このコンテンツを表示するには、JoVEへの購読が必要です。 または、無料トライアルをお申し込みください。

方法論記事

前根刺激のための斜め脊髄スライスの調製

9.5K 閲覧数

⸱

DOI：

10.3791/54525

⸱

2016年10月13日

 , 
1Centre National de la Recherche Scientifique (UMR 8119), Centre de Neurophysique, Physiologie et Pathologie, Université Paris Descartes

この記事について

サマリー

若いマウスで脊髄の斜めスライスを準備する方法を示します。この調製により、腹根の刺激が可能になります。

要約

脊髄切片からの電気生理学的記録は、携帯電話からネットワーク特性に問題の広い範囲を調査する価値のある技術であることが証明されています。私たちは、若いマウス（ - P11 P2）の脊髄の実行可能な斜めのスライスを準備する方法を示しています。この準備では、運動ニューロンは脊髄の前根から出てくる彼らの軸索を保持します。これらの軸索の刺激は脊髄内の運動ニューロンのSOMAの、エキサイティングな運動ニューロン担保に侵入バック伝搬する活動電位を誘発します。逆行性活動電位の記録は、他の識別方法を上回る運動ニューロンのアイデンティティを、特徴付けるため、即時の決定的かつエレガントな方法です。また、運動ニューロンの担保を刺激することは、他の運動ニューロンまたはRとして、脊髄内の運動ニューロンの担保対象を励起するためのシンプルで信頼性の高い方法であります細胞をenshaw。このプロトコルでは、我々は前根刺激に起因する、逆行運動ニューロンのSOMAのからの記録だけでなく、レンショウ細胞の興奮を提示します。

概要

歴史的に、シャープな電極を用いた運動ニューロンの記録は、例えば、ネコやネズミ1などの大型動物やマウス2で分離された全脊髄のin vivoで行われました。 SOMAの必要なシールのような運動ニューロンへの直接アクセスを呼びかけ1980年代にパッチクランプ記録技術の出現は、視覚的な指導の下で達成されます。したがって、脊髄スライス標本は容易に1990年代初頭3は達成されています。しかし、初期のスライス標本は、多くの場合、前根を刺激することができませんでした。我々の知る限り、唯一の二つの研究は、横断スライスにおける腹側根の成功刺激を報告している、とどれもマウス4,5から得られませんでした。

運動ニューロンプールはその前根を逸脱軸索を保持する - この記事では、新生児マウス（P11 P2）の実行可能な脊髄スライスを達成するための手法を提示します。ベントRALルート刺激は同じ前根から出た運動ニューロンプールのSOMAのに戻し逆行性活動電位をトリガします。また、運動ニューロン担保対象、他の運動ニューロン6-10とレンショウ細胞11-13を励起します 。唯一の運動ニューロンは、前根ダウンその軸索を送っているので、我々は運動ニューロン10を識別physiologicalyするための簡単で確実な方法として、逆行性活動電位の記録を使用します。

運動ニューロンのアイデンティティを確認するために、潜在的に非包括的または誤解を招く電気生理学的および形態学的な規準を使用することに加えて、脊髄運動ニューロン上の最近の研究はまた、面倒で時間のかかる事後染色16に依存していました。このような識別は、通常は記録された細胞のサンプルに対して実行されます。他の特定の戦略は、運動ニューロンの内因性蛍光を発現するマウス系統に依存しています 17-19。研究はすでにトランスジェニックマウスラインを使用して、必要な場合は、マーカーの発現はまだ変数であるか、しかし、遺伝的にコードされたマーカーを使用すると、若い年齢で難しいかもしれません。また、逆行性活動電位の記録は、セル記録の開始からすべてのマウスに日常的に行うことができます。ネコ、ラットおよびマウスで無傷の脊髄の準備に取り組んで実験者は、確実に1950年の1,2,20,21ため、このような識別技術を使用しています。最適な条件では、記録された運動ニューロンの事実上すべてから逆行性活動電位を誘発することができました。

また、前根刺激は確実に他の運動ニューロン22,23、またはそれらの標的を励起するために使用することができます。レンショウ細胞10,24,25。ここでは、運動ニューロンのSOMAのからの逆行性活動電位記録の形で前根刺激の用途だけでなく、レンショウ細胞の興奮を提示します。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

