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方法論記事

腎交感神経活動と意識、持続静脈内投与による血圧の同時記録への新しいアプローチ気ままなマウス。

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DOI:

10.3791/54120

2018年2月14日

この記事について

サマリー

麻酔下のマウスを表わす非生理的全身血圧血圧と自律神経の密接な関係を与え自律神経の調子の意味のある評価を排除します。したがって、同時に腎交感神経活動と意識下マウスにおける静脈内投与による血圧の新しい手法を説明します。

要約

腎交感神経は、生理学的・病態生理学的現象に大きく貢献.腎交感神経活動 (RSNA) の評価は、慢性腎臓病、高血圧、心不全、糖尿病、肥満などの研究の多くの地域で大きな関心のです。交感神経系の役割の明確な評価、実験結果の適切な解釈および病気プロセスの理解が不可欠です。RSNA は、伝統的にマウスを含む麻酔の齧歯動物で測定されています。ただし、マウス通常発生非常に低い血圧と血行動態が不安定数時間麻酔と手術の間に。RSNA の意味は、この非生理的状態、交感神経と心血管系の状態との親密な関係によって混同されます。従来のアプローチのこの制限に対処するため、意識、自由に移動マウスの RSNA を測定する新しい方法を開発しました。マウス慢性的な血圧頸静脈注入カテーテル、RSNA の直接録音用バイポーラ電極をカスタム設計の継続的な監視のための無線テレメータ計測されました。48-72 時間の回復期間後の生存率は 100% とすべてのマウスが正常動作します。この時点で、RSNA は、正常にそれぞれ 4、5 日後手術 70% とマウスの 50% まで取得可能な信号とマウスの 80% で記録されました。生理の血液の圧力は、すべてのマウスで記録された (116±2 mmHg; n = 10)。記録 RSNA は、食べるとグルーミング、文献でよく確立増加。さらに、RSNA は、神経節の封鎖と薬理学的エージェントと血圧の変調によって検証されました。ここで、意識し、自由に移動マウスの RSNA の明確な記録のための効率的で扱いやすい方法を説明します。

概要

生物医学研究のいくつかの領域でマウスを使用して関心は、無数の遺伝子組み換えモデルの開発と拡大し続けています。ほとんどの部分については、生理学でのマウスの使用の増加と技術の進歩が追いついて、今マウスの重要な生理学的パラメーターの測定用に開発された小型デバイスの印象的な選択があります。テレメーター用自律神経の測定を直接意識下ラットの神経の緊張は、10 年以上利用されているが、意識下マウスにおける神経活動を評価するための小型デバイスは、現在利用できません。捜査官は、通常間接的な方法 (すなわち血漿や尿中カテコールアミン、薬理学的自律神経、血液のパターンのスペクトル解析で自律神経系の貢献を評価することによってこの制限を回避します。圧力/心拍数)1

これらのアプローチは、貴重な情報を提供する、結果は捜査現象への神経の隔離集団の離散の貢献を明らかにするのではなく、全体的な自律神経緊張度の全体的な映像です。また、多くの懸念を提起する麻酔下マウスにおける特定の神経活動の直接録音を実行されています。いくつかの手術の麻酔下マウスにおける生理学的範囲内で安定した血圧を維持するために非常に困難です。実際には、これらの各種実験、血圧は頻繁未報告または非常に低レベルで発表 (60-80 mmHg 対すなわち > 意識マウス 100mmHg)2。心血管系のシステムを麻酔下マウス準備を頻繁に展示の脆弱性を排除する自律神経活動、血圧と交感神経3との共依存関係の意味のある評価 4

腎交感神経活動 (RSNA) 意識での直接録音の新しいメソッドは、この制限に対処するため、気ままなマウス、自分のホームケージ内で妨げられていないが開発されました。両方この技術の実装を成功させるための外科的・実験的アプローチで詳しく説明します。この準備は、RSNA、に加えて、追加の機能を持つマウスを乱すことがなく関心のエージェントを静脈内注入のテレメーターによる動脈圧を同時に記録する捜査官をできます。

24 時間手術後、マウスは正常に動作、痛みや苦痛の印を示さない。マウス快適にかかっているその家のケージで食料、水、環境エンリッチメントに無制限にアクセスできる一方、実験的なレコーディングは 48 〜 72 時間後手術を開始します。RSNA のトレースをクリアと全身血圧の薬理学的変調に加えて (食べる、グルーミングなど) 動物の通常の物理的な動きにこの神経集団の特性の応答の例を示します。品質と RSNA 信号の特異性は、神経節の封鎖によってさらに検証されます。本稿ではこの手法5の最初に公開されて説明する視聴覚の補完が含まれます。

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プロトコル

実験手順のすべてのケアと実験動物の使用のための健康ガイドの国立機関に従って、動物介護制度とミシシッピ大学メディカル センターの利用委員会によって承認されました。

1. 動物と住宅

  1. 家のマウス (24-35 g) 制度研究所動物実験施設に到着。
  2. 標準の齧歯動物の食事と水道水の温度と湿度の管理された環境で実験的プロトコルのすべての段階でアドリブのマウスを提供してください。

