ここでは、注射器駆動の直接噴射気化器を利用したデジタルの低流量麻酔システムを使用して、マウスに麻酔ガスをより安全かつ効率的に投与するためのプロトコルを紹介します。
この記事について
サマリー
要約
従来の気化器は、受動的な麻酔薬の気化のために流れるガスと大気圧に依存しています。新開発の直噴気化器は、シリンジポンプを使用して揮発性麻酔薬をガス流に直接投与します。従来の気化器とは異なり、非常に低い流量で使用できるため、マウスやラットでの使用に最適です。
低流量を使用する機器の能力は、麻酔薬、圧縮ガス、および木炭掃気フィルター1の必要性が減少するため、大幅なコスト削減をもたらす可能性があります。流量が小さいほど、麻酔ガスの無駄が少なくなり、検査室の人員が麻酔薬にさらされるリスクが減少する可能性があります。したがって、直接噴射気化器に関連する高レベルの精度と安全性、および麻酔薬、圧縮ガス、および木炭フィルターの必要性の低減は、小動物の麻酔を必要とする研究に有益です。
このプロトコルの目標は、デジタルの低流量麻酔システムの一部として、注射器駆動の直接噴射気化器の使用を実証することです。ダイレクトインジェクション気化器は、従来の気化器と比較して非常に低い流量で正確に麻酔を送達することができるため、げっ歯類への制御されたガス麻酔薬送達の有望な代替手段となっています。
概要
0.5〜10リットル/分2の流量との間で動作獣医学的使用のための利用可能な多くの精度の気化器があります。範囲がその小さな毎分呼吸量に比べて高くなるように、これらの流量は、げっ歯類のために理想的ではありません。高流量が原因低体温や呼吸器3,4の乾燥の彼らの推進に獣医学的に推奨されていません。さらに、多くの一般的な獣医の気化器メーカーのマニュアルには、高流量は背圧変動の発生の増加を引き起こす可能性があることを警告します。また、多くの標準的な気化器を500 ml /分の流速下不正確になることが示されているが、この速度は、獣医学の分野5-7の最小流量とみなされます。
動物は、1.5-2.2倍動物の分容積8-10と低い流速を使用してTピース回路または修飾ベイン回路に維持することができます。これらの流量はsufficienと考えられていますtは呼気の再呼吸を防止し、血液の二酸化炭素濃度が8の増大を防止することができます。この流量の推奨を使用して、30gのマウスは、従来の気化器の受け入れ500 ml /分の最小値よりも52 ml /分、約10倍以下と低い流量に維持することができます。
従来の気化器は、ガス流と受動麻酔剤気化大気圧に依存するが、直接噴射気化器は、全新鮮なガス流量を測定し、ガス流2に直接蒸気を注入します。いくつかの直接噴射気化器は、ガス流中に麻酔薬を投与するためにシリンジポンプを利用します。コンピュータ化されたコントロールは、これらのシステムは自動的に麻酔薬の所望の濃度に達するのに必要な液体薬剤の量を注入するシリンジポンプ速度を調整することを可能にします。シリンジ駆動気化器が利用可能であり、臨床および小児の使用が承認され、多くの同様の構成は次のように考えられています審美臨床実践11-16でデバイスを節約。すぐにそれらの承認後、シリンジポンプ気化器と麻酔薬節約装置は、動物実験8,17,18における使用のために適合させました。従来の気化器とは異なり、シリンジポンプを用いた直接噴射システムは、精度を維持するために最小流量によって制限されません。この理由から、この技術は、齧歯類麻酔及び低流量が必要とされる他のインスタンスで使用するのに理想的です。この気化器の設計に関連する利益および潜在的なコスト削減は、齧歯類1,19,20のために特別に設計された新しい麻酔システムの開発に影響を与えました。この新しいシステムは、ユーザが、圧縮ガスの供給源を必要とせずに麻酔を投与することができ、内蔵の空気ポンプを組み込んでいます。さらなる利点として、システムは、事前較正イソフルランおよびセボフルランの両方で使用するためのものです。実験動物のフィールドに、この気化器技術の導入により、私tは、圧縮ガスを必要とせずに近い推奨レベルまで流量で小さな実験動物を麻酔することが可能になりました。
プロトコル
すべての研究は、規制や制度ガイドラインに従って完了しました。この研究の動物の側面は、パーデュー大学動物実験委員会（PACUC）によって承認されたケント・サイエンティフィック社の動物使用プログラムによって評価され、実験動物22の管理と使用に関するガイドに従って行われました。
注：このプロトコルで使用される低流量デジタル麻酔システムが統合されたパルスオキシメータが装備されています。
1.統合されたパルスオキシメータを用いた低流量麻酔・システムの設定します
- イソフルランの配信のために
- キャリアガス供給源を選択します。内部の空気ポンプを利用するために、吸入室内空気への内部ポンプを可能にする、背面のインレットポートを緩め。
- ポートを排出するためにチャコールキャニスタを接続します。
- 低流量、デジタル麻酔システムの前面にYアダプターを接続します。トンに白い枝を接続するために色分けされたクリップを使用します彼ノーズコーン、および誘導室に青分岐します。
- 室への直接気流にホワイトクリップクランプとオープン青クリップクランプを閉じます。
- 2ミリリットルの注射器を選択します。
- 生理学的モニタリングのための、統合されたパルスオキシメータを使用して
- 「AUX」と表示された低流量麻酔システム、背面のポートにパルスオキシメータの足のセンサーを接続します。