プロトコル

実験は、欧州指令（609分の86 / CEEと2010から63-UE）とフランスの法律に従って行われ、パリデカルト大学の倫理委員会によって承認されました。

1.脊髄スライスの準備

  1. 毎日、以下の溶液を調製するか、事前に1日。場合は95％O 2および5％CO 2で一晩、バブルを維持し、密閉瓶で冷蔵保管してください。
    1. 低のNa +人工脳脊髄液（ACSF）を準備：3のKCl、1 mMののNaH 2 PO 4、230mMのスクロース、26 mMの炭酸水素ナトリウム、0.8mMのCaCl 2を、8のMgCl 2、25 mMグルコース、0.4 mMのアスコルビン酸、 1 mMののNa-kynurenate、2 mMのピルビン酸ナトリウム。 95％O 2および5％CO 2（pH7.4）でバブル。 Na-kynurenateは、多くの場合、溶解することが困難であるので、材料の表に記載されているものを購入することを確認します。
    2. K-グルコン酸ソリューを準備ン：KOHでpH7.4に調整130mMのK-グルコン酸塩、15mMのKClを、0.05 mMのEGTA、20mMのHEPES、25 mMグルコース、1mMのNaをkynurenate、2 mMのピルビン酸ナトリウム、。
    3. 準備ACSF：130のNaCl、2.5mMのKClを、2mMのCaCl 2を、1mMのMgCl 2、1mMののNaH 2 PO 4、26 mMの炭酸水素ナトリウム、25 mMグルコース、0.4mMのアスコルビン酸、2mMのナトリウムピルビン酸。 95％O 2および5％CO 2（pH7.4）でバブル。
    4. 解剖の開始前に、K-グルコン酸溶液を80ミリリットルで2％寒天を溶解し、60℃で保温。
  2. 心臓内灌流
    1. P2からP11までの年齢に至るまで、雌雄のマウスにこの準備を行います。
    2. 25mMのペントバルビタールナトリウム（50mg / kg）の0.1mlを腹腔内注射してマウスを麻酔。
    3. 針やテープを使用して、シリコンを充填した大型シャーレに背の上でマウスを固定化します。解剖顕微鏡を使用して、解剖の残りの電子。
    4. 胸骨の先端を持ち、胸を持ち上げ、細かいハサミを使用して、振動板をカット。その後、心臓を露出するためにリブを切断することにより、両側の胸を開きます。
    5. 27G針で左心室を穿刺する前に、右心房をカットします。
    6. 氷のように冷たい低いのNa + ACSFで灌流します。 30秒後に、低いのNa + ACSFは、心房から流出見られるべきです。ナトリウムの低い量はスパイクから細胞を防止し、解剖時に細胞死を減少させます。
    7. 血液が排出される際に肝臓が黄色になるまで解剖顕微鏡下で心臓に針を保持し続けます。
  3. 脊髄の解剖
    1. 動物の首をはねるとそのお腹の上に置きました。
    2. 素早くバック（ 図1A1）の皮膚を除去。肩を介して2つのカットを行い、胸のケージ（ 図1A2）を下って行きます。その後リットルとしてコードをカット動物の下部からリブの始まりと脊柱を分離するために、尾部でできるだけOW。再び動物を裏返し、まだリブに取り付けられた内臓を取り除きます。
    3. 別の脊柱を移し、より小さなシリコンで満たされたペトリ皿と背側を上（ 図1A）、それを保持するために4虫ピンを使用します。
    4. 背側の椎弓切除を行い、吻側端（ 図1B）から脊髄を露出させながら、連続的に（約4℃）カーボゲンバブリングACSFで動物を灌流。これを行うには、骨と脊髄の間の微妙なハサミの先端を挿入し、白質から離れて滞在することを確認して、吻側端から少しずつ骨を切りました。それぞれの側に代替すでに（ 図1B1）カット骨のバンドを離れて保つためにピンセットを使用している間。
    5. 利用可能な最小春のはさみとピンセットを使用して、硬膜とカットを持ち上げますはさみで脊髄を損傷しないようにするために、両側に硬膜の緩い部分を保持したまま。吻側 - 尾側軸に沿って切断。
      注：硬膜は、半透明の連続膜です。この年齢で軟膜はあまりにも脆く、解剖やスライシング（ 図1B2）の間に離れて来ます。
    6. 硬膜は、吻側側から、使用に優しくハーフカット脊柱によって形成された溝の左側にコードをプッシュし、右側の腹側と背側根をカットする鈍いガラスやプラスチックの先端を除去されると、彼らは（少なくとも数mm、 図1B2）コードを入力する場所から遠いです。
    7. 常に頭側から尾側に行く、左側の操作を繰り返します。左利きの場合は、左側から開始し、右側に移動します。
  4. 寒天に埋め込みます
    1. 脊柱の外にコードをスリップ。突き止めるために小さい虫ピンを使用しますコード背面を上にしてと繊細にはまだ（ 図1C1）それに接続されている膜の任意の部分を削除します。
    2. 洗浄後は、両端（ 図1C2）をトリミングします。コードを操作し、その向き（ 図1C2の矢印）を注意することは、コードの前部に曲がった虫ピンを挿入します。その後、氷冷K-グルコン酸溶液に脊髄を転送します。
      注：このソリューションは、CSFの細胞内の組成を模倣し、運動ニューロンが26をカットされます一度浸透圧ショックで死ぬから細胞を防ぐことができます。
    3. 脊髄がイントラセルラーソリューション内になると、乾燥槽の外に寒天を入れたビーカーを取り、氷と水の混合物でそれをクールダウン。
    4. 温度を測定しながら攪拌してください。温度が到達すると38°Cは、虫ピンでそれを保持し、脊髄を浸すとダウンそれを吻側側に配置します。脊髄は、STのようであることを確認してくださいraight可能な限り、離れて尾部、壁からやや上向き（ 図1D1）。
    5. 寒天は、可能な限り迅速に固化することを可能にするために氷と水の混合物中にビーカーを残します。それは場所にとどまり、コードが直（ 図1D1）可能な限りであることを確認してください。
  5. スライス
    1. 固化した後、ブロックのベースはコード（ 図1D2の矢印）の腰部に35°の角度になるように脊髄を含む寒天ブロックをカット。背面は、ベース（ 図1D2）から反対されるべきです。
      注：これは、彼らが終了し、そこから前根に運動ニューロンプールの連続性を維持するための手順における重要なステップです。
    2. シアノアクリレート接着剤を使用して、ビブラのチャンバ内にブロックを接着。維持するために、K-グルコン酸溶液中に浸し、酔っぱらった冷凍K-グルコン酸溶液を加え（2℃以下）チルド風呂。
    3. （その曲率と大きい直径によって識別）腰部の400μmの厚さにスライス - 350をカットします。その正しい向き（1.4.1を参照。）で、腹面に背側から切り取り、スライス連続より吻側を作るためにブレードを使用しています。一般的に、2mm以上を拡張する前根と4-5の適切なスライスがあります。 10°の角度、70 Hzの振動周波数とスライスの10mm /分の速度：次のパラメータを使用します。
  6. インキュベーション
    1. 34℃でACSFにスライスを転送します。約30分後、RTにスライスを冷却し、記録セッションを開始します。

