方法論記事

ツールとしての迷走神経刺激は、絶滅の学習のための関連経路の可塑性を誘導するために

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DOI：

10.3791/53032

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2015年8月21日

 ,  ,  , 
1School of Behavioral and Brain Sciences, The University of Texas at Dallas

この記事について

サマリー

迷走神経刺激（VNS）は、行動の範囲を変更するには、前脳にターゲットを絞ったシナプス可塑性を誘導するためのツールと​​して浮上しています。このプロトコルは、恐怖の絶滅メモリの統合を容易にするためにVNSを実装する方法について説明します。

要約

Extinctionは、中立的な刺激に対する行動反応が、その行動を維持してきた強化を提供しなくなったときに、その反応を弱めるプロセスを説明しています。恐怖と人間の不安との間には密接な関係があるため、絶滅学習の研究は、心的外傷後ストレス障害などの不安関連障害の生物学的性質についての洞察を提供し、それらを治療するための戦略を開発するのに役立つ可能性があります。前臨床研究は、消滅学習を支援し、新たに形成された記憶を強化するために、消滅回路に標的を絞った可塑性を誘導することを目的としています。迷走神経刺激法(VNS)は、神経伝達物質の時間的および回路特異的な放出を緊密に行う強力なアプローチであり、その結果、進行中のタスクに関与するニューロンネットワークの調節がもたらされます。VNSはラットとヒトの両方で記憶の固定化を促進し、VNSと条件付き手がかりへの曝露を組み合わせると、ラットの消滅学習の統合が促進されます。ここでは、カスタムメイドの部品の準備と、ラットのVNSに必要な外科的処置に関する詳細なプロトコルを提供します。このプロトコルを使用して、VNSが聴覚恐怖条件付けタスクにおける条件付け恐怖反応の消滅をどのように促進できるかを示します。さらに、VNSは、消滅記憶の発現と調節に関与する扁桃体(BLA)の基底外側複合体(BLA)との後辺縁下(IL)内側前頭前野との間の経路でシナプス可塑性を調節するという証拠を提供します。

概要

古典的恐怖条件付けは、不安障害の生物学的基礎を研究するために広く使用されている動物モデルを提供します。恐怖条件付け、嫌悪刺激（無条件刺激、米国、 例えば、フットショック）中にこのようなトーンおよび/ ​​またはコンテキスト（; CS条件刺激）として、中性刺激と一緒に提示されています。恐怖条件付けの間、CSと米国との間の関連が形成されています。最終的にはCSの提示だけでは恐怖反応（; CR条件反応）を誘発します。恐怖消去では、CSは、CRが徐々に1を減少させる、米国の非存在下で繰り返し提示されています。このように、条件付け恐怖の絶滅は、彼らはもはや嫌悪結果を予測する際、中性刺激に恐ろしい行動反応が減衰していないされているアクティブなプロセスです。馴化応答の消滅を学習団体と競合新しい思い出の統合を必要とします。不安障害の特徴はIMPAですIRED絶滅2-4。このように、動物モデルでの馴化恐怖の絶滅は、阻害学習と人間の不安障害5,6のための行動療法のモデルとしての両方の重要なパラダイムとして機能します。

恐怖と人間の不安との間に密接な対応があるので、これらの研究は、このような心的外傷後ストレス障害などの不安関連障害の生物学的性質への洞察を提供することができ、それらを扱うための戦略を開発するために役立つと考えられています。前臨床研究の重要な目標は、絶滅の学習を支援するために絶滅の学習を統合するために絶滅回路にターゲットを絞った可塑性を誘導することです。迷走神経刺激（VNS）の継続的な作業に従事した脳領域およびシナプスの緊密な時間的および回路固有の変調を提供するために使用されるかもしれない低侵襲neuroprostheticアプローチです。持っているテキサス大学ダラス校のMichael Kilgardのグループからの最近の一連の研究個別の感覚や運動刺激とその対VNSを示す（ 例えば、音やレバープル）が耳鳴り7を治療するため、または脳卒中8-10次の運動障害を克服するために皮質の可塑性を促進する上で非常に有効です。また、同様に、学習後の短い時間窓内で発生する非偶発VNS、皮質可塑性を促進し、ラットおよびヒト11-13でメモリの統合を強化します。

副交感神経経路における迷走神経の役割を考慮すると、それはメモリとシナプス可塑性の調節に関与することができることは驚くべきことではありません。非常に感情的なイベントは、非感情的な思い出よりも強い思い出を生成する傾向があります。これは、メモリの統合のストレスホルモンの影響に起因する可能性が高いです。ストレスホルモンのアドレナリンの訓練後の投与は、ヒトおよび非ヒト動物における記憶の固定を強化するが、アドレナリンは、15血液脳関門14を通過しません。そのため、ストレス誘導アドレナリン放出は、メモリの統合を強化するために、間接的に脳に影響を与える必要があります。強力な証拠が迷走神経は、アドレナリンと脳循環との間のリンクであることを示唆しています。宮下とウィリアムズ16は、アドレナリンの全身投与は迷走神経発火を増加し、扁桃体17にノルエピネフリンのレベルを増加させたことがわかりました。 βアドレナリン受容体は迷走神経が長期メモリに感情的に喚起する経験をオン経路の役割を果たしていることを示唆している扁桃体18にブロックされているときにアドレナリンの全身投与は、メモリの統合を強化していません。

