します。
    注：列をカバーするのに必要なグリセリンゼリーの量は卵室段と列の数に基づいている。量を調整することができる。
  8. グリセリンゼリーのトップ層が完全に（ 図1D）固化するまで取り付けられた卵室は室温で5分間座ってみましょう。
  9. 置き60ミリメートル×15ミリメートルのペトリ皿に搭載された卵室のスライドとは、ラップでカバーしています。 4℃CO / Nでストア（光退色が懸念される場合には、暗所で行わ）グリセリンゼリー層が一緒に固化することを可能にする。

イメージング用エッグチェンバースの5準備

  1. 解剖顕微鏡下に取り付けられた卵室のスライドを置きます。卵室の1列のみが視野に入るように倍率を調整する。
  2. 45°の角度ミニチュアメスを用いて、straigをカット（卵室の後側に近い）卵室の最初の列の右側に沿ってhtのライン。 （ 図1D-E）
  3. 次に、列の最後の卵室上部の最初の卵室の上下にカット。この時点で、卵室の列には、三方をカットする必要があります。
  4. 卵室（ 図1E -3）の前方側にできる限り近いマイクロナイフ、列の左側に沿ってスライスし、使用。
  5. カットカラムに冷たい1X PBT100μlのピペット。
  6. スライド上の残りの部分を残して、卵室のカット列の三辺の周りに余分なグリセリンゼリーを削除し、破棄するように丸い刃へらを使用してください。
  7. 卵室の前方側で行われたカットでへらを挿入し、主要グリセリンゼリーブロックから列を分離する。
  8. 反転した（5.8.1）または直立のどちらかのためのサンプル（5.8.2）顕微鏡を準備します。
    1. 倒立顕微鏡用：転送トン卵室の前方側を下に向けてカバースリップに卵室の彼が列。グリセリンゼリーのすべての列を削除し、マウントされるまで繰り返します5.2から5.8を繰り返します。乾燥からそれらを防ぐために卵室の各ブロックの上に50％のPBS-グリセロールの滴のカップルを追加します。直接カバースリップ上の画像卵室。
    2. 正立顕微鏡の場合：前方側を上にして顕微鏡スライドに卵室の列を転送します。グリセリンゼリーのすべての列が削除され、顕微鏡スライドにマウントされるまで繰り返します5.2から5.9を繰り返します。 ＃1 1/2カバーガラスで卵室とカバーブロックの各ブロックの上に50％のPBS-グリセロールの滴のカップルを追加します。

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結果

直立イメージング法は、私たちはステージ8の前方濾胞上皮に直接卵胞細胞の運命のための一般的なマーカーを細胞の組織を見ることができ、目の不在（EYA）タンパク質だけでなく、核DNAマーカーDAPIは、さえ発現を示した細胞のこの分野全体で、すべてのセルが同様の染色強度（ 図2B」）で見ることができることを実証した。サイトカインUPDに応答して調節されるタンパク質は、しかし、可変パターンおよび発現レベルを示した。ポーラー細胞が卵の発達16,17のこの段階に頂端の前にUPDをリリースするので、STATが時々そうであった極性細胞、約放射状に活性化されることが予想される。しばしば、しかし、我々はSLBO含むSTATの下流の標的は、より複雑な発現パターンを有していたことを観察した。例えば、SLBO発現のためのGFPレポーターは、ほとんどに登場し、すべてではないが、極性細胞（ 図2Bを囲まれたセルを、そしてマンを参照してください） 当期らる。我々は、接着性の変化を反映している可能性がある、E-カドヘリン発現/局在化（ 図2B ...

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ディスカッション

ここでは、エンド·オン視点から卵室を開発し、マウントする方法を説明し、画像小。イメージング卵室のための一般的な技術は、横方向の景色のために最適化し、蛍光抗体で染色したときに主に内外方向包細胞の正確な可視化を可能にしている。複数の焦点面を見るのZ-スタックまたは3次元再構成助剤の使用が、それでも楕円形の卵室（ 図2D）の極の細胞内解像度には不十分である。このような超解像として最新顕微鏡技術を部分的に克服することができるが、これらの方法は高価であり、常に利用可能ではない。我々は、はるかに小さい卵室に使用するショウジョウバエ胚24,25直立イメージングプロトコルを適応している。胚に比べて卵室のはるかに小さいサイズを考慮するための方法でいくつかの重要な変更があります。記載された技術の重要な要素は、物理的なSEPARです胚が要求されていない個々のチャンバ、のATION。もう1つの変更点は、（4.4）を搭載中に第2のグリセリンゼリースライドを使用することである。卵チャンバのサイズおよび他の卵室の茎細胞を介してそれらの結合は、針で操作を必要とし、グリセリンゼリーの破壊につながる。したがって、卵室...