2 埋込型 RSNA 電極の試作とカスタマイズ

注意: 植込み型の RSNA 電極 (後述) 硬化と滅菌の時間に合わせて予定手術の前に少なくとも数日を構築します。

  1. 断熱ステンレス複数撚り線、250 mm (線径裸 0.0254 mm、0.14 mm 被覆) の 3 つの等しい長さをカットします。メスの刃 (できれば #11) を使用するワイヤの長さは、それぞれの一方の端から下の金属を公開する絶縁材料の約 15 mm。
    1. バイポーラ電極リード (図 1 a) を作成するワイヤの 2 つだけのアップコイルの端に単一の男性ピン コネクタ (ゴールド メッキ真鍮製) をはんだ付けします。ワイヤの 3 番目の長さの端がむき出しのまま。これは、アース線として機能します。
    2. 短い (~2.0 - 2.5 cm) をスリップ ピンのコネクタとワイヤ ワイヤやピンのコネクタの間新しくはんだ付け部を完全に覆う 1.6 mm 径の熱収縮チューブの部分。
      注: アンプ パッチアンプ用アダプターに接続するピンのコネクタの先端が露出したままする必要があります。
    3. 小型のペンチや止血剤、熱に敏感なチューブを縮めて、ピンのコネクタとワイヤ間の接続を電気的に絶縁のペアとヒートガンの上配線を保持します。2 番目のワイヤー/ピン コネクタを繰り返します。
  2. ポリエチレン チューブの 200 mm 長さにカット (PE 90; 内径 0.86 mm、外径 1.27 mm)。3 本のワイヤー (2 つはリード + アース線) をグループ化し、PE 90 チューブ、チューブ (図 1 b) の開放端をそれらを一緒に縫うにそのまま両端を導入します。
    注: 関数をグループ化し、電極を保護する鞘がつながるし、アース線とチューブ PE 90。
    1. アース線を識別、バイポーラ電極リード線からそれを区別するために少し 90 PE シースを引き出します。

3. 電極先端部の建設

  1. 解剖顕微鏡を用いた電極ワイヤーの手つかずの端を視覚化します。小さいポリエチレン チューブの 5 mm の長い部分を電極の 3 つの緩い端を糸 (PE 10、導体径 0.28 mm、外径 0.61 mm) 電極ワイヤーを一緒にバインドします。
    1. 3 つの電極線に PE 10 チューブの 1.5 mm の部分に通します。PE 10 の初期の 5 mm の部分から 2.0 mm 残りの部分にこのチューブを進めます。
    2. カバーし先端を絶縁し、アース線 (図 1) からそれらを分離する 2 つのバイポーラ電極リードの先端に PE 10 管の 1.5 mm の 2枚目をスレッドします。
  2. ハサミで線の任意の余分な長さをトリムします。
  3. 液体式シアノアクリ レート系接着剤の小さなドロップで PE 10 チューブ電極ワイヤの個々 の部分に接着します。コントロールを改善し流出を減らす接着剤チューブの端に鈍化 25 g 針を配置します。
    1. PE 10 と線間の接合部に針の先端を配置し、接着剤の小さなドロップを施すし、接着剤コーティング PE チューブの内部を可視化します。
    2. 一晩完全に硬化する接着剤を許可します。

4. 細かい準備電極先端部の記録

  1. #11 メス刃を持つ双極電極先端とアース線の先端から絶縁コーティングをストリップします。邪魔したり、基になる複数の撚り線ケーブルこれは RSNA 信号の品質に影響を与えると損傷しないでください。
  2. グリップ間 5.0 mm と 1.5 mm PE 10 アンカーは、構築された電極鉗子し、90 ° の角度 (図 1) を形成するワイヤーを曲げます。
    注: この演習神経束をクレードルに接続する最適な位置でアース線上バイポーラ電極リードの位置する必要があります。

5. 固定台座の建設

  1. 電極を安定させるために台座はポリエチレン チューブの 3 cm 部分をカットすることで外在化時にマウスの肩甲骨の中間領域に導く構造 (内径 2.70 mm、外径 4.00 mm)。
    1. 鉗子でチューブをグリップし、熱銃を 1 つの端を溶かします。丸みを帯びた尾根または「フランジ」を作成するクールな金属表面に垂直なチューブの加熱終了を押します。
    2. フランジが電極先端部に向かって指しているような構築された電極上にこの台座をスレッドします。
      注: 90 PE シースと台座の組み合わせは、動物から一度体外電極端子を保護します。

6. 完成した埋込型電極の殺菌

  1. パッケージ滅菌バッグとオゾンで個別に完成した電極は、移植前に (TSO3) を殺菌します。
    注: は、この異なる機関の間ローカル病院滅菌施設では滅菌バッグとプロシージャの特定のタイプについて参照してください。