このように、訓練をVNSをペアリングすると、ラット19,20における絶滅学習の統合を強化する補強材の存在しない状態で条件付け手がかりにメモリの統合と露出をサポートする脳の変化を強化する可能性を秘めています。ここでは、VNS ​​Aの使用を記載していますSAツールは、皮質の可塑性を促進し、条件付け恐怖応答の消滅を容易にします。

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プロトコル

このプロトコルで説明されているすべての手順は、実験動物の管理と使用に関するNI​​Hガイドに従って実施されており、これらはテキサス大学ダラス校の施設内動物管理使用委員会によって承認されました。

VNS袖口の1建設

  1. 22½G針の鋭い端をソーイングすることにより掘削ツールを作成します。
  2. 金属ファイルの上に平らに数回22½G針のようになりまし平滑末端を実行します。それを回転させながらファイルに45°の角度で針を保持し、ファイルにそれを数回実行します。これは、金属が内側に薄く、畳むになる場合があります。注意：針の切断端にメスの先端を挿入し、金属を広げるために、いくつかの下向きの力で回転します。
  3. セクション1の残りの手順のための拡大鏡、双眼鏡を使用してください。
  4. メス（10または15ブレード）を使用すると、チューブの4ミリメートルセグメントをカット。
  5. 上の1つの4mmセグメントを配置します小さなドリルビットまたは他の同様の形状のツール。これは、操作されている間、所定の位置にチューブを保持することです。
  6. チューブ（ 図1A）に4つの穴を開けます。穴は2mm角により2mmの4点を確認する必要があり、ノー荒削りできれいにする必要があります。
    注：掘削工具は（ステップ1.2）ごとに2つまたは3つの穴resharpenedする必要があります。この手順で問題がほぼ確実に十分シャープではありません掘削工具に起因するものです。
  7. 二つの穴は、カット（ 図1B）のいずれかの側に終わるようにドリルビットにまだチューブを、穴の間に縦方向にチューブをカットするためにメスを使用しています。
  8. 縫い針と縫合糸を使用して、迷走神経の周囲にカフの最終的な配置のためにリギングを作成するための穴を通して縫合糸を渡します。カフ内の針を開始し、外部（ 図1C）から隣接する穴から戻って、穴の1つを介して、それを渡します。 threaを結びますDプラスチックから一緒に1〜2センチようにチューブとスレッドが三角形を作ります。結び目後のスレッドの~8センチ許可とトリム。カットの反対側の穴のためのプロセスを繰り返します。チューブは現在、有線する準備ができました。
  9. 袖口のためのワイヤを準備します。
    1. 70ミリメートルのセグメントにプラチナイリジウム線をカットします。
    2. ジュエリートーチのための最高のヒントを使用して、可能な限り洗練されて、ワイヤからプラスチックコーティングの〜1cmにストリップするためにそれを使用する青色の中心とシャープな炎を作成します。小さなボールを作成するために、ワイヤのむき出し部分に難の青い中心を適用します。一緒に7ストランドを融合するために剥離された部分のいくつかの点に難の青い中心を適用します。これらのスポットでワイヤがねじれるように見えます。
    3. 線の反対側の端に、小さなボールを作成するために、最後に難の青い中心を適用します。この端部にプラスチックを除去最小化します。
  10. カフ（ 図1D）をワイヤ。
    注：スイートセクション1.10でPSは拡大双眼鏡の下で行われなければなりません。
    1. テープそれはカットが水平に延びるように配向されるように、スレッドを使用してダウンカフ。カフがオープン引っ張られ、その後、糸を下にテープであるように、タイトなスレッドを引き出します。
    2. ＃5鉗子で準備された電線の被覆の側のボール状の端をつかみ、右下の穴から押してください。カフの真ん中にワイヤの端部を残して、穴から鉗子を引き出します。
    3. （現在カフの中央）ストリッピングワイヤのボール状端部を再把握し、右上の穴を通って、それを押してください。カフの上部側のカフとルーズを完全に渡されたワイヤーを残して、穴から鉗子を引き出します。
    4. （今トップ側のカフ外）むき線のボール状端部を再把握し、内側から右上の穴を通してそれを押し戻します。線の反対側の端に引っ張ることによって試験：ワイヤが所定の位置にしっかりするまで、そうすることを続行します。
      注意：このプロセスの間には、ワイヤのストリッピング/絶縁部分を区別することが重要です。最終的には、カフの「谷」に配置されているワイヤが取り除かれなければならないが、（下端部にカフ外）底穴下のすべてが絶縁されなければなりません。これは、迷走神経への電流の供給を保証します。
    5. 絶縁側のボール状端をつかみ、カフの内側から右下の穴に差し込み、一度それを周りにループ。
    6. 2本のワイヤは、チューブ、右側に1左側の一方に固定してしまうように、カフの左側に1.10.5 - 、手順1.10.2を繰り返します。
    7. 穴を上に向けて援助の手の腕の中に金色のピンを配置します。フラックスで穴を埋めます。
    8. ピンに（今カフに取り付けられた）は、ワイヤの絶縁端を半田付けします。
    9. はんだを冷却し、再度それを溶融することを可能にします。これは、ワイヤの端部とIとの間の良好な接続を保証しますピンのnside。必要に応じてより多くのはんだを適用します。第2のワイヤのために繰り返します。
    10. リード線は右に実行して、恒久的なマーカーでカフの先頭をマークします。また、トップリードに取り付けられた金のピンをマーク。

