このコンテンツを表示するには、JoVEへの購読が必要です。 または、無料トライアルをお申し込みください。

方法論記事

周産期に窒息ラム モデル: 新生児蘇生のためのモデル

10.4K 回視聴

⸱

DOI:

10.3791/57553

⸱

2018年8月15日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, University of California Davis, 2Department of Pediatrics, University at Buffalo

* These authors contributed equally

この記事について

サマリー

羊胎仔の侵襲的な計測では、生まれたばかりの乳児によく似たモデルで処理中の循環の生理学的計測を提供します。

要約

出生時仮死は世界中ほぼ 100 万の死のために毎年をアカウント、早期新生児死亡率と死亡率の主要な原因の一つです。現在の新生児蘇生法ガイドラインの多くの側面のまま無作為化の臨床試験、不定期のため、しばしば豊富な蘇生に必要な予測を行う上での難しさを与え物議を醸す。新生児蘇生法に関するほとんどの研究は、本当に生理学的な変更を反映するように失敗するマネキン モデルやピグレット モデル彼らの肺の液体をクリアするし、胎児から新生児循環への移行を完了しているから幹します。この議定書は、周産期窒息羊胎仔モデルを作成する方法の詳細なステップバイ ステップの説明を提供します。提案モデルは移行の循環と流体で満たされた肺は、以下の配信、人間の新生児を模倣し、したがって、新生児の生理学を研究する優秀な動物モデルであります。ラム実験の重要な制限事項が関連付けられているコストが高いです。

概要

周産期仮死はアメリカ合衆国用語出産 1,000 回あたり約 4 で発生し、400 万新生児死亡世界中1,2の約 25% があります。胎児の自然な発展の中では、内から子宮外の環境へのシームレスな移行を可能にする肺は、ガス交換器官として胎盤の役割を担う場合に出産、分娩中にいくつかの適応を行う必要があります。適切に移行さらに出生時に新生児の蘇生の努力が損なわれます。胎児肺クリアランスが不完全または遅延3,4と永続的な高肺血管抵抗 (PVR)5影響最も残っている換気の効果は、状況のインスタンス6asphyxiated の新生児の蘇生法における重要な介入。さらに、即時クランプ臍帯と低抵抗胎盤の除去、心筋機能不全7、8を引き起こす可能性のある心臓出力の急激な変化につながります。

積極的な蘇生法 (胸骨圧迫やエピネフリン投与の必要性)1,9の間欠的な必要性により現在をサポートする大規模な無作為化臨床試験から強力な証拠の欠乏があります。新生児蘇生プログラム (NRP) のガイドライン。新生児蘇生における多くのトランスレーショナルリサーチ研究移行を適切に表現する失敗した産後の動物モデル (特に子豚) を用いて、胎児循環や液体で満たされた肺の配信で新生児に固有お部屋です。新生児循環に胎児循環から遷移に関連するユニークな課題を与え、周産期の窒息心不全羊胎仔モデルは新生児蘇生の生理学を勉強する最適です。

1930 年代には早くも胎児にジョゼフ ・ バークロフトによる研究羊胎児・新生児の生理10の基礎を築いた。20 世紀の後半では、子羊の胎児のジェフリー ・ ドーズの革新的なきめ細やかな実験モデルと後でアブラハム ルドルフによってそれらは途方もなく胎児の心血管および肺生理学の知識に貢献しています。11,12. 近年、胎児・新生児の子羊モデルに関する研究を提供しているの理解を深める血行動態13,14換気の影響で PVR15,16酸素の効果コードの中に発生する循環の変更だけでなく、7,17をクランプします。最後に、過去 1 年間の新生児の子羊は蘇生18,19,20時血行動態の影響を研究する新たなモデルとして役立った。何の順を追って物語は手術機器の詳細な説明と同様、ラム実験の実施に関与し、実験の方法が表示されます。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

プロトコル

すべてのプロトコルは、機関動物ケアおよび使用委員会 (IACUC)、ニューヨーク州立大学バッファローによって承認されています。侵襲を描いた方法論と非侵襲的モニタリングの図は図 1に示します。