7. 麻酔と手術のための準備

  1. 管理鎮痛手術 (2 mg/kg、メロキシカム サウスカロライナ) の開始まで 20 分。100% 医療用酸素を注入誘導チャンバーにマウスを配置します。4% に達すると 0.5 ずつ麻酔薬イソフルランの割合を増やすために気化器設定を調整します。つま先または手前の足のパッドに適用される穏やかな圧力に反射的な反応を評価することにより外科平面を評価し、呼吸の減速だけでなく、手足がハインド。
    1. 手術台に動物を転送し、一度外科平面に達しているし、つま先ピンチ反射が発生しなく、粗野で 1.5 ~ 2% イソフルレンで麻酔を維持します。定期的につま先ピンチ応答を繰り返し、外科プロシージャ全体で呼吸を評価します。乾燥を防ぐための目に眼軟膏を適用します。
    2. ゲル満たされた等温熱のパッドおよび対応する外科的テーブルとすべての回では、動物の正常な体温を維持します。37 ° C の水浴の等温パッドを格納し、生理的体温を維持するために手術中に必要に応じて頻繁にパッドを交換します。
    3. アトロピンを管理 (50-70 μ g/kg、皮下 (サウスカロライナ)) 麻酔導入直後に気道分泌物の過剰生産を防ぐために。2 回目手術 (ステップ 9.1) の中点でアトロピンの投与量を管理します。
    4. 無菌条件下ですべての手術を行います。すべての外科ツール予定手術の前にされているを確認します。(7.2.1) 下記のとおり手術野をきれいにし、プロシージャ全体の無菌性を維持します。
      1. フェイス マスク、オートクレーブ アイソレーション ガウン、滅菌、使い捨て手袋を着用します。グースネック ランプ、スコープと手術台の 70% エタノールを切り裂くなどすべての大型機器をクリーニングします。定期的に中に、無菌性を確保するための手術用の手袋を 70% エタノールを適用します。
  2. 脱毛クリーム (敏感肌式) に続いて小さな動物バリカンを持つ動物の左のわき腹、腹側頸部に背 midscapular 地域から髪を削除します。
    1. これら 2 つの手術フィールド 3 クレンジングの手術のソリューションのアプリケーションを交互の肌を浄化 (10% ポビドン ヨード) と 70% のエタノール。手術の清潔になる解決の最終的なアプリケーションと手術野を準備します。

8. RSNA 電極外科的移植

  1. 動物の左脇腹を公開する外科医の左を指している吻側端での右側にマウスを配置します。メス (#11) と midscapular の領域の皮膚に 5 mm の切開を作る。
    注: これは、RSNA 電極リードの体外でサイトです。
    1. 2 つ目の切開 (< 20 mm) 左のわき腹、脊椎および尾側胸部に 2 mm に対して垂直な皮膚の。この切開から皮下背側出口サイトで切開の 13 G ステンレス鋼針をトンネルします。
      メモ: ファイル、滑らかで、切れ刃を残して針の鋭いエッジです。
    2. 13 G の針を滅菌埋込型 RSNA 電極 (手順 2 - 6) を通過します。左のわき腹の腹筋の上に横たわる電極先端部を残して、13 G 針を後方へ引きます。皮膚の下に横たわって電極リードのセグメントを残すし、背側切開から出て残りの長さを残します。
  2. 側に電極先端部に配置します。8.1.1 皮膚切開の直接基礎となる腹部の筋肉に切開を行います。左の腎臓を公開する小さな綿棒で脂肪と背中の筋肉に沿って結合組織を区切ります。
    1. マイクロ リトラクターで手術野を開き、腎臓を撤回します。不可逆的腎神経を損傷し、実行可能な RSNA 信号の録音を妨げる腎神経血管束を伸ばすしないでください。
      注: 鋼マイクロ リトラクターは、標準的なペーパー クリップ、長さは 4-0 シルクから作らすることができます。これらのリトラクターは無菌技術を維持するために、手術の器具でも滅菌されていることを確認します。
  3. ハイパワー解剖顕微鏡の助けを借りて腎神経血管束を視覚化します。腎神経バンドルは、腎動脈と静脈と一緒に実行される通常 (しかし常に) を識別します。罰金、ストレート ピンセットで周囲の組織から神経束を解剖します。
    注: 腎神経束が不透明になり、"ロープのような「反射の外観を持つ、ユニークな明瞭リンパ管と比較して表示されます。
    1. 可能な限り小さな神経束を操作します。触れたり、ストレッチ、神経束をいつでも拾います。妨げるか神経信号を完全に消し去る、神経の生存を危険にさらす、連続リンパ神経/電極周囲液体貯留を作り出すので、神経や腎臓のリンパ管を供給細径血管を中断しません。
    2. 役立つままそのまま腎神経束は神経と (すなわち断面神経が時間と自然な身体の動きと電極から滑って) 電極の間安定した接触を維持し同様、神経の長期的な生存率を維持します。
  4. RSNA 電極先端部を腹部に投入します。バイポーラ電極先端と地線が腎神経血管束に垂直になるように位置を調整します。さらにその基礎となる組織との良好な接触があり、電極は腎の血管、腎循環 (図 1) を損なうことを圧縮されませんアース線電極の位置を調整します。
  5. 鉗子と腎神経束を持ち上げます。ワイヤの両方で直接接触して、神経を残し、神経の下に電極先端部をスリップします。
    1. 神経/バイポーラの配線と 3 番目 (アース) 線 (図 1) のパラフィン フィルムの小片をスリップします。
      注: 浸漬 24 時間と注入前に滅菌生理食塩水ですすぎ 70% エタノールでパラフィン フィルムを滅菌します。
    2. 血を削除または小さい吸収剤神経/電極周りから流体槍神経の周り左に任意の流体または電極線が阻害または神経信号を消します。
    3. (下記セットアップ) を必要な場合すぐに RSNA 信号の品質をテストします。
      注: この行う必要がありますすぐに、空気への暴露は、神経を乾燥し、その生存率を危険にさらします。
    4. 2 成分シリコーン ・ エラストマーをシリコーン プールの下で、完全な電気絶縁 (すなわち単に神経の上にドロップ) を提供するために神経の周りを確保すること、神経/電極ユニットに適用されます。
      注: は、電極先端がシリコーンでコーティングもを確認します。アース線は、基になる組織と接触して残るべきである、したがってエラストマーは、このワイヤーの下にプールする必要はありません。これは腎血流を妨げることができる潜在的または時間と自然な身体の動きと外れとなって不必要に大量のシリコーン ・ エラストマーを適用することを避けてください。
    5. 許可完治、シリコーン ・ エラストマーの 1-2 分、慎重に鉗子でシリコーン"glob"の外の端を持ち上げ式液体接着剤の少量を適用します。
      注: 循環を損なうまたは神経に広がる、その生存率を危険にさらす可能性があります、この接着剤の過剰な量を適用しないように注意して取る。
  6. 不連続性、吸収性縫合糸 (5-0) で腹部の切開を閉じる。同じ縫合材料と同様の方法で穿刺部位の皮膚を閉じます。