VNS入力サイトのヘッドキャップの2建設

  1. 26 AWG銅線の30ミリメートルのセグメントをカットします。各端に小さな部分を取り除きます。
  2. 緩い金色のピンを狭い方の端をカットし、金のピンの切断端にワイヤのむき出し部分を半田付けします。各所望の入力サイトのための2つのワイヤ/ピン化合物を作成します。助けの手にコネクタを置き、コネクタ（ 図2G）の2フラックスの歯のそれぞれにワイヤ/ピン化合物のワイヤ端をはんだ付けします。
  3. シャーピーとワイヤのマーク1。手術中に、マークされていない配線に著しいワイヤ吻側でインプラントを配置します。

3. VNS手術

  1. vaguの処理のためのカスタムガラスツールを作成します。手術中の神経。
    1. それは長い先細り先端部を有するように、マイクロピペットを引くためにホウケイ酸ガラスを使用してください。全くピペットプラーを使用できない場合は、長辺を作成するために、ガラスを破ります。
    2. 厚手の布でピペットの非テーパー状の端部を保持する（やけどを防ぐために）とテーパ端に宝石トーチから青い炎を印加しながら、滑らかな耐火性の面にテーパー/切断端を押してください。それは、表面に押されているガラスが曲がります。フックやJ形状が形成されるまで炎を適用します。
  2. VNSの外科手術
    1. すべてのツールを収集し、滅菌します。衛生、加熱された手術領域を準備します。
    2. ケタミン/キシラジン（85 mgの/ kgを、5mgの/ kg、腹腔内）で動物を麻酔。つま先および/またはテールピンチに応答して動物の発声と離脱反射を監視することにより、麻酔面の深さを評価します。
    3. 動物の首の頭の上と左サイドを剃ります。鉱山労働者と動物の目を保護アル油または眼軟膏。剃毛領域にガーゼでアルコールその後、ヨウ素クレンジングガーゼを含む溶液とを適用します。一回繰り返します。
    4. 頭の上にマーカイン皮下0.05ミリリットルを注入し、定位固定装置に動物を配置しながらボーラスが分散することができます。
    5. ラムダとブレグマの両方を公開するために頭蓋骨の皮膚に切開を作るためにメスを使用してください。首の左側に耳の前の左側面を下に切開部位からトンネル皮下に鈍鉗子を使用して、カフのパスを準備します。
    6. 止血剤とのオープン切開部位を引き出します。綿棒を使用して、任意の残りの組織を除去するために露出頭蓋骨に過酸化水素を加えます。
    7. メスを用いて、アンカーのネジを配置する頭蓋骨に2浅いスターター穴を開ける。彼らは十分離れてインプラントのスペースを確保するために、配置されたが、周囲の組織に近づきすぎないようにする必要があります。正中線上に直接ネジを配置しないでください。
      1. 力でPS、ドライバーは、両方の穴に骨ネジをドライブ。アクリルネジの下や周囲に記入するためのスペースを確保するために、頭蓋骨の表面の上3mmの - ネジは、キャップ2と、穴にタイトにする必要があります。
    8. 周囲の組織を避け、周りに、およびアクリル少量のネジの間に、下のスペースを埋めます。そして、2本のネジの間の頭蓋骨の途中でアクリルを大量に配置します。
    9. マークされたワイヤがマークされていないワイヤに吻側に向け、迅速に金色のピン、クラスプエリア、または上の入力部位にアクリルを取得しないように注意しながら、アクリルでインプラントを配置されるようにインプラントをつかみます。一度乾燥するまで〜5分を設定することができ位置付け。これは、支援のために定位のアームを使用して行うことができます。アクリルの低粘度のブレンドとインプラントと頭蓋骨の間の任意の亀裂やギャップを埋めます。乾燥することができます。
    10. 3.2節の残りの手順のための拡大鏡、双眼鏡を使用してください。
    11. 目を削除定位固定装置から電子動物。腹の位置に向かってわずかに回転させる、その右側に動物を置きます。
    12. 左頸静脈で約小さな切開を行います。顎の骨や鎖骨を切開部位にほぼ等距離である必要があります。筋層に達するまで鈍的切開を使用して切開部を広げます。胸骨、胸骨舌骨、および肩甲舌骨筋が表示されるはずです。オープンサイトを維持するために、筋肉の開創を使用してください。
    13. 筋肉の自然畝に沿って鈍い解剖を続行します。頸動脈のパルスを探します。パルス化に向けて筋を通して見出しは、頸動脈を明らかにします。筋肉の開創と筋肉を引き戻します。頸動脈を含むシースはまた、迷走神経が含まれています。慎重にはさみでシースを解剖鈍ら。
    14. 迷走神経を識別します。これは、頸動脈鞘で最大の神経であり、動脈の動物の左側に通常しかし、いずれの側にあります。カスタムガラスツールに切り替えて、頸動脈から迷走神経を分離します。神経は、少なくとも5ミリメートルのための任意の他の組織があってはなりません。
    15. 頭の上に切開から、リード線の反対側にカフ側のスレッドを使用して、鉗子や小さな止血を使用して、以前に作られた皮下トンネルを通って袖口を引っ張ります。首に切開部位に組織を通って、それを押してください。
    16. 静かにガラス器具を使用して神経を持ち上げ、神経の下リード反対カフ側のスレッドを押してください。神経擦れないように注意しながら、すべての方法を介してスレッドを引き出します。カフは、神経のすぐ隣にあるべきです。
    17. カフは、優れたマーク「トップ」側に配向していることを確認します。カフの中央に神経をドロップします。神経は今カフ（ 図2B）の谷に両方のワイヤを跨ぐ必要があります。カフを閉じるために一緒にスレッドを接続します。
    18. ヘッドキャップに、刺激入力サイト上の金色のピンにカフに取り付けられたピンを差し込みます。シミュレーション入力サイト上のほとんどの前歯に取り付けられた金のピンにマークされたピンを差し込みます。
    19. カフが適切に迷走神経を刺激することを確認するには、ヘッドキャップに刺激入力部位に刺激を接続し、刺激（10秒まで0.2ミリアンペア、60ヘルツを）実行する、ことによって呼吸テストの停止を行います。呼吸は簡単に停止する必要がありますし、心拍数が低下する必要があり、カフの機能を検証します。
    20. アクリルで刺激入力サイト上のピンを固定します。配線をカバーし、露出したピンとワイヤがショートにつながらないことを確認します。任意のバンプを取り繕うために、または任意のギャップを埋めるためにアクリルを使用します。乾燥することができます。
    21. 縫合糸は、両方の切開部位を閉じました。首の切開部位に近い0.05ミリリットルマーカインを皮下に注入します。切開部位に抗生物質軟膏を適用します。必要に応じて、への刺激入力サイト上の所定の位置にオスコネクタを残します治癒過程中の損傷または閉塞を防止します。
    22. 抗生物質で治療し、適切な鎮痛を含む標準的な術後のケアに従ってください。彼らは移動性を取り戻した後、動物飼育施設に動物を返します。回復のための5日を許可します。実験の残りのために単独で、ヘッドキャップの最大の寿命と機能を確保家の動物に。
      注：偽VNSラットは同じ手術を受ける、しかし回路はヘッドキャップのレベルで短いように設計されている（ すなわち、ヘッドキャップが注入され、迷走神経は、頸動脈から分離されているが、何の電極カフは、周囲に配置されていません神経）。