2.設定を構成します
- 麻酔のための
- 麻酔システムの電源をオンにして、設定メニューにアクセスします。押して、赤でメインメニュー > 麻酔 > セットアップにアクセスするための設定します。
- 麻酔薬を選択してください。押して、赤でタイプANESTを強調表示するように設定します。イソフルランを選択するために、上下の矢印を使用します。
- シリンジサイズを設定します。押して、 シルサイズをハイライト表示するように設定します。 2ミリリットルの注射器を選択するために、上下の矢印を使用します。
- 空の位置を設定します。プレスhに設定ighlight赤で空集合 。シリンジホールディングクランプは、シリンジの金属製カラーに着座されるように注射器を配置することにより、シリンジ保持ブロック内の空、完全に押し下げガラスシリンジを固定します。プッシャーブロックは、シリンジプランジャの頂部と光密着するように、プッシャーブロックを移動するには上向きまたは下向き矢印を押してください。押して、空の位置を設定するために選択します。
- 押して、赤で削除ハイライト表示するように設定します。注射器を取り外して、ボトルの上部アダプタを使用してイソフルランで注射器を埋めます。
- 麻酔システムにシリンジを接続します。
- プライム麻酔デリバリーチューブ。押して、赤でプライムチューブを強調表示するように設定します。下を押して麻酔薬を注射器と蒸発器ブロックに黒のフィッティングに移動するまで。
- 麻酔を有効にします。押して、赤で有効強調表示するように設定します。 [ はい ] を選択するために、上下の矢印を使用します。押して[実行/戻るメインメニューに戻ります。
- Aを選択IR供給と分のボリューム。押して、赤でエア・サプライを強調表示するように設定します。 内部ポンプを選択するために、上下の矢印を使用します。押して、赤でミニッツの巻を強調表示するように設定します。 250ミリリットル/分に設定流量。
- 生理学的モニタリングのための
- マウス（240）に最小検出された心拍数を設定します。 メインメニューにアクセスするための設定を押して> MouseStat。上下の矢印ボタンを使用して最小心拍数を設定します。
3.麻酔配信を開始
- マウスを誘導
- 押して実行して、/バック回実行モードに入り、空気の流れを開始します。
- しっかりと蓋を閉じ、誘導チャンバ内にマウスを置きます。 3％に麻酔剤濃度ノブを調整します。
- マウスは、正向反射の消失により決定麻酔の所望の面に達するまで監視します。必要に応じて麻酔薬の濃度を調整します。
- 動物は、その立ち直り反射aを失ったら、ndは十分に麻酔され、0％に麻酔濃度ダイヤルを回します。著者らは、以前に気流が誘導室をフラッシュすることができ、30〜60秒麻酔深度1を反転させずにチャンバをパージするのに十分であることを見出しました。
- 素早くフェイスマスクに空気を導くように白いクランプを開き、誘導室に通じる青いクランプを閉じます。
- 離れた研究者からチャンバを開き、マウスを削除し、すぐにノーズコーンにフィット。
- フィードバックループの直腸プローブを介して37℃の体温を維持するように設定赤外線加温パッド上で動物を中心。
- マウスはノーズコーンに安定している場合、1.5％または麻酔剤濃度ノブを回すことにより、メンテナンスの必要に応じて、イソフルランの濃度を調整します。
- メンテナンスのために微小な量を減らします。動物を支援するための最小流量は、30gのマウスのための1.5-2.2倍動物の分容積（に等しいです。52ミリリットル/分）の最小値。ノーズコーンスタイルに特定の設定を推奨流量については、製造元の説明書を参照し、必要に応じて調整します。押して、メインメニューにアクセスするように設定してから、分巻が赤で強調表示されるまでセットアップを押します。目標流量を調整するために上下の矢印を使用します。押して[実行/戻るメイン画面に戻ります。
- すだれ状ピンチ中に引っ込め反射の欠如によって決定されるように、麻酔の深さを確認してください。麻酔中の乾燥を防ぐために、眼に眼軟膏を適用します。
4.生理学的モニタリングを開始
- 後足のパッドの上にセンサーを配置します。赤色光が足の下で、足を照らすようにセンサーを配置します。 oxiwaveを表示するには、画面上の上下の矢印を使用してください。動物を安全に低流量、シリンジ駆動型、デジタル気化器を用いて麻酔されます。
5.動物を削除します
- オフにします麻酔配信。
- 麻酔薬の配信を停止するには、最小（または0％）に麻酔剤濃度ノブを回し、フェイスマスクから動物を削除します。
- 麻酔の回復中に、マウスを監視します。マウスが完全に歩行可能となった後、ケージに戻します。
結果
動物
3成体C57 / BL6NTac雌マウス（タコニック、年齢6~7週、体重15±1 g）を麻酔し、心拍数、酸素飽和度、呼吸速度を監視しながら、1.3〜1.5％のイソフルランで維持しました。施設への到着前にルーチンベンダー試験によって決定されるようにすべてのマウスは、マウス病原体フリーでした。動物はmicroisolationのケージでグループ飼育しており、ボトルげっ歯類用の標準食と水へのフリーアクセスを提供します。
イソフルラン使い方