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開示事項

著者には競合する金銭的利益はありません。

謝辞

私たちは、ハエコミュニティのメンバー、特にデニス・モンテル博士、リン・クーリー博士、ペルニル・ロース博士からの試薬に対する支援に感謝します。Flybase、Bloomington Drosophila Stock Center、Developmental Studies Hybridoma Bankにそれぞれ情報を提供し、フライストックと抗体を提供していただいたことに感謝します。 LMは、教育省の助成金、GAANN(Graduate Assistance in the Areas of National Need)トレーニングフェローシップ(P200A120017)、およびNIGMSの学生開発最大化イニシアチブ助成金(2 R25-GM55036)によってサポートされています。 顕微鏡研究の一部は、NSF MRI助成金DBI-0722569およびKeith R. Porter Core Imaging Facilityによって支援されました。 研究は、MSGに授与されたNSF CAREER Award(1054422)とMarch of DimesのBasil O'Connor Starter Scholar Awardによって部分的に支援されました。

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材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
0.1 M リン酸カリウム緩衝液 (KPO4 Buffer)3.1 g の NaH2PO4&bull を加えます。H2Oと10.9gのNa2HPO4(無水)を蒸留したH2Oにすると、1Lの容量になります。最終溶液のpHは7.4になります。このバッファーは、4°Cで最大1ヶ月間保存できます。
16%パラホルムアルデヒド水溶液、EMグレードの電子顕微鏡科学15710メタノールフリーでGFP蛍光
30G x 1/2インチの針 VWRBD305106規則的な斜角
活動的な乾燥のイーストジェネシー科学62-103女性のハエを太らせるために
ウシの血清アルブミンPAA細胞培養会社A15-701NP40で使用されなさい 洗浄緩衝液
デュモン #5 鉗子の精密科学用具11295-10Dumostarの合金、biologieの先端; 鋭い先端は卵巣の解剖
のために必要であるDAPI(4′,6-ジアミジノ-2-フェニルインドール二塩酸塩)Sigma AldrichD95425 mg/ml 原液  
ウシ胎児血清(FBS)Life Technologies16140-071サプリメント解剖培地(10%)に追加 
ガラス培養管VWR47729-57614 ml
ガラス窪みスライドVWR470019-020厚さ 1.2 mm ダブルキャビティ
グリセリン ゼリー Electron Microsocpy Sciences17998-10封入剤
グリセロールIBI ScientificIB15760 70% in PBS
IGEPAL CA-630Sigma AldrichI3021-500ML(Nonidet P-40と交換可能) NP40 Wash Bufferに使用 
ライカ蛍光ステレオスコープ ライカマイクロシステムズ
ライカSP5共焦点顕微鏡ライカマイクロシステムズ40x/0.55NA ドライ対物レンズ 
マイクロスパチュラ VWR82027-518ステンレス鋼
顕微鏡スライドVWR16004-36875x25x1 mm
NP40 洗浄バッファー50 mM TRIS-HCl、150 mM NaCl、0.5% Ipegal、1 mg/ml BSA、および 0.02% アジ化ナトリウム
ペニシリン-ストレプトマイシン-グルタミンライフテクノロジー10378-016解剖媒体 (0.6X)
トリディッシュ ポリステリン、滅菌済みVWR82050-54860 W x 15 H mm
Phosphate Buffer 生理食塩水Sigma AldrichP3813-10PAK10 パック
リン酸カリウム二塩基性Sigma AldrichP3786-500G0.1 M KPO4 Buffer 
リン酸カリウム一塩基性Sigma AldrichP9791-500G0.1 M KPO4バッファーに使用 
[header]
シュナイダー's Insect MediumLife Technologies
11720018		L-グルタミンと重曹
アジ化ナトリウムSigma AldrichS2002-25G蛍光抗体染色に使用
塩化ナトリウムSigma AldrichS3014-500GNP40 洗浄バッファーに使用
TRIS-HClIBI ScientificIB701441 M TRIS-HCl, pH 7.4
Volocity 3D Image解析ソフトウェアPerkinElmer共焦点Zスタックの処理用
のズ ペ 粉末