figure-protocol-1
図1.解剖
A1：脊柱を露出させるために背中の皮膚の除去A2：脊柱を解放するために肩や肋骨の切断B1：脊椎のコラムはシリコンで満たされたペトリ皿（背側を上、左尾側）に固定B2：脊髄露出し、解剖と同じC1：脊髄孤立。（左吻側側）C2：埋め込みする準備ができて脊髄（腹側まで、吻側側左）。吻側側の小さい虫ピンに注意してくださいD1：寒天ビーカー（吻側側ウ、底に面した腹側）で脊髄D2：埋め込まれた脊髄と寒天ブロックをカット。 35°の角度にブロックのベースと腰膨大（矢印）と脊髄のフォームを注意してください。スケールバー1センチメートル。 この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。

2.チャンバー内にスライスを配置します

注：Veはntral根は可変サイズです。

  1. 事前に40から170ミクロンまでの範囲の先端径を有する様々なピペットの箱を用意します。吸引ピペットを準備するには、長いテーパーで、多くのピペットを準備します。ダイヤモンドナイフを使用して、異なる位置で切断してください。その後、解剖顕微鏡下で、ピンセットで先端を押すことでそれを破ります。
  2. 記録顕微鏡から室を削除し、解剖顕微鏡下に置きます。
  3. 吸引刺激電極上に搭載されるのに十分な長さ（2mm以上）の腹側のルートを含むスライスを選択します。前根とスライス上方（ 図2A）の適切な方向を選択し、スライス（ 図2B）の周りに寒天の残りの部分を残しながら微妙に前根の周りに寒天をカット。
    注：寒天は、スライスよりもより強固であるため、これはスライスのアンカーのスレッドが寒天上ではなくスライス上に静止することができますので、Anchorは、組織を損傷することはありません。スライスのアンカーのスレッドが（ 図2Cに赤で示されている）運動ニューロンプールの上にあることを確認します。
  4. 顕微鏡上にバックチャンバーをマウントし、継続的に1の割合でACSFで記録チャンバーを灌流 - 室温で、2ml /分。ガラスピペットACSFを充填したシリンジに接続を使用して、前根（ 図2Cの矢印）のいずれかを吸います。前根の良い刺激を達成するために、ピペットチップは、前根の周りにタイトにする必要があります。一方の極には、刺激電極と他の浴中で1つ（またはパッチクランプ電極基準に接続されている）であるべきです。
  5. 所望の細胞型のパッチクランプ記録を達成し、previsouly 10記載されているように前根刺激の効果を記録。
    1. ここでは、データ収集のためのアンプを使用しています。 3 kHzでホールセル記録をフィルタリングします。 10kHzでデジタル化します。 curreにブリッジ抵抗を補償NT-クランプモード。