低流量麻酔システムは、使用中にシリンジ内に残っている麻酔薬の量を測定します。動物は、維持期間の終了時に再びノーズコーンに移し、そしてたように、シリンジ内のボリュームは、麻酔システムによって測定され、注目されました。最終容量ワット維持期間（ 図1）中に消費麻酔薬の量を定量化するための初期体積から減じました。
生理的パラメータ
心拍数、のSpO 2、呼吸数は、パルス酸素濃度計（4 - 図2）を介して、メンテナンス時にモニターしました。体温を赤外線加温パッドを介して37.5℃に維持しました。すだれ状ピンチから引っ込め反射の欠如によって決定されるように、各マウスは正常に、60分間、麻酔の外科手術面下室内空気/分100mlを低流量に維持しました。マウスが目を覚ましませんでしたか、メンテナンス期間中に断続的に適用されるインターデジタルピンチに応答します。動物の心拍数（ 図2）、血中酸素（ 図3）、および呼吸数（ 図4）は relat残りました研究を通してively安定。動物とセンサの位置決めに、マウス1およびマウス3からの呼吸速度信号が断続的だったし、測定が中断されました。動物の位置決めを調整したときに、信号が向上し、測定された呼吸速度は、同様の時点で他に匹敵しました。低流量デジタル麻酔システムは、メンテナンス期間（ 図1）の60分の間、イソフルランの0.63ミリリットルの平均値を使用しました。
図1： イソフルラン使用デジタル低流量麻酔システムを使用して、麻酔の維持の1時間かけて3匹の異なるマウスのためミリリットルで使用されるイソフルランの量。。 この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。
図2： 心拍数分当たりのビートで3匹のマウスの心拍数（bpm）デジタル低流量麻酔システムとの最初の麻酔導入後5-60分。。 この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。
図3： 酸素飽和度 3匹のデジタル低流量麻酔システムとの最初の麻酔導入後の5-60分の血中酸素飽和度（％） この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。
図4：呼吸数分（BPM）デジタル低流量麻酔システムとの最初の麻酔導入後5-60分あたりの呼吸で3匹のマウスの呼吸数は、 この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。
ディスカッション
デジタル低流量麻酔システムは、ユーザが効率的に任意の圧縮ガスを使用することなく、非常に低い流量でマウスを麻酔することができます。これは、約500 ml /分の最小流量で圧縮ガスの供給源を必要とする大部分の標準的な受動的な蒸発器、大きく異なります。標準の気化器は、階調間の精度を欠いているダイヤルを利用し、彼らは精度を維持するために、毎年サービスされなければなりません。シリンジ駆動麻酔システムは、シリンジポンプの正確な必要な速度を計算するために設定された流量で麻酔薬の具体的な濃度を提供することができます。ルーチンのキャリブレーションは、追加のコストと時間の節約をもたらす、不必要です。
非再呼吸回路に動物を維持するために推奨される最小流量は、1.5から2.2倍、動物の分のボリュームです。本研究で使用し100ml /分の流量を動物に十分な麻酔薬を送達するために、この最小値を超えていました。流量設流量を直接与えられた期間に使用されるイソフルランの量に関連するようにGSは、この麻酔薬送達技術にとって重要です。低流量で使用する場合、動物がまだ有効1,19-21麻酔しながら、この技術は非常に、使用時に必要なイソフルランの量を減らすことができます。
従来の気化器と低流量デジタル気化器との間に新たな設備コストは同等です。しかし、デジタル低流量麻酔システムは、イソフルランまたはセボフルランのいずれかを送達する能力を有します。これは、指定されたイソフルランおよびセボフルラン精度気化器、麻酔薬の両方を使用してグループのための初期の設備コストを削減する必要がなくなります。低流量デジタル気化器1,19,20を使用するとき、気化器技術との間の最近公開された比較は、時間の経過と共にコスト削減を示唆しています。これらの比較の結果は、年間を通じて潜在的なコスト削減を近似するために使用することができます。として52週間、週に2時間ずつ、5日間で行われる一般的な使用の設定をsuming、伝統的なイソフルラン気化器は、イソフルランの3.8 L、または12 250ミリリットルのボトルを消費します。同じ周波数で使用される低フローデジタル気化器は、ちょうど0.32 L、または2 250ミリリットルのボトルを消費することになります。チャコールキャニスタの消費量も低減されます。各キャニスターが掃気廃ガスの50グラムを保持していると仮定すると、従来の気化器は、年間を通じて約21チャコールキャニスターを記入します。比較して、低流量デジタル気化器は、6個以下が必要になります。従来の気化器は、9500 L.デジタル低流量気化器の一部のモデルで利用可能な内部空気ポンプの容量で年間約5大ガスボンベ、それぞれを必要とする、圧縮ガスの必要性を排除します。圧縮ガスが使用された場合、システムは、年1ごとに1シリンダーを使用します。