9. 血圧 Radiotelemeter の注入

  1. 外科医に向けている吻側端と、その裏にマウスの位置を変更します。必要に応じて麻酔ノーズを調整します。(7.1.3 を参照) この時点でアトロピンの第 2 線量を管理します。
  2. 正中切開皮膚にメス (#11) と首の地域の動物の下顎のすぐ下から始まり、胸部のすぐ上の拡張を確認します。基になっている首の筋肉を公開する腺組織を分離します。左総頸動脈を公開し、周囲の組織から分離します。
    注: 手術後死亡率の増加につながるように迷走神経を傷つけないよう細心の注意を取る。
    1. 3 つの動脈の下に 6-0 絹縫合糸材料を渡します。可能な限り吻方 1 つの縫合の位置、血管の閉塞に結び付けること。船の長さに沿って 2 番目の縫合ミッドウェイを置き、緩く縛る。最後の縫合をできるだけ尾側に位置し、緩く縛る。
    2. 最も吻側縫合を撤回、臍帯テープの小さい部分とノーズ ・ コーン部分に固定します。血管の血流を制限するマイクロ モスキート鉗子で最も尾側縫合を撤回します。
    3. 血管壁の小切開を春の晴れたハサミでできるだけ吻方ください。容器と尾側の縫合に事前にマウス血圧 radiotelemeter カテーテルを導入します。
      1. 一時的にカテーテルを安定させるため、尾の撤回を解放し事前に場所を確保するためのカテーテルをカテーテル 10 mm。 ネクタイ縫合中縫合糸を結ぶ。
    4. トンネル右脇腹に沿って皮下ポケットにテレメータ体。

10. 注入と頸の静脈カテーテルの外在化

  1. 小さな綿の先端アプリケータを使用して、右の内頚静脈を公開します。自船の周囲 6-0 絹縫合糸材料の 2 つの部分を渡します。
    1. 可能な限り吻方と血管を閉塞しネクタイの位置 1 つ縫合。2 番目の縫合を可能な限り尾位置および血管の血流を停止するゆっくり後退します。
    2. 春の晴れたはさみを使用して、できるだけ吻側の縫合に近い血管壁に小切開を行います。熱伸縮チューブで静脈のカテーテルを入れて下さい (外径 1.02 mm、外径に伸ばして 0.64 mm)、滅菌生理食塩水で満たされた前であります。
      メモ: は、カテーテル先端が血管の穿孔を防ぐために丸みを帯びたベベルを生産するメスでカットしてください。参考のためカテーテル (デッド スペース) で液量を決定する (14.4 14.6 以下手順を参照)。
      1. 〜 8 mm のカテーテルを静脈に進出します。ゲル式シアノアクリ レート系接着剤の小滴のアプリケーションと同様、容器およびカテーテルの周り絹縫合糸を結ぶことによって、カテーテルを固定します。
  2. その左側にマウスを配置します。トンネル出口 13 G ステンレス鋼針を使用して背の midscapular 地域に首から静脈のカテーテル。
  3. 彼の背中に、マウスの位置を変更します。不連続な縫合糸で首切開を閉じる。
  4. 腹臥位で動物を配置します。スレッドの静脈のカテーテルに小さな皮下ボタン。縫合糸で皮膚の下ボタンを固定します。スレッドの静脈カテーテルの上対応するステンレス鋼ばね、カテーテルを保護するために皮膚のボタンにします。

11 リード外在化した電極の確保

  1. 組織接着剤と基になる筋肉につながる電極を保護するポリエチレン台座を固定します。さらにサポート用フランジを覆っている皮膚を縫合します。

12. 手術後の回復

  1. すべての切開に抗生物質軟膏を適用されます。
  2. 鎮痛薬を管理します。動物の痛みや苦痛の兆候を示して 場合に、回復期間中に必要に応じて鎮痛薬の追加投与を管理します。
  3. 木材チップの寝具と回復するペーパー タオルと並ぶ代謝ケージにマウスを配置します。動物を継続的に監視し、放置しないでくださいそれまでそれは意識を取り戻すし、胸骨の横臥を維持することができます。この時点で環境エンリッチメントと食料と水 (自由) を紹介します。
  4. コイル電極はケージの外実験の時までつながります。
  5. 回復の最初の 24 時間の暖かい熱パッドの上、ケージを置きます。ステンレスばね鋼と静脈のカテーテルを回復期 (0.5 mL/hr) 生理食塩液持続投与用スイベル/輸液システムに接続します。
  6. 単独で外在化したカテーテルの性質のため専用ケージ内飼育動物のまま確保して電極リードします。