4.聴覚恐怖条件付け

注：これらの実験の目的は、絶滅を高めることであるため、この恐怖条件付けプロトコルは、21ほとんどのより集約的です。簡単に消滅する穏やかな恐怖条件付けで、床効果は、この拡張機能を不明瞭にすることができます。

  1. 食物および水を自由摂取アクセスの 12時間の明/暗サイクルの家の動物。手術からの回復の間、毎日、動物を扱います。
  2. 音響減衰チャンバー（ 図2C）に収容されたオペラント箱から成る、コンディショニングおよびテスト装置を設定します。オペラント箱は、20×20×20センチメートル透明なプラスチックの壁を有しており、足の衝撃発生器に接続されているステンレス鋼の格子床を有します。ビデオ録画のためのチャンバーを照らすためにホワイトハウス光を使用してください。条件刺激として9 kHzで、85デシベルSPLトーンを使用してください。
  3. オペラントボックスの上に、チャンバー内に位置し、デジタルカメラを使用して、レコードの挙動。表示と動作の部屋の外に配置されたコンピュータ上のセッションを監視します。後の分析のためにビデオを保存します。
  4. 嗅覚を排除するために、各セッションの前と後の70％エタノールでチャンバを拭いてください。
  5. 2日（ 図3A）のために、ラットを恐怖条件。ラットはしていないことを確認してください初日に5トーン（9 kHzの、85デシベル、30秒）を提示することによって音のnately恐れ。凍結のレベルが無視できることを確認してください。
    1. 2日連続のそれぞれに8トーンフットショック（1秒、0.5ミリアンペア）のペアとの最初のトーンのプレゼンテーションに従ってください。二日目に再びトーンフットショックのペアを繰り返します。すべての試験のために3分を平均し、2と4分の間に刺激間間隔（ISI）を変化させます。ショックが音の間に発生するポイントをランダム化します。
  6. 三日目に、トーン/ショック関連の強さをテストします。 footshocksの非存在下での3のISI、4、または5分（4分の平均）との4トーンを再生し、トーンのプレゼンテーション中に馴化恐怖反応の対策として、刺激間インターバルの間に動物の凍結挙動を記録（CFR）。
  7. 4日目に、VNSまたはシャムVNSと絶滅のトレーニングを開始します。
    1. stimulatoからオスコネクタを挿入することにより、刺激にラットを差し込み刺激入力部位にrをチャンバー（ 図2A、2C）に動物を配置します。 30 Hzで0.4ミリアンペア、500マイクロ秒のパルス幅に刺激を設定します。音の開始前に150ミリ秒を開始し、30.15秒の全持続時間に刺激を設定します。動物を（ステップ4.6のように）4トーンを再生し、VNSまたは偽VNSで各トーンのプレゼンテーションをペアリング。
  8. 定期的にオシロスコープを使用して、カフと入力部位の電気的完全性をテストします。
    1. 通常通りに動物を接続し、オシロスコープに刺激からの出力を分割します。
    2. +20 V、-20 Vのようなオシロスコープの範囲を設定し、刺激を実行します。 30 Hzの刺激の波形をオシロスコープで表示されるはずです。サイズが10 Vを超える刺激は高インピーダンスになり、不適切に機能してカフ又は刺激入力サイトでの接続を示しています。
  9. 絶滅の訓練にVNSの効果をテストするには（ステップ4.6のように）第CFRのテストを実行します5日目の記録に時間がトーンのプレゼンテーション中に凍結および第CFRテスト（ステップ4.6）の間に記録されたベースラインの凍結と比較過ごしました。
  10. 処理条件に盲目である独立したオブザーバを使用してビデオを分析します。ストップウォッチを使用してトーンのプレゼンテーション中に凍結費やした時間を測定します。凍結は、ラットが急速に呼吸を呈する中、完全に不動のように定義されて頭を下げ、足22が広がっています。凍結挙動の分析は、2つのフェーズに分割することができます。トーンプレゼンテーション中や刺激間間隔中。