技術が必要に基づいて変更することができます。低フローデジタルvaporiz者は、ユーザが迅速かつ正確に麻酔深度を調整することを可能にします。麻酔の深さを増減する必要がある場合、ユーザは、システム上のダイヤルを使用して、0.1％単位で麻酔薬の濃度を増加させることができます。手順全体を通して、必要に応じて流量も調節することができます。より大きなシリンジサイズが長い手続きのために利用可能であるにもかかわらずこのプロトコルは、2ミリリットルの注射器を利用しています。内部空気ポンプは、ユーザーに圧縮ガス源を必要とせずに、動物を麻酔するためのオプションを提供しています。圧縮ガスまたは酸素補給を必要とする手順については、ユーザではなく、周囲の空気を使用するよりも低流量システムへのガス供給源を接続するためのオプションを持っています。ユーザーは、プロシージャ全体で選択された空気源を提供し続けることができ、または必要に応じて内部のポンプと圧縮ガス源を切り替えることができます。例えば、ユーザは、誘導およびメンテナンス時に内部ポンプを介して室内の空気を提供するようにシステムを設定しますが、補足オキシを供給することができますリカバリ中GEN。
低流量デジタル気化器を使用することには多くの利点がありますが、同様の制限があります。フラッシュバルブが含まれていないので、手動で開放する前に、きれいな空気で室内をフラッシュする導入室をパージするための唯一の方法です。このシステムは、ごく低い流量で動作するように設計されており、従来の気化器は、10リットル/分までの流量で使用することができる800 ml /分の流速の上方麻酔を提供しません。この特定のシステムは、したがって、小型の動物種にのみ適しています。さらに、システムは、従来の気化器に比べて少ない麻酔薬を保持しています。注射器は、手順の間に補充されなければならない状況があるかもしれません。しかし、再充填時の遅延が空のシリンジを交換するために近くの第2のシリンジを事前に充填することによって減少させることができます。 10ミリリットルまでのシリンジサイズは半ば手順シリンジを補充する必要性を軽減するために利用可能です。最後に、従来の気化器と異なり、低-FLOWデジタル気化器は、電気を必要とします。バッテリーは、電力が利用できない、または停電時にあるインスタンスで使用できます。
以前の研究は、低流量のデジタルシステムは、従来の麻酔システム1,19,20に比べて少ないイソフルラン、キャリアガス、及び木炭キャニスタを消費することを示しています。さらに作業がこれらの分野で必要とされているが掃気麻酔ガスの減少はまた、余剰麻酔ガスの低減を識別することができます。ガス赤外線分光法は、廃棄物のイソフルランの製造を監視するために使用することができ、線量計バッジは、将来の比較研究室職員にイソフルラン暴露を定量するために使用することができます。
要約すると、麻酔薬送達のためのこの技術は向上により、安全性、有効性、および従来のシステムに比べて高精度に齧歯類麻酔を行うグループに有益なものとなろう。
開示事項
このプロジェクトは、ケント・サイエンティフィック社、CJ Goergenにアメリカ心臓協会（SDG18220010）、およびパデュー大学によって設備と資金でサポートされていました。著者クリスタBigiarelliとイリーナTooreは、この記事で使用される機器を生産ケント・サイエンティフィック社の従業員です。この記事のオープンアクセス出版は、ケント・サイエンティフィック社が主催しています。
謝辞
著者には謝辞がありません。
材料
| 名前 | 会社 | カタログ番号 | コメント |
|---|---|---|---|
| 麻酔器具 | |||
| SomnoSuite 低流量デジタル麻酔システム | ケント・サイエンティフィック・コーポレーション | SOMNO | こぼれ防止、蒸気防止ボトルトップアダプターが含まれています。Yアダプターチューブ;炭掃気フィルター |
| MouseSTAT パルスオキシメータ &心拍数モニター | ケント・サイエンティフィック・コーポレーション | SS-MSTAT-Module | 統合 SomnoSuite |
| MouseSTAT マウス足センサー | ケント・サイエンティフィック・コーポレーション | MSTAT-MSE | |
| 2 ml ガラス注射器 | ケント・サイエンティフィック・コーポレーション | SOMNO-2ML | |
| 低コスト誘導チャンバー、0.5 L | ケント・サイエンティフィック・コーポレーション | SOMNO-0705 | |
| ロープロファイル・フェイスマスク、x-small | ケント・サイエンティフィック・コーポレーション | SOMNO-0304 | |
| Animal Warming | |||
| PhysioSuite 生理学的モニタリング・システム RightTemp 恒温性温暖化 | ケント・サイエンティフィック・コーポレーション | PS-RT | 赤外線温暖化パッド、直腸プローブ、パッド温度プローブ |
| 麻酔薬 および薬 | |||
| イソフルラン(250mlボトル) | Piramal Healthcare | ||
| Puralube Opthalmic Ointment | Perrigo |
参考文献
- Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers. JAALAS. 54 (6), 756-762 (2015).
- Chakravarti, S., Basu, S. Modern Anaesthesia Vapourisers. Indian J Anaesth. 57 (5), 464-471 (2013).