13 血圧記録と RSNA 実験装置

  1. 簡易ファラデーケージを持つステンレス鋼トップ防振テーブルを装備します。
    注: このファラデーケージは木製フレームとアルミのスクリーン メッシュを構築できます。任意のノイズを除去するためにテーブル/ファラデーケージをグランドします。
  2. ファラデー ・ ケージ内血圧におけるラジオ ・ テレメーターの受信機を配置します。
  3. テレメーター レシーバーを関連付けられている圧力出力アダプターに接続します。このアダプターをオンライン血圧を記録するデータ集録システムに接続します。
  4. 無料ペア、シールドの PVC の両端に電極男性ピン コネクタ (ゴールド メッキ真鍮製) ではんだ 2 女性ピンのコネクタは絶縁ケーブルです。このペア バナナプラグ ケーブルの両端をはんだ付けします。Preamplification パッチアンプ用アダプター (10 X 増幅) にバナナ プラグを接続します。
  5. このプリアンプを差動増幅器に接続します。神経信号 x10、000 を増幅するための設定を調整します。次のようにフィルター設定を調整する: 低カット、100 Hzハイカット、1000 Hz。
  6. 手術後 48 ~ 72 時間、ファラデーケージ内にあるテレメーター レシーバーの上にマウスを含むホーム ケージを配置します。血液の圧力信号を記録するテレメーター プローブを入れます。
    注: 手術前に 1 週間のコース上の設定でホームのケージを配置することによって、マウスを順化が最適。
  7. 電極リード線をまっすぐに伸ばします、対応する女性ピンのコネクタ (13.4) 上記 RSNA を記録し始めるためにバイポーラ電極のピンのコネクタを差し込みます。
  8. 表示し、同時に生理食塩水または関心の溶液を注入しながら血圧信号をコンピューターでオンラインを記録します。毎秒 2500 サンプルの最小レートでデータを記録します。

14. サンプル実験プロトコルと RSNA 信号の検証

  1. 快適なマウスは、彼らのホームおり、食料と水への無料アクセスと気ままなを確認します。通常の外観と動作を確認するため制度上のアニマル ・ ケアのガイドラインに従います。
  2. 同じ温度と湿度制御部屋、RSNA で記録が行われるマウスを家します。点滴静注は前述を続けているを確認します。
  3. 動物はベースラインの血圧と RSNA データの 1 つの時間を記録する前に上記の録画設定にある一度安定化の少なくとも 30 分を許可します。動物は自然な動きは、交感神経系の緊張増加に関連付けられているので、記録中に静かに休んでいるを確認します。動物はこれが解析中に無視できるように、記録中にデジタル トレースに直接移動するときは注意。
  4. ゆっくりと最初の圧反射応答をテスト注入ラインにニトロプルシッド ナトリウム (25 μ L の生理食塩水の量で体重の 2.5 μ g/g) のボーラスを注入します。ゆっくり 〜 50 μ L の生理食塩液でラインをフラッシュします。確実にカテーテルのデッド スペースをクリアします。血圧を記録し 2 〜 5 分の RSNA。
  5. フェニレフリン (25 μ L の生理食塩水で体重の 20 μ g/g) の塊をゆっくりと注入します。〜 50 μ L の生理食塩水でフラッシュします。確実にカテーテルのデッド スペースをクリアします。血圧を記録し、さらに 10 〜 15 分の RSNA。
  6. 神経節ブロック、輸液ラインにヘキサメト (25 μ L の生理食塩水 50 μ g/g の本体重量) のボーラスをゆっくり注入することにより節後神経信号の性質を確認します。〜 50 μ L の生理食塩水でフラッシュします。確実にカテーテルのデッド スペースをクリアします。いくつかの分の記録を継続します。
  7. RSNA (後述) の分析で使用するためのバック グラウンド ノイズの評価はそのままヘキサメト投与後残存活性を使用します。
  8. イソフルラン (5% まで 0.5 刻みで段階的な服用量) の過剰摂取とマウスを安楽死させるし、さらに 30 分の RSNA の記録が再開します。注: 残りの信号も使えますバック グラウンド ノイズの評価関数として RSNA の分析のため。