誘発フィールド電位のインビボレコーディング5.

注：このステップはオプションです。誘発電場電位（EFPの）は、標準的な手順23,24以下の定位固定装置に搭載されたイソフルラン麻酔したラットにおいて、復職の試験後24時間（5日目）に記録されています。

  1. すべてのツールを収集し、滅菌します。
  2. 透明なプラスチックチャンバー内のイソフルラン（5％、100％の酸素、流量1リットル/分）で麻酔を誘導します。つま先および/またはテールピンチに応答して動物の発声と離脱反射を監視することにより、麻酔面の深さを評価します。目を保護するために、鉱物油や眼軟膏を使用してください。
  3. 頭の上にマーカイン皮下0.05ミリリットルを注入し、ボーラスが分散することができます。頭蓋骨からヘッドキャップを除去するために、メスと止血剤を使用してください。ブレグマを曖昧にすることを避けるためにできるだけ力を使用してください。
  4. 定位固定装置に動物を置きます。ラムダとブレグマの両方を露出するように切開部を広げるためにメスを使用してください。ノーズコーンを介してイソフルラン（酸素100％で3％、流速1リットル/分）で麻酔面を維持します。
  5. infralimbic前頭前皮質（IL）と基底外側扁桃体（BLA）上記の頭蓋骨にドリル穴。とstimulat BLA（7.2、A / P：2.7、M / L 4.9ブレグマからD ​​/ V）に、ガラス微小電極（1-2メガオーム抵抗2MのKCl）を下げます内側前頭前皮質のIL領域へのイオン電極（D / V：4.6、A / P：3.0、M / L：ブレグマから0.7）（ 図4A）。
  6. BLAでのEFPを喚起するためにILを刺激します。 図4に示したデータは、以下の設定で取得された：最大フィールド応答を誘発最小電流強度の40％に相当する刺激強度を用いて、0.3ミリ秒の持続時間の刺激パルス（前に決定された入力-出力曲線に基づいて、ベースラインデータの収集）は、15秒毎に送達しました。
  7. シナプス可塑性を誘導する前に15分 - 10の最小のベースラインデータを収集します。
    注：シナプス可塑性を誘発するために使用されるプロトコルは、実験の要件に応じて変化し、慎重に各実験者が選択する必要があります。 図4Cのデータは呼び起こす最小電流強度で20秒のバースト間の間隔で、50ヘルツ（2秒）で100パルスの3バーストを次のEFPの変化を示しています最大フィールド応答をdは。
  8. 電場電位の負のピークに対応し、刺激アーティファクト後25ミリ秒 - 刺激アーティファクトの前に5ミリ秒のウィンドウの平均および5ミリ秒の窓の平均約20の間の差としてEFPの振幅を測定します。ベースラインにデータを正規化し、100％と10分間のベースラインの平均値を設定します。 EFP振幅の長期的な変化を評価するために- （50分の誘導後例えば 40）可塑性の誘導後、別の10分期間の平均EFP振幅を使用してください。
  9. 録画終了後、麻酔した動物を刎ねると脳を抽出します。電極配置の組織学的検証のための組織を準備します。

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結果

このセクションでは、ラットにおける条件付け恐怖応答の発現を減少させるために消光学習と組み合わせてVNSを用いることにより得ることができる結果の例を示します。 1日目及び2日目（聴覚恐怖条件付け）のために、ラットをfootshocksがトーンと​​ペアにされた聴覚恐怖条件付け作業に訓練しました。 3日目（前処理試験）で、トーンが凍結レベルを測定し、条件付け恐怖反応の獲得を推測するfootshocksの非存在下で発表されました。 4日目（治療）のラットは、グループ固有の絶滅のトレーニングと治療を受け：4トーンのプレゼンテーションがVNSまたは偽刺激や、偽刺激と拡張消光群では、20トーンのプレゼンテーションのいずれかと対になりました。凍結のレベルだけではCS（ポスト処理試験）（ 図3AのCFタイムライン）の4プレゼンテーションに応じて5日目で再度試験しました。共に非強化暴露限られた数の（4）を受けた動物絶滅段階中のnditionedトーンは以下の復職日（ 図3B）に馴化恐怖でわずかな減少を示します。対照的に、VNS治療ラットは、単一吸光トレーニングセッション...