- Carroll, G. Small Animal Anesthesia and Analgesia. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).
- Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).
- Ambrisko, T. D., Klide, A. M. Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates. Am J Vet Res. 67 (6), 936-940 (2006).
- McKelvey, D. H. Veterinary Anesthesia and Analgesia. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).
- Thomas, J., Lerche, P. Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians. , 4th ed, Mosby. St. Louis, MI. 335(2011).
- Flecknell, P. Laboratory animal anaesthesia. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).
- Mapleson, W. W. The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems. Brit J Anaesth. 26 (5), 323-332 (1954).
- Ward, C. S. Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment. , W. B. Saunders. London. (1985).
- El-Attar, A. M. Guided isoflurane injection in a totally closed circuit. Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).
- Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. A computer-controller closed anaesthetic breathing system. Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).
- Lowe, H. J., Cupic, M. Dose-regulated automated anesthesia (Abstract). Br. J. Clin. Pharmacol. 12 (2), 281-282 (1971).
- Soro, M., et al. The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia. Anes Analg. 111 (5), 1176-1179 (2010).
- Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. Uptake of desflurane during anaesthesia. Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).
- Weingarten, M., Lowe, H. J. A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia. Anes Analg. 52 (4), 634-642 (1973).
- Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent. Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).
- Kelly, J. M., Kong, K. L. Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use. Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).
- Matsuda, Y., et al. NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice. Exp Anim. 56 (2), 131-137 (2007).
- Matsuda, Y., et al. Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice. Biol Pharm Bull. 30 (9), 1716-1720 (2007).
- Voightsverger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
- Garber, J., et al. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 8th edn, The National Academic Press. Washington DC. (2011).
再版と許可