15. データ分析

  1. データ集録ソフトウェアを使用、raw 血圧と RSNA トレースを分析します。
    1. デジタル統合、全波動修正このソフトウェアを使用して生の RSNA トレース。整数の設定の"絶対"一体選択します。0.1 秒6の時間一定減衰が適用されます。
    2. 実験的プロトコルの各セグメントの統合の RSNA 信号 (µV·s の単位で表示) を分析します。動物が移動する時は、録音のセグメントを無視します。それぞれ基準と実験の実験の部分の少なくとも 3 つの測定を取る。
    3. ニトロプルシド ナトリウムやフェニレフリン、達成した最小値と最大血圧レベルで圧反射感受性を評価するためにそれぞれの RSNA を分析します。
    4. 単一の値を生成する実験的プロトコルの各部分について、上記撮影個々 の測定の平均値します。
    5. RSNA の 1007で指定されるベースラインからの変化の割合を計算することによって RSNA 応答を定量化します。必要に応じて、完全な統計解析。
      注: この例ではニトロプルシド ナトリウムとフェニレフリンを RSNA の応答の統計的分析は完了しましたが学生のtテスト;意義は、 P値と受け入れられた < 0.05。

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結果

記述されていたプロトコルに従って生存率 100% - 生き残ったし、も手術の手順を回復におけるインストルメント化されたすべてのマウスであった。24 時間以内に手術の準備の典型的な食べることを示す通常、行儀すべてマウス クリーンアップおよび探索行動。動物は、この時点では痛みや苦痛の兆候を示さなかった。術後 48 時間検証可能な明確な RSNA 信号は 10 12 のマウスからで記録されました。この信号はこれらマウス 72 時間後に手術で維持された、4 日目と 5 日目手術後のみ 5 (50%) マウスでマウスの 7 (70%) に記録された真の RSNA の信号しかし。心電図信号によって電気的ノイズや汚染による高品質の RSNA 信号は展示していないマウスは euthanization の時まで健康にまだあった。

意識下マウス 48 時間後手術で動脈圧と対応する平均心拍数 596±22 bpm の 116±2 mmHg であったことを意味 (n = 10...

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ディスカッション

本概説、実証し、意識下マウス、自由に移動し、自分のホームケージで楽に休むの RSNA の対象となる評価手法を検証しました。血圧 radiotelemeter、点滴静注カテーテル留置とカスタム設計されたバイポーラ RSNA 電極の外科的移植後、マウスは手術から回復し、48 〜 72 時間に妨げられていない残っていた。マウス残った快適解決された食料、水、環境エンリッチメントに無制限にアクセスできる (実験期間を含む) すべての回のホームの檻の中。調査官によってすべての続く実験操作リモート、動物を不安ありませんでした。品質と RSNA 信号の解釈に関しこのアプローチ完全に削除麻酔外科的外傷と拘束の望ましくないと避けられない生理的合併症とする物理的および精神的ストレスの他の情報源動物。従って、交感神経活性の測定解釈を常に影響を与えるこれらの深刻な交絡因子は効果的に除去されました。

すべてのマウスは健康状態が良と 24 時間後に手術、早くも明るさ活動、応答性、食事、飲酒、手入れをすることと同様、遊び心のある、探索行動など典型的な行動を表示しました。すべての動物はこれらの特性を展示し、実行可能...

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開示事項

著者が明らかに何もありません。

謝辞

S.M.H. は、健康研究 (機構)、心臓・脳卒中財団のカナダ (脳卒中) アルバータ州革新健康ソリューション (AiHS); カナダの機関から公募によって支えられました。J.E.H. は、国立心臓、肺、血液研究所 PO1HL 51971 からの助成金によってサポートされます。