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ディスカッション

ここでは、馴化の合図への曝露19の単一のセッション中に馴化恐怖の絶滅を容易にし、infralimbic皮質および20の学習消滅を媒介することができる基底外側扁桃体との間の経路における可塑性を調節するために使用されるプロトコルを提示します。このプロトコルの成功のための重要なステップは、絶滅のトレーニング中VNSの適切な配信です。そのため、特別なケアは、カフ電極の構造及び迷走神経の周りのカフの配置に与えられるべきです。カフ電極の建設プロセスでは、配線の露出部分が正しい位置にあることを確認することが重要です。同様に、手術中に、特別な努力が適切な位置にカフを配置するとカフと刺激間の回路は、実験の過程で無傷のままであるような場所で十分にそれを固定するためになされるべきです。カフの適切な機能は、bの必要があります（ステップ4.8で概説されるように）行動試験後に再び（ステップ3.2.20に概説されるように）、eは、手術後にチェック。

VNSは、中枢神経系で活性を調節するを通じてメカニズムは完全には理解されていません。子宮頸部迷走神経は、それぞれ

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開示事項

著者には競合する利益や対立はありません。

謝辞

この研究は、国立精神衛生研究所MH 086960-01A1 (Christa K. McIntyre)の支援を受けました。

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材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
アルコール
アトロピンフィッシャーA0132-5G
ベタジンヘンリー・シャイン69066950
過酸化水素 CVS209478
ケタミンヘンリー・シャイン 1129300
マルカインヘンリー シャイン6312615
鉱油CVS152355
ネオスポリンCVS629451
酸素ホーム デポ304179
ペニシリンフィッシャーPENNA-10MU
プロパンホーム デポ304182
キシラジンヘンリー・シャイン4019308
ツール
ジュエリートーチスミス機器23-1001D
ソーイングニードルウォルグリーン441831
#5鉗子(2)ファインサイエンスツール11254-20
はんだごてホームデポ 
AmScope SM-4TX-144A 3.5X-45X回路基板ブーム実体顕微鏡+ 144 LEDAmScopeSM-4TX-144A
ヘルピングハンズAMシステム 726200
メスブレードホルダーファインサイエンスツール10003-12
メタルヤスリホームデポ6601
定規ホームデプ202035324
湾曲止血 ファインサイエンスツール130009-12
ファインはさみファインサイエンスツール14058-09
スパチュラファインサイエンスツール
スモールドライバーホームデポ646507
磁気固定具リトラクションシステムファインサイエンスツール18200-04、18200-01、18200-05
パッドウォルグリーン30294
クリッパーウォルグリーン 277966
シャーピーステープル125328
リング鉗子ファイン サイエンス ツール11103-09
カスタム マイクロピペット ガラス ツール (J 字型およびストレート) - ホウケイ酸ガラスサッター機器B150-110-10
アドソン鉗子ファイン サイエンス ツール11006-12
袖口
チューブBraintree Scientific IncMRE-065
プラチナ イリジウム ワイヤーMedwire10IR9/49T
ゴールド ピンMill-Max1001-0-15-15-30-27-04-0
縫合糸Henry Schein100-5797
22 G 針フィッシャー 14-815-525
ペーパーテープフィッシャー 03-411-602
はんだホームデポ327793
フラックス ホームデポ300142
メスブレード、10または15Stoelting52173-10
Silastic Laboratory Tubing .51 mm ID x .94 mm ODFisher 508-002
ヘッドキャップ
コネクタ ピース (オス)オムネティクス コネクタ コーポレーションA25001-004
ヘッドキャップ ピース (メス)オムネティクス コネクタコーポレーション A24001-004
ティーツ デンタル アクリル、液体、粉末AMシステム525000、526000
26ゲージソリッド銅線ステープル1016882  
手術
骨ネジStoelting+CB33:C6151457
メスの刃、10または15Stoelting52173-10
1 ml注射器Fisher14-826-261
22 G NeedlesFisher 14-815-525
27 G ニードルフィッシャー14-826-48
2" x 2" ガーゼフィッシャー22-362-178
スワブフィッシャー19-120-472
子犬パッドPetCo1310747
キム ワイプフィッシャー06-666-A
チャンバーと行動設定 
ハスキーメタルフロントベースキャビネット(30WX19DX34H)ホームデポ100607961
静かなバリア­HD防音材(シート)(PSA)soundproofcow.com10203041
10432400
絶縁パルス刺激装置モデル2100AMシステム720000
デジタルカメラ soundproofcow.com、ロジクールウェブカメラC210クールB003LVZO88
MatLabMathworks.com
Sinometer 10 MHz シングルチャンネルオシロスコープSinometerCQ5010C
OxyLED T-01 DIY Stick-On Anywhere 4-LED タッチタップライトOXYLEDB00GD8OKY0
5k Ω ポテンショメータAlpha ElectronicsB00CTWDHIO
Extech 407730 40-to-130-Decibel デジタルサウンドレベルメーターExtech InstrumentsB000EWY67W
DSCK-C デュアル出力、スクランブルショッカーキンダーサイエンティフィック株式会社
203525863ト加熱ズ ロジ