figure-protocol-2
図2.前根の準備
：上を向いて前根と寒天中に埋め込まれた腰椎脊髄スライスB：寒天から解放された前根と腰椎脊髄スライスC：しっかりと前根（矢印）の周りに配置され刺激電極と腰椎脊髄スライス。マウスレポーターR26 トム・17。スケールバー1ミリメートルと交配chrna2-Creをマウス28で赤色蛍光を発現しているレンショウ細胞の位置に注意してください。 この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

結果

逆行性活動電位を用いた運動ニューロンの同定確認

細胞標的化

運動ニューロンは腹角に存在します（図2Cで赤色に表示）。腹根を形成する軸索束から開始し、束が完全に分散し、大型の細胞（細胞体軸が長く、20 µm以上）が見え始めるまで上に移動します。初期抵抗が3〜4 MΩの電極を用いて、健康的で丸い形態の細胞のホールセル記録を行います。使用した内部液の組成は、140 mM K-gluconate、6 mM KCl、10 mM HEPES、1 mM EGTA、0.1 mM CaCl2、4 mM Mg-ATP、0.3 mM Na2GTPです。KOHでpHを7.3に調整し、蒸留水を加えて浸透圧を285 - ...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

ディスカッション

脊髄の斜めスライスは、信頼性が高く、包括的かつ特異的な方法で、単一の椎骨セグメントの運動ニューロンプールとレンショー細胞を片側で刺激できるため、重要です。さらに、記録された運動ニューロンを迅速、エレガント、明確に識別することができます。次に、他のスライス調製方法と比較したこの手法の利点を強調し、次に、この手順を実行する際に避けるべき最も一般的な落とし穴を強調します。

横スライスを使用したほとんどの研究は、固有の電気的特性に基づいて識別されています 3,14,15,29。ただし、これらは、運動ニューロンプール間、および特定のプール内の運動ニューロンサブタイプ間で大きく異なります(アルファ、ベータ、およびガンマ運動ニューロン30)。したがって、サイズパラメータを使用した研究では、より小さなガンマ運動ニューロンが除外される可能性があります。一方、CooperとSherringtonは、1940年に、上行軸索を横切ったサルと猫の腰脊髄の腹外側灰白質にある大きな神経細胞のグループを記述しました31,32。彼らは、運動ニューロン...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

開示事項

著者らは開示するものは何もない。

謝辞

著者は、写真を撮るのを手伝ってくれたMarin ManuelとOlivia Goldman-Szwajkajzerに感謝します。著者はまた、原稿を校正してくれたArjun MasukarとTobias Bockに感謝します。Agence Nationale pour la Recherche (HYPER-MND, ANR-2010-BLAN-1429-01)、NIH-NINDS (R01NS077863)、Thierry Latran Foundation (OHEX Project)、フランスミオパシー協会 (助成金番号 16026)、Target ALS からの財政支援は感謝しています。フェリックス・ルロワは、カシャンのエコールノルマル高等師範学校から「コントラトドクター」を授与されました。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
Na-キヌレン酸ABCAMab120256、他のブランド
KClシグマP3911
NaH2PO4SigmaP5655ス
クロース シグマS9378
NaHCO3 シグマS6014
CaCl2 G BiosciencesR040
MgCl<サブ>2 品質生物学的351-033-721
グルコース SigmaG5767
アスコルビン酸 SigmaA5960
Na-ピルビン酸 SigmaP2250
K-グルコン酸 シグマP1847
EGTA シグマE3889
HEPES ΣH4034
NaClΣS9888
寒天ΣA9799
QX-314AlomoneQ150
Mg-ATPΣA9187
CsOHΣ232041
Na-GTPΣ51120
グルコン酸ΣG1951
水酸化セシウム溶液シグマ232041
KOHシグマP5958
バンナススプリングはさみ-2.5mm FST15000-08、硬膜を切断するためにのみ使用し、骨を切断する場合に損傷を受ける可能性があります
刺激装置AMシステム分離パルス刺激装置 モデル2100
ビブラトームカムデン振動ミクロトーム7000 - モデル7000smz-2
はは