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材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
テフロンコーティングされたステンレス鋼の複数の撚り線AMシステム7932000.001in直径裸; 0.0055in直径コーティング
#11メスブレードフィッシャーサイエンティフィックALMM9011
はんだごてとはんだメーカーまたはモデルに適した
オスミニチュアピンコネクタAMシステム520200メッキ
と真鍮メスミニチュアピンコネクタAMシステム520100金メッキ
熱収縮チューブックモデル#:278-1610 | カタログ #: 2781610直径 1.6 mm
ポリエチレン 90 (PE90) チューブVWRCA-63018-703内径 0.86mm; 外径 1.27mm
解剖顕微鏡ライカM80メーカーまたはモデルも適切
ポリエチレン 10 (PE10) チューブブレインツリー サイエンティフィックPE10 50 FT0.28mm 内径; 0.61mm 外径
Super Glue LiquidLoctiten/aLiquid Formula; 任意のブランドに適した
Super Glue GelLoctiten/aGel Formula; 任意のブランドに適した
ポリエチレン チューブScientific CommoditiesBB31695-PE/13台座用 2.7mm 内径; 4.0mm 外径
病院滅菌サービス&オゾン滅菌パケット地元の病院の滅菌サービスに連絡する
イソフルラン麻酔アボット05260-05
デルタフェーズ等温ヒートパッド&手術台ブレインツリーサイエンティフィック39OPヒートパッドを37°Cで暖かく保ちます。Cウォーターバス;対応する手術台必須
グリコピロレートAmdipharm Mercury Company Limitedn/a
イソフルラン気化器システム & 流量計Braintree ScientificVP I医療グレードの酸素供給を含む
ティッシュハサミファインサイエンスツール14173-12
ファインスプリングハサミファインサイエンスツール15006-09
小さな綿先アプリケーターフィッシャーサイエンティフィ23400100
ファインストレート鉗子ファインサイエンスツール11254-20#5、FSTデュモンバイオロジーチップ
アングルドフォーセプスファインサイエンスツール11251-35#5/45 FSTデュモン
スモール吸収スピアーズファインサイエンスツール18105-03
パラフィルムシグマアルドリッチBR701605 ALDRICH
Kwik-Sil 2 component Silicone Polymer WorldPrecision Instruments (WPI)KWIK-SILWPI
5-0 Polysorb SutureTyco Healthcaren/a
6-0 Silk SutureBraintree ScientificSUT-S 104Deknatelブランド、スプール
Radiotelemetry ProbeData Sciences International (DSI)TA11-PAC10
Radiotelemetry ReceiverData Sciences International (DSI)PhysioTel RPC-1
Ambient Pressure ReferenceData Sciences International (DSI)Apr-01
Pressure Output AdapterData Sciences International (DSI)R11CPA
レナパルスチューブBraintreeサイエンティフィックRPT-040
輸液スイベルInstechソロモン375 / D / 22
スイベルサポートアーム&マウントInstech SolomonSMCLA
ポリスルホンボタン Instech SolomonLW62S/6
ステンレス鋼スプリングInstech SolomonPS62
Vetbond 外科用接着剤3Mn/a
トリプル抗生物質軟膏fougeran/a
PowerLab 8 チャンネル データ収集システム &ソフトウェアADInstrumentsPowerLab 8/35
PVC 絶縁ケーブルBeldenPVC オーディオ接続ケーブル 32 AWG
プリアンプ HeadstageDagan CorporationModel 4002
差動増幅器Dagan CorporationEX4-400
ナトリウム ニトロプルシドSigma Aldrich71778-25G
フェニレフリンシグマ アルドリッチP6126-5G
滅菌生理食塩水 0.9% NaClベクトン ディキンソン地元の病院サプライヤーに連絡する
ヘキサメトニウムシグマ アルドリッチH0879-5G
ステンレス鋼トップ 防振テーブルn/an/a設計 社内;ベンチトップ上の固体鋼板も適しています
ファラデーケージn/a n/aカスタム設計および建設 社内で
小動物の毛のトリマーn/a n/aドラッグストア、男性用ひげトリマー 適切な
ディピラトリークリームn/a/aVeetブランド、敏感肌用フォーミュラ
10% ポビドン ヨウ素Purdue 製品ベタジエン
70%エタノールn/an/a
スチール製マイクロリトラクターn/an/a自社製。スチールペーパークリップを曲げる&ループ4-0シルクは、リトラクターを形成する
サイエンスツール13011-12
ヒートガンフィッシャーサイエンティフィック09-201-27
任意の金ラジオシャ 任意のック カスタム nために止ファイン