参考文献

  1. Quirk, G. J., Mueller, D. Neural mechanisms of extinction learning and retrieval. Neuropsychopharmacol. 33 (1), 56-72 (1038).
  2. Milad, M. R., Orr, S. P., Lasko, N. B., Chang, Y., Rauch, S. L., Pitman, R. K. Presence and acquired origin of reduced recall for fear extinction in PTSD: results of a twin study. J Psychiat Res. 42 (7), 515-520 (2008).
  3. Jovanovic, T., Norrholm, S. D., Blanding, N. Q., Davis, M., Duncan, E., Bradley, B., Ressler, K. J. Impaired fear inhibition is a biomarker of PTSD but not depression. Depress Anxiety. 27 (3), 244-251 (2010).
  4. Norrholm, S. D., et al. Fear extinction in traumatized civilians with posttraumatic stress disorder: relation to symptom severity. Biol Psychiat. 69 (6), 556-563 (2011).
  5. Phelps, E. A., LeDoux, J. E. Contributions of the amygdala to emotion processing: from animal models to human behavior. Neuron. 48 (2), 175-187 (2005).
  6. Pape, H. C., Paré, D. Plastic synaptic networks of the amygdala for the acquisition, expression, and extinction of conditioned fear. Physiol Rev. 90 (2), 419-463 (2010).
  7. Engineer, N. D., et al. Reversing pathological neural activity using targeted plasticity. Nature. 470 (7332), 101-104 (2011).
  8. Porter, B. A., et al. Repeatedly pairing vagus nerve stimulation with a movement reorganizes primary motor cortex. Cereb Cortex. 22 (10), 2365-2374 (2012).
  9. Hays, S. A., et al. Vagus nerve stimulation during rehabilitative training improves functional recovery after intracerebral hemorrhage. Stroke. 45, 3097-3100 (2014).
  10. Khodaparast, N., et al. Vagus nerve stimulation delivered during motor rehabilitation improves recovery in a rat model of stroke. Neurorehab Neural Re. 28 (7), 698-706 (2014).
  11. Clark, K. B., Krahl, S. E., Smith, D. C., Jensen, R. A. Post‐training unilateral vagal stimulation enhances retention performance in the rat. Neurobiol Learn Mem. 63 (3), 213-216 (1995).
  12. Clark, K. B., Smith, D. C., Hassert, D. L., Browning, R. A., Naritoku, D. K., Jensen, R. A. Posttraining electrical stimulation of vagal afferents with concomitant vagal efferent inactivation enhances memory storage processes in the rat. Neurobiol Learn Mem. 70 (3), 364-373 (1998).
  13. Clark, K. B., Naritoku, D. K., Smith, D. C., Browning, R. A., Jensen, R. A. Enhanced recognition memory following vagus nerve stimulation in human subjects. Nat. Neurosci. 2, 94-98 (1999).
  14. McGaugh, J. L. amygdala modulates the consolidation of memories of emotionally arousing experiences. Annu Rev Neurosci. 27, 1-28 (2004).
  15. McGaugh, J. L., Roozendaal, B. Role of adrenal stress hormones in forming lasting memories in the brain. Curr Opin Neurobiol. 12, 205-210 (2002).
  16. Miyashita, T., Williams, C. L. Epinephrine administration increases neural impulses propagated along the vagus nerve: Role of peripheral beta-adrenergic receptors. Neurobiol Learn Mem. 85 (2), 116-124 (2006).
  17. Williams, C. L., Men, D., Clayton, E. C., Gold, P. E. Norephinephrine release in the amygdala after systemic injection of epinephrine or escapable footshock: contribution of the nucleus of the solitary tract. Behavioral Neurosci. 112 (6), 1414-1422 (1998).
  18. Liang, K. C., Juler, R. G., McGaugh, J. L. Modulating effects of post-training epinephrine on memory: involvement of the amygdala noradrenergic system. Brain Res. 368 (1), 125-133 (1986).
  19. Peña, D. F., Engineer, N. D., McIntyre, C. K. Rapid remission of conditioned fear expression with extinction training paired with vagus nerve stimulation. Biol Psychiat. 73 (11), 1071-1077 (2013).
  20. Peña, D. F., Childs, J. E., Willett, S., Vital, A., McIntyre, C. K., Kroener, S. Vagus nerve stimulation enhances extinction of conditioned fear and modulates plasticity in the pathway from the ventromedial prefrontal cortex to the amygdala. Front Behav Neurosci. 8 (327), (2014).
  21. Maren, S. Overtraining does not mitigate contextual fear conditioning deficits produced by neurotoxic lesions of the basolateral amygdala. J Neurosci. 18 (8), 3088-3097 (1998).
  22. Blanchard, R. J., Blanchard, D. C. Crouching as an index of fear. J Comp Physiol Psych. 67 (3), 370-375 (1969).
  23. Maroun, M. Stress reverses plasticity in the pathway projecting from the ventromedial prefrontal cortex to the basolateral amygdala. Eur J Neurosci. 24 (10), 2917-2922 (2006).
  24. Moussawi, K., et al. N-Acetylcysteine reverses cocaine-induced metaplasticity. Nat Neurosci. 12, 182-189 (2009).
  25. Paintal, A. S. Vagal sensory receptors and their reflex effects. Physiol. Rev. 53 (1), 159-227 (1973).
  26. Aalbers, M., Vles, J., Klinkenberg, S., Hoogland, G., Majoie, M., Rijkers, K. Animal models for vagus nerve stimulation in epilepsy. Exp Neurol. 230 (2), 167-175 (2011).