1. 動物

  1. 使用時間付、Q 熱陰性、妊娠羊 (雑種、サフォーク ドーセット カターディン品種) 127-143 日間の妊娠で胎仔羊と。
    注: 羊的妊娠は 145 日間と 127 妊娠羊が極端な未熟児のように動作します。

2. 術前準備

  1. 雌 12 時間、手術前から、食べ物を与えない。
  2. 物静かで静脈内 (IV) ジアゼパムとエウェ (0.25 – 1.5 mg/kg) とケタミン (4 mg/kg)。
  3. リフト カートに横方向の臥床にエウェをガイドします。
  4. V トップ外科テーブルの上に背の臥床にエウェを移動します。

3. 麻酔

注: 前に帝王切開でエウェはジアゼパムとケタミンと鎮静、挿管イソフルラン (1-4%) の連続的な吸入が続きます。麻酔の妥当性は、パルス酸素濃度計と心拍数血中酸素濃度の連続監視と共に筋肉のトーンと目の反射の評価によって監視されます。機器の中に羊母体麻酔の影響の下で、計装のサイトへ局所麻酔薬を受け取ります。

  1. 10.0 mm かふ付け気管内チューブ (ETT) と雌を挿管します。事前の声帯を通して気管チューブ カフを超えて 1-2 cm のコードします。気管内チューブのカフをふくらませ、安全な場所に羊の顎周り ETT。
    1. 眼瞼の応答がない場合は、イソフルランを調整 (2-3% で通常十分です)。
    2. 0.21 の促された酸素 (FIO2) の割合を従来の機械的人工換気 (CMV) による人工呼吸を提供します。10-15 mL/kg の換気量を提供するために人工呼吸器を設定します。
    3. 羊の舌は、パルスオキシメータによるオキシ ヘモグロビン飽和度を継続的に監視します。
    4. カプノグラフ、終末呼気炭酸ガス (EtCO2) を測定します。
    5. FIO2と CMV それぞれ 90 97% と呼気 CO2間 35-45 mm Hg、オキシ ヘモグロビン飽和度を維持するために調整します。
  2. 羊の手術タイダウンで手術台に手足を固定します。
    1. 逆に胎児への圧力を和らげるためにトレンデレンブルグ体位に手術台を調整します。
  3. 解凍し、胃内容を排出する orogastric チューブを配置します。
  4. 補足輸液 (生理食塩水入りまたは一日リンガーズ ソリューション) 10 mL/kg/h。
  5. 連続コア温度を取得する直腸温度プローブを配置します。

4. 手術

注: 帝王と胎児の手順は、動物がナトリウム ペントバルビ タール 100 mg/kg の IV の投与による安楽死は急性の手術と見なされます。羊が羊たちの配信、次を安楽死させ、羊たちは実験終了後安楽死させた。安楽死は、心停止によって確認されます。両側開胸下や急激な多量の二次的な方法も採用されています。この場合、無菌技術は、手術中に実践されていません。担当者はまだ動物の接触の間に保護の服装を着用する必要があります。

  1. 腹側腹部から毛を剃る。
  2. 白線上 15-18 cm の腹部皮一重切開をするため、焼灼を使用して筋を公開するアルバ。
    1. 圧力を用いた鈍ティップド止血腹部に小さな開口部を作成します。
    2. 腹壁に鈍い先端のハサミをスライドさせながらこの開口部を維持します。
    3. リネアの切開を完了するはさみを使用してアルバ。
  3. 外在の腹部から子宮内胎児の頭を見つけて。
    1. 片方の手で胎児の頭を押し、焼灼を使用 (子羊の額) 以上子宮壁を 10 cm の切開をしています。任意の子葉を回避するを確認します。
    2. バブコック鉗子を使用して、4 つの反対のコーナーで子宮と胎盤の層を一緒にクランプします。
    3. 雌の腹部外子宮で子羊の頭を公開します。
    4. 胎児手術中に腹部の外敷設バブコック鉗子を残します。

5. 胎児気道

  1. 部分的に露出した挿管 3.5-4.5 mm 胎仔羊かふ付け気管内チューブ。声帯カフを超えて 1 cm を通して気管チューブを進めます。
    1. カフを膨らませるし、チューブと、頭の周囲の臍帯テープを結ぶことによって、気管チューブを固定します。
    2. 側に頭を傾けることによって受動的に排出する ETT の過剰な胎児肺液を許可します。これは分娩中に肺液の出口をシミュレートします。
    3. 仮死の期間にあえいでいる時のガス交換を防ぐために気管内チューブを閉塞します。