参考文献

  1. Brooks, C. M., Downman, C. B., Eccles, J. C. After-potentials and excitability of spinal motoneurones following antidromic activation. J Neurophysiol. 13 (1), 9-38 (1950).
  2. Bories, C., Amendola, J., Lamotte d'Incamps, B., Durand, J. Early electrophysiological abnormalities in lumbar motoneurons in a transgenic mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. Eur J Neurosci. 25 (2), 451-459 (2007).
  3. Takahashi, T. Membrane currents in visually identified motoneurones of neonatal rat spinal cord. J Physiol. 423, 27-46 (1990).
  4. Hori, N., Tan, Y., Strominger, N. L., Carpenter, D. O. Intracellular activity of rat spinal cord motoneurons in slices. J Neurosci Methods. 112 (2), 185-191 (2001).
  5. Arai, Y., Mentis, G. Z., Wu, J. Y., O'Donovan, M. J. Ventrolateral origin of each cycle of rhythmic activity generated by the spinal cord of the chick embryo. PLoS One. 2 (5), e417(2007).
  6. Cullheim, S., Lipsenthal, L., Burke, R. E. Direct monosynaptic contacts between type-identified alpha-motoneurons in the cat. Brain Res. 308 (1), 196-199 (1984).
  7. Cullheim, S., Kellerth, J. O., Conradi, S. Evidence for direct synaptic interconnections between cat spinal alpha-motoneurons via the recurrent axon collaterals: a morphological study using intracellular injection of horseradish peroxidase. Brain Res. 132 (1), 1-10 (1977).
  8. Gogan, P., Gueritaud, J. P., Horcholle-Bossavit, G., Tyc-Dumont, S. Direct excitatory interactions between spinal motoneurones of the cat. J Physiol. 272 (3), 755-767 (1977).
  9. Ichinose, T., Miyata, Y. Recurrent excitation of motoneurons in the isolated spinal cord of newborn rats detected by whole-cell recording. Neurosci Res. 31 (3), 179-187 (1998).
  10. Lamotte d'Incamps, B., Ascher, P. Four excitatory postsynaptic ionotropic receptors coactivated at the motoneuron-Renshaw cell synapse. J Neurosci. 28 (52), 14121-14131 (2008).
  11. Renshaw, B. Central effects of centripetal impulses in axons of spinal ventral roots. J Neurophysiol. 9, 191-204 (1946).
  12. Renshaw, B. Interaction of nerve impulses in the gray matter as a mechanism in central inhibition. Fed Proc. 5 (1 Pt 2), 86(1946).
  13. Renshaw, B. Observations on interaction of nerve impulses in the gray matter and on the nature of central inhibition). Am J Physiol. 146, 443-448 (1946).
  14. Pambo-Pambo, A., Durand, J., Gueritaud, J. P. Early excitability changes in lumbar motoneurons of transgenic SOD1G85R and SOD1G(93A-Low) mice. J Neurophysiol. 102 (6), 3627-3642 (2009).
  15. Quinlan, K. A., Schuster, J. E., Fu, R., Siddique, T., Heckman, C. J. Altered postnatal maturation of electrical properties in spinal motoneurons in a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. J Physiol. 589 (Pt 9), 2245-2260 (2011).
  16. Martin, E., Cazenave, W., Cattaert, D., Branchereau, P. Embryonic alteration of motoneuronal morphology induces hyperexcitability in the mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. Neurobiol Dis. 54, 116-126 (2013).
  17. Hadzipasic, M., et al. Selective degeneration of a physiological subtype of spinal motor neuron in mice with SOD1-linked ALS. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (47), 16883-16888 (2014).
  18. Wichterle, H., Lieberam, I., Porter, J. A., Jessell, T. M. Directed differentiation of embryonic stem cells into motor neurons. Cell. 110 (3), 385-397 (2002).
  19. Tallini, Y. N., et al. BAC transgenic mice express enhanced green fluorescent protein in central and peripheral cholinergic neurons. Physiol Genomics. 27 (3), 391-397 (2006).