  27. Ricardo, J. A., Koh, E. T. Anatomical evidence of direct projections from the nucleus of the solitary tract to the hypothalamus, amygdala, and other forebrain structures in the rat. Brain Res. 153, 1-26 (1978).
  28. Takigawa, M., Mogenson, G. J. A study of inputs to antidromically identified neurons of the locus coeruleus. Brain Res. 135 (2), 217-230 (1977).
  29. Groves, D. A., Bowman, E. M., Brown, V. J. Recordings from the rat locus coeruleus during acute vagal nerve stimulation in the anaesthetised rat. Neurosci Lett. 379 (3), 174-179 (2005).
  30. Manta, S., Dong, J., Debonnel, G., Blier, P. Enhancement of the function of rat serotonin and norepinephrine neurons by sustained vagus nerve stimulation. J Psychiatr Neurosci. 34 (4), 272-280 (2009).
  31. Manta, S., El Mansari, M., Debonnel, G., Blier, P. Electrophysiological and neurochemical effects of long-term vagus nerve stimulation on the rat monoaminergic systems. Int J Neuropsychoph. 16 (2), 459-470 (2013).
  32. Dorr, A. E., Debonnel, G. Effect of vagus nerve stimulation on serotonergic and noradrenergic transmission. J Pharmacol Exp Ther. 318, 890-898 (2006).
  33. Follesa, P., et al. Vagus nerve stimulation increases norepinephrine concentration and the gene expression of BDNF and bFGF in the rat brain. Brain Res. 1179 (7), 28-34 (2007).
  34. Biggio, F., et al. Chronic vagus nerve stimulation induces neuronal plasticity in the rat hippocampus. Int J Neuropsychoph. 12 (9), 1209-1221 (1017).
  35. Nichols, J. A., Nichols, A. R., Smirnakis, S. M., Engineer, N. D., Kilgard, M. P., Atzori, M. Vagus nerve stimulation modulates cortical synchrony and excitability through the activation of muscarinic receptors. Neuroscience. 189, 207-214 (2011).
  36. Peters, J., Kalivas, P. W., Quirk, G. J. Extinction circuits for fear and addiction overlap in prefrontal cortex. Learn Memory. 16, 279-288 (2009).
  37. Ji, J., Maren, S. Hippocampal involvement in contextual modulation of fear extinction. Hippocampus. 17 (9), 749-758 (2007).
  38. Roosevelt, R. W., Smith, D. C., Clough, R. W., Jensen, R. A., Browning, R. A. Increased extracellular concentrations of norepinephrine in cortex and hippocampus following vagus nerve stimulation in the rat. Brain Res. 1119 (1), 124-132 (2006).
  39. Hassert, D. L., Miyashita, T., Williams, C. L. The effects of peripheral vagal nerve stimulation at a memory-modulating intensity on norepinephrine output in the basolateral amygdala. Behav Neurosci. 118 (1), 79-88 (2004).
  40. Ura, H., et al. Vagus nerve stimulation induced long-lasting enhancement of synaptic transmission and decreased granule cell discharge in the hippocampal dentate gyrus of urethane-anesthetized rats. Brain Res. 1492, 63-71 (2013).
  41. Zuo, Y., Smith, D. C., Jensen, R. A. Vagus nerve stimulation potentiates hippocampal LTP in freely-moving rats. Physiol Behav. 90 (4), 583-589 (2007).
  42. Shen, H., Fuchino, Y., Miyamoto, D., Nomura, H., Matsuki, N. Vagus nerve stimulation enhances perforant path-CA3 synaptic transmission via the activation of β-adrenergic receptors and the locus coeruleus. Int J Neuropsychophl. 15 (4), 523-530 (2012).
  43. Fibiger, H. C., Mason, S. T. The effects of dorsal bundle injections of 6-hydroxydopamine on avoidance responding in rats. Bitr J Pharmacol. 64 (4), 601-605 (1978).
  44. Mason, S. T. Fibiger H.C. 6-OHDA lesion of the dorsal noradrenergic bundle alters extinction of passive avoidance. Brain Res. 152, 209-214 (1978).
  45. McGaugh, J. L. Memory consolidation and the amygdala: a systems perspective. Trends Neurosci. 25 (9), 456-461 (2002).
  46. LaLumiere, R. T., Niehoff, K. E., Kalivas, P. W. The infralimbic cortex regulates the consolidation of extinction after cocaine self-administration. Learn Memory. 17, 168-175 (2010).
  47. Mueller, D., Cahill, S. P. Noradrenergic modulation of extinction learning and exposure therapy. Behav Brain Res. 208 (1), 1-11 (2010).
  48. Smith, R. J., Aston-Jones, G. α(2) Adrenergic and imidazoline receptor agonists prevent cue-induced cocaine seeking. Biol Psychiat. 70 (8), 712-719 (2011).
  49. Buffalari, D. M., Baldwin, C. K., See, R. E. Treatment of cocaine withdrawal anxiety with guanfacine: relationships to cocaine intake and reinstatement of cocaine seeking in rats. Psychopharmacol. (Berl). 223 (2), 179-190 (2012).
  50. De Ridder, D., Vanneste, S., Engineer, N. D., Kilgard, M. P. Safety and efficacy of vagus nerve stimulation paired with tones for the treatment of tinnitus: a case series). Neuromodulation. 17 (2), 170-179 (2014).
  51. Hays, S. A., et al. The timing and amount of vagus nerve stimulation during rehabilitative training affect poststroke recovery of forelimb strength. Neuroreport. 25, 676-682 (2014).

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