6. 首容器計装

  1. 毛を剃るし、切開のすべてのサイトに 1-2 mL の皮下ブピバカイン塩酸塩 (0.25%) に潜入します。
    1. 首 (約 6 cm 頭の遠位) の各側に 2 つの 3 cm の皮膚切開を行う気管に隣接します。切開は横首を必要があります。
    2. 深部組織のタンコブを作ったを避けるために、皮膚をテンティング中、焼灼を使用して切開を実行します。
  2. 湾曲したケリーやモスキート鉗子を用いた筋膜を分離します。
  3. 右の内頚静脈と右総頚動脈に分離します。
    1. 場所 2 つ 20 cm、両船の下 0 絹糸。
    2. シルク縫合糸の間に 1 cm の (近位遠位に) スペースを許可します。
    3. アイリス外科はさみを使用して容器に 1-2 mm 横カットをして血流を制限する、表面的に、自船の周囲は各縫合をそっと持ち上げます。
  4. 頚動脈の血圧測定や採血の大動脈弓尾の方に向かって右頸動脈の 1 つ前フラッシュ カテーテル (15-17 G) を挿入します。
    1. 完全に動脈を結紮するのに近位のネクタイを使用します。
    2. 6.3.2 6.3.3 の手順を繰り返します。
    3. あらかじめフラッシュ頚動脈カテーテルを挿入し、動脈、3 ノットでカテーテルにネクタイに遠位絹縫合糸を使用します。
  5. 頸静脈、手順 6.3.2–6.3.3 に 1 つ前フラッシュ カテーテル (14-16 G) を挿入するのには、同様の手法を使用して事前に尾側 (向かって右のアトリウム) 胸郭入口内で残りの部分に 7-10 cm。流体および薬物の管理だけでなく、静脈圧測定に使用されます。
    1. 開存とヘパリン生食液のためのカテーテルをチェックし、縫合ネクタイを完了容器周辺カテーテル (近位の縫合のみ) で 2-3 ノットを使用しています。
    2. (14-16 G) の 2 番目のカテーテルを挿入脳循環から血を収集するために吻方約 5 cm。両方のカテーテルの配置で同じカットを使用します。
    3. 遠位部の縫合糸やカテーテルに関連した手順 6.5.1 とねじれを防ぐためにそれらを確保するため反対のカテーテル ライン周り絹縫合糸を結びます。
  6. 以前作った左側に T 形 (1-2 cm 切開を拡張します。
    1. 開いた曲線の止血剤を使用して左の頚動脈を昇格させます。
    2. 血流を測定する容器の周り 2 mm の血管の流れ-プローブを配置します。
    3. 位置にプローブを安定させるために柔軟なポリマーで 1 cm 袖付きフロー プローブをカバーします。
    4. T 字切開、船と並列実行するケーブルにフロー プローブ ケーブル線を配置します。
    5. 皮膚切開部を閉じる。そしてプルした場合の流れを制限することを避けるために、ケーブルのループ、ケーブルまわりを結ぶ。