参考文献

  1. Young, C. N., Davisson, R. L. In vivo assessment of neurocardiovascular regulation in the mouse: principles, progress, and prospects. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301 (3), H654-H662 (2011).
  2. Kass, D. A., Hare, J. M., Georgakopoulos, D. Murine cardiac function: a cautionary tail. Circ Res. 82 (4), 519-522 (1998).
  3. Charkoudian, N., Wallin, B. G. Sympathetic neural activity to the cardiovascular system: integrator of systemic physiology and interindividual characteristics. Compr Physiol. 4 (2), 825-850 (2014).
  4. Guyenet, P. G. The sympathetic control of blood pressure. Nat Rev Neurosci. 7 (5), 335-346 (2006).
  5. Hamza, S. M., Hall, J. E. Direct recording of renal sympathetic nerve activity in unrestrained, conscious mice. Hypertension. 60 (3), 856-864 (2012).
  6. DeBeck, L. D., Petersen, S. R., Jones, K. E., Stickland, M. K. Heart rate variability and muscle sympathetic nerve activity response to acute stress: the effect of breathing. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 299 (1), R80-R91 (2010).
  7. Krowicki, Z. K., Kapusta, D. R. Microinjection of glycine into the hypothalamic paraventricular nucleus produces diuresis, natriuresis, and inhibition of central sympathetic outflow. J Pharmacol Exp Ther. 337 (1), 247-255 (2011).
  8. do Carmo, J. M., et al. Control of blood pressure, appetite, and glucose by leptin in mice lacking leptin receptors in proopiomelanocortin neurons. Hypertension. 57 (5), 918-926 (2011).
  9. Brockway, B. P., Mills, P. A., Azar, S. H. A new method for continuous chronic measurement and recording of blood pressure, heart rate and activity in the rat via radio-telemetry. Clin Exp Hypertens A. 13 (5), 885-895 (1991).
  10. Tallam, L. S., Silva, da, A, A., Hall, J. E. Melanocortin-4 receptor mediates chronic cardiovascular and metabolic actions of leptin. Hypertension. 48 (1), 58-64 (2006).
  11. Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Antic, V., Schnyder-Candrian, S., Montani, J. P. Direct and indirect methods used to study arterial blood pressure. J Pharmacol Toxicol Methods. 44 (2), 361-373 (2000).
  12. Zvara, P., et al. A non-anesthetized mouse model for recording sensory urinary bladder activity. Front Neurol. 1, 127(2010).
  13. Hagan, K. P., Bell, L. B., Mittelstadt, S. W., Clifford, P. S. Effect of dynamic exercise on renal sympathetic nerve activity in conscious rabbits. J Appl Physiol. 74 (5), 2099-2104 (1985).
  14. Matsukawa, K., Ninomiya, I. Changes in renal sympathetic nerve activity, heart rate and arterial blood pressure associated with eating in cats. J Physiol. 390, 229-242 (1987).
  15. Stocker, S. D., Muntzel, M. S. Recording sympathetic nerve activity chronically in rats: surgery techniques, assessment of nerve activity, and quantification. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 305 (10), 6(2013).
  16. Burke, S. L., Lambert, E., Head, G. A. New approaches to quantifying sympathetic nerve activity. Curr Hypertens Rep. 13 (3), 249-257 (2011).
  17. Smith, F. G. Techniques for recording renal sympathetic nerve activity in awake, freely moving animals. Methods. 30 (2), 122-126 (2003).
  18. Miki, K., Kosho, A., Hayashida, Y. Method for continuous measurements of renal sympathetic nerve activity and cardiovascular function during exercise in rats. Exp Physiol. 87 (1), 33-39 (2002).
  19. Yoshimoto, M., Miki, K. Measurement of renal sympathetic nerve activity in freely moving mice. J Physiol. 560, (2004).
  20. Yoshimoto, M., Miki, K., Fink, G. D., King, A., Osborn, J. W. Chronic angiotensin II infusion causes differential responses in regional sympathetic nerve activity in rats. Hypertension. 55 (3), 644-651 (2010).
  21. Salman, I. M., Sarma Kandukuri,, Harrison, D., L, J., Hildreth, C. M., Phillips, J. K. Direct conscious telemetry recordings demonstrate increased renal sympathetic nerve activity in rats with chronic kidney disease. Front Physiol. 6, 218(2015).
  22. Morgan, D. A., Despas, F., Rahmouni, K. Effects of leptin on sympathetic nerve activity in conscious mice. Physiol Rep. 3 (9), (2015).
  23. Alfie, M. E., Sigmon, D. H., Pomposiello, S. I., Carretero, O. A. Effect of high salt intake in mutant mice lacking bradykinin-B2 receptors. Hypertension. 29 (1 Pt 2), 483-487 (1997).
  24. Dietz, J. R., Landon, C. S., Nazian, S. J., Vesely, D. L., Gower, W. R. Effects of cardiac hormones on arterial pressure and sodium excretion in NPRA knockout mice. Exp Biol Med (Maywood). 229 (8), 813-818 (2004).
  25. Zhang, W., et al. Cyclosporine A-induced hypertension involves synapsin in renal sensory nerve endings. Proc Natl Acad Sci U S A. 97 (17), 9765-9770 (2000).
  26. Szczesny, G., Veihelmann, A., Massberg, S., Nolte, D., Messmer, K. Long-term anaesthesia using inhalatory isoflurane in different strains of mice-the haemodynamic effects. Lab Anim. 38 (1), 64-69 (2004).
  27. Tank, J., et al. Sympathetic nerve traffic and circulating norepinephrine levels in RGS2-deficient mice. Auton Neurosci. 136 (1-2), 52-57 (2007).
  28. Schwarte, L. A., Zuurbier, C. J., Ince, C. Mechanical ventilation of mice. Basic Res Cardiol. 95 (6), 510-520 (2000).
  29. Zuurbier, C. J., Emons, V. M., Ince, C. Hemodynamics of anesthetized ventilated mouse models: aspects of anesthetics, fluid support, and strain. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 282 (6), H2099-H2105 (2002).
  30. Farnham, M. M., O'Connor, E. T., Wilson, R. J., Pilowsky, P. M. Surgical preparation of mice for recording cardiorespiratory parameters in vivo. J Neurosci Methods. 248, 41-45 (2015).
  31. Cuellar, J. M., Antognini, J. F., Carstens, E. An in vivo method for recording single unit activity in lumbar spinal cord in mice anesthetized with a volatile anesthetic. Brain Res Brain Res Protoc. 13 (2), 126-134 (2004).
  32. Carruba, M. O., Bondiolotti, G., Picotti, G. B., Catteruccia, N., Da Prada, M. Effects of diethyl ether, halothane, ketamine and urethane on sympathetic activity in the rat. Eur J Pharmacol. 134 (1), 15-24 (1987).
  33. Wang, G. F., Mao, X. J., Chen, Z. J. Urethane suppresses renal sympathetic nerve activity in Wistar rats. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 18 (10), 1454-1457 (2014).
  34. Xu, H., et al. Effects of induced hypothermia on renal sympathetic nerve activity and baroreceptor reflex in urethane-anesthetized rabbits. Crit Care Med. 28 (12), 3854-3860 (2000).
  35. Shimokawa, A., Kunitake, T., Takasaki, M., Kannan, H. Differential effects of anesthetics on sympathetic nerve activity and arterial baroreceptor reflex in chronically instrumented rats. J Auton Nerv Syst. 72 (1), 46-54 (1998).
  36. Janssen, B. J., Smits, J. F. Autonomic control of blood pressure in mice: basic physiology and effects of genetic modification. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 282 (6), R1545-R1564 (2002).
  37. Nunn, N., Feetham, C. H., Martin, J., Barrett-Jolley, R., Plagge, A. Elevated blood pressure, heart rate and body temperature in mice lacking the XLalphas protein of the Gnas locus is due to increased sympathetic tone. Exp Physiol. 98 (10), 1432-1445 (2013).

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