参考文献

  1. Hudson, A. M., Cooley, L. Methods for studying oogenesis. Methods. 68 (1), 207-217 (2014).
  2. Bastock, R., St Johnston, D. Drosophila oogenesis. Curr Biol. 18 (23), R1082-R1087 (2008).
  3. Wu, X., Tanwar, P. S., Raftery, L. A. Drosophila follicle cells: morphogenesis in an eggshell. Semin Cell Dev Biol. 19 (3), 271-282 (2008).
  4. Bilder, D., Haigo, S. L. Expanding the morphogenetic repertoire: perspectives from the Drosophila egg. Dev Cell. 22 (1), 12-23 (2012).
  5. Montell, D. J., Yoon, W. H., Starz-Gaiano, M. Group choreography: mechanisms orchestrating the collective movement of border cells. Nat Rev Mol Cell Biol. 13 (10), 631-645 (2012).
  6. Spradling, A. C., Bate, M., Marinez-Arias, A. Developmental genetics of oogenesis. The Development of Drosophila melanogaster. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, NY. 1-70 (1993).
  7. Montell, D. J. Border-cell migration: the race is on. Nat Rev Mol Cell Biol. 4 (1), 13-24 (2003).
  8. Silver, D., Geisbrecht, E., Montell, D. Requirement for JAK/STAT signaling throughout border cell migration in Drosophila. Development. 132 (15), 3483-3492 (2005).
  9. Ghiglione, C., et al. The Drosophila cytokine receptor Domeless controls border cell migration and epithelial polarization during oogenesis. Development. 129 (23), 5437-5447 (2002).
  10. Denef, N., Schüpbach, T. Patterning: JAK-STAT signalling in the Drosophila follicular epithelium. Curr Biol. 13 (10), R388-R390 (2003).
  11. Beccari, S., Teixeira, L., Rørth, P. The JAK/STAT pathway is required for border cell migration during Drosophila oogenesis. Mech Dev. 111 (1-2), 115-123 (2002).
  12. Montell, D., Rorth, P., Spradling, A. slow border cells, a locus required for a developmentally regulated cell migration during oogenesis, encodes Drosophila C/EBP. Cell. 71 (1), 51-62 (1992).
  13. Xi, R., McGregor, J., Harrison, D. A gradient of JAK pathway activity patterns the anterior-posterior axis of the follicular epithelium. Dev Cell. 4 (2), 167-177 (2003).
  14. Toomre, D., Bewersdorf, J. A new wave of cellular imaging. Annu Rev Cell Dev Biol. 26, 285-314 (2010).
  15. McDonald, J., Pinheiro, E., Kadlec, L., Schupbach, T., Montell, D. Multiple EGFR ligands participate in guiding migrating border cells. Dev Biol. 296 (1), 94-103 (2006).
  16. Van de Bor, V., Zimniak, G., Cérézo, D., Schaub, S., Noselli, S. Asymmetric localisation of cytokine mRNA is essential for JAK/STAT activation during cell invasiveness. Development. 138 (7), 1383-1393 (2011).
  17. Hayashi, Y., et al. Glypicans regulate JAK/STAT signaling and distribution of the Unpaired morphogen. Development. 139 (22), 4162-4171 (2012).
  18. Airoldi, S. J., McLean, P. F., Shimada, Y., Cooley, L. Intercellular protein movement in syncytial Drosophila follicle cells. J Cell Sci. 124 (Pt 23), 4077-4086 (2011).
  19. Rørth, P., et al. Systematic gain-of-function genetics in Drosophila). Development. 125 (6), 1049-1057 (1998).
  20. Lee, T., Lee, A., Luo, L. Development of the Drosophila mushroom bodies: sequential generation of three distinct types of neurons from a neuroblast. Development. 126 (18), 4065-4076 (1999).
  21. Shimada, Y., Burn, K. M., Niwa, R., Cooley, L. Reversible response of protein localization and microtubule organization to nutrient stress during Drosophila early oogenesis. Dev Biol. 355 (2), 250-262 (2011).
  22. Quiñones-Coello, A. T., et al. Exploring strategies for protein trapping in Drosophila. Genetics. 175 (3), 1089-1104 (2007).
  23. Buszczak, M., et al. The carnegie protein trap library: a versatile tool for Drosophila developmental studies. Genetics. 175 (3), 1505-1531 (2007).
  24. Belu, M., et al. Upright imaging of Drosophila embryos. J Vis Exp. (43), (2010).
  25. Witzberger, M. M., Fitzpatrick, J. A., Crowley, J. C., Minden, J. S. End-on imaging: a new perspective on dorsoventral development in Drosophila embryos. Dev Dyn. 237 (11), 3252-3259 (2008).

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