  20. Manuel, M., et al. Fast kinetics, high-frequency oscillations, and subprimary firing range in adult mouse spinal motoneurons. J Neurosci. 29 (36), 11246-11256 (2009).
  21. Obeidat, A. Z., Nardelli, P., Powers, R. K., Cope, T. C. Modulation of motoneuron firing by recurrent inhibition in the adult rat in vivo. J Neurophysiol. 112 (9), 2302-2315 (2014).
  22. Leroy, F., Lamotte d'Incamps, B., Imhoff-Manuel, R. D., Zytnicki, D. Early intrinsic hyperexcitability does not contribute to motoneuron degeneration in amyotrophic lateral sclerosis. Elife. 3, (2014).
  23. Leroy, F., Lamotte d'Incamps, B., Zytnicki, D. Potassium currents dynamically set the recruitment and firing properties of F-type motoneurons in neonatal mice. J Neurophysiol. 114 (3), 1963-1973 (2015).
  24. Lamotte d'Incamps, B., Ascher, P. Subunit composition and kinetics of the Renshaw cell heteromeric nicotinic receptors. Biochem Pharmacol. 86 (8), 1114-1121 (2013).
  25. Lamotte d'Incamps, B., Krejci, E., Ascher, P. Mechanisms shaping the slow nicotinic synaptic current at the motoneuron-renshaw cell synapse. J Neurosci. 32 (24), 8413-8423 (2012).
  26. Dugue, G. P., Dumoulin, A., Triller, A., Dieudonne, S. Target-dependent use of co-released inhibitory transmitters at central synapses. J Neurosci. 25 (28), 6490-6498 (2005).
  27. Mentis, G. Z., Siembab, V. C., Zerda, R., O'Donovan, M. J., Alvarez, F. J. Primary afferent synapses on developing and adult Renshaw cells. J Neurosci. 26 (51), 13297-13310 (2006).
  28. Perry, S., et al. Firing properties of Renshaw cells defined by Chrna2 are modulated by hyperpolarizing and small conductance ion currents Ih and ISK. Eur J Neurosci. 41 (7), 889-900 (2015).
  29. Thurbon, D., Luscher, H. R., Hofstetter, T., Redman, S. J. Passive electrical properties of ventral horn neurons in rat spinal cord slices. J Neurophysiol. 79 (5), 2485-2502 (1998).
  30. Zengel, J. E., Reid, S. A., Sypert, G. W., Munson, J. B. Membrane electrical properties and prediction of motor-unit type of medial gastrocnemius motoneurons in the cat. J Neurophysiol. 53 (5), 1323-1344 (1985).
  31. Cooper, S., Sherington, C. S. Gower's tract and spinal border cells. Brain. 63, 123-124 (1940).
  32. Morin, F., Schwartz, H. G., O'Leary, J. L. Experimental study of the spinothalamic and related tracts. Acta Psychiatr Neurol Scand. 26 (3-4), 371-396 (1951).
  33. Sengul, G., Fu, Y., Yu, Y., Paxinos, G. Spinal cord projections to the cerebellum in the mouse. Brain Struct Funct. 220 (5), 2997-3009 (2015).
  34. Russier, M., Carlier, E., Ankri, N., Fronzaroli, L., Debanne, D. A-, T-, and H-type currents shape intrinsic firing of developing rat abducens motoneurons. J Physiol. 549 (Pt 1), 21-36 (2003).
  35. Dourado, M., Sargent, P. B. Properties of nicotinic receptors underlying Renshaw cell excitation by alpha-motor neurons in neonatal rat spinal cord). J Neurophysiol. 87 (6), 3117-3125 (2002).
  36. Mitra, P., Brownstone, R. M. An in vitro spinal cord slice preparation for recording from lumbar motoneurons of the adult mouse. J Neurophysiol. 107 (2), 728-741 (2012).
  37. Rothman, S. M. The neurotoxicity of excitatory amino acids is produced by passive chloride influx. J Neurosci. 5 (6), 1483-1489 (1985).
  38. Olney, J. W., Price, M. T., Samson, L., Labruyere, J. The role of specific ions in glutamate neurotoxicity. Neurosci Lett. 65 (1), 65-71 (1986).

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

再版と許可

タグ

ACSF
前根刺激のための斜め脊髄スライスの調製
お問い合わせ
図書館への推薦

プライバシー

利用規約

ポリシー

著作権 © 2026 MyJoVE Corporation. 無断転載を禁じます。