7. 大血管計測

  1. 胸を公開する羊胎仔を抽出し、熱損失を防ぐためにポリエチレン ラップで露出した皮膚をカバーします。
  2. 右横ずれの臥床でラムを配置します。
  3. 手術部位を公開する首左前肢の位置。
  4. 4th肋に沿ってブピバカイン塩酸塩 (0.25%) の 3 mL に潜入し、焼灼を使用して 6 cm の皮膚切開を行います。
    1. 慎重に鈍カーブタイプ鉗子、3rdの肋骨の下の円と肋間筋を貫通、次の肋の間に出てくる。肺や心臓を傷つけないようにことを確認します。
    2. 0 シルクのカット済み部分のクランプを開き、肋骨を取り囲むようにそれもたらします。
    3. 4thの下で縫合糸リブをセキュリティで保護する手順 7.4.1–7.4.2 を繰り返します。
    4. 各リブ周り関係をクランプします。そっと引き上げ、胸から下の 4番目の肋間スペースに綿の先端アプリケータを挿入します。
    5. リブ関係に巻き込まれる、焼灼を使用して最終的なオープニング、肺癌ではないことを確認 6-8 cm。 の 1 cm の肋間スペースを開き、胸の内容を保護するためにアプリケーター ・ スティックを使用します。
    6. 肋骨の拡散機を胸に開口部に配置します。胸を開くと、動脈管開存、肺動脈 (PA) 肺左上葉が明らかになります。
  5. 2 x 2 インチの金網を使用して、肺を包む、外科の領域から任意の露出した組織がゆっくりとします。
    1. 小さな手動のリトラクターを使用すると、(必要に応じて) ビューのフィールドを向上させます。
    2. (1/4 インチ幅、6 インチの長さ) 臍帯テープの場所は、大血管の周りの羊膜にあらかじめ浸してください。臍帯テープを浸漬容器壁に摩擦・損傷が減少します。
  6. 鉗子を使用して、心膜を持ち上げて、迷走神経を切らないように世話主肺動脈に沿ってカットします。迷走神経に沿って心膜の外側のカットと干渉から右心房を維持するのにアプリケーター スティックを使用します。
  7. ジェミニ鉗子を使用すると、鉗子ゆっくりと移動/PA 膵切欠きからの周りと「囲み」、左 PA の反対側に出現する左 PA の背後にあります。多くの繊細な組織は、この領域の下を実行し、抵抗がない場合にのみ進みます。
    1. 鉗子の先端を観察するとき、事前に湿らせた臍帯テープの片方の端をつかむところだけ開きます。場所でクリックして 1 つだけの位置にクランプします。それは周囲の組織がキャッチされること鉗子でも、可能な限りしっかりとクランプとその組織可能性があります血管損傷の結果臍帯テープでキャッチされると。
    2. 所定の位置にテープをプルする鉗子を優しくバックアップします。これはフロー プローブの空間を開く機能、フロー プローブ (図 2) の挿入を指示することができます。切り込みを保護する気に任意の容器の部分は、これは組織の最も脆弱な部分が不可欠です。
  8. 優しく臍帯テープを持ち上げてプローブ設立の開口部に沿って船での (L-ブラケット) の金属の部分を導く 4-6 mm の血管の流れプローブを配置します。
    1. L-ブラケットのスライドの閉鎖をように保護する終わりを視覚化して座席の場所で容器、プローブの背面に向かってテープを直接します。
    2. 船が > 75% 確実のタイトなフィット感と正確な流量計測プローブ サイズを確認します。
    3. プローブに近い臍帯テープの端を慎重に切り取って容器からテープを削除するもう一方の端を軽く引いてください。テープは、削除されていない場合、測定の妨げに。
    4. 超音波ゲルを適用し、信号強度と品質を改善するためにプローブとケーブルの位置を調整します。
  9. 動脈管開存の周り 6-8 mm の血管の流れ-プローブの配置に関連した 7.6-7.7.4 の手順を繰り返します。
  10. 任意の保護の 2 x 2 のガーゼを胸から外し、再配置する肺を許可します。
  11. 肺を保護するためにフロー プローブの各金属ブラケットの周りの新しい 2 x 2 ガーゼを配置します。
  12. テーパー針と 2.0 合成モノフィラメント縫合糸を使用してレイヤーの胸部を閉じます。切削針と 2.0 の絹糸を使用してループの外側の皮膚にフロー プローブ ケーブルを固定します。

8. 非侵襲計測

  1. 右腋窩、左腋窩、右鼠径部 (3 鉛 EKG) で心電図リードを取り付けます。前と後膵動脈オキシ ヘモグロビン飽和度 (スポ2) は、いずれかの後肢と右前肢にそれぞれ配置パルスオキシメータで監視されます。縫合糸と不透明ドレッシング額以上近赤外分光装置 (NIRS) モニターを固定します。

9. データの収集

  1. 収集し、データ集録ソフトウェアを使用してデータを記録します。図 1などの侵襲的、非侵襲的なパラメーターを示しています: 動脈、中心静脈圧、左一般的な頸動脈、左肺、膵動脈の血の流れ、心電図、SpO2、放医研、ETCO2。
    注: データ収集ソフトウェア ・機器セットアップ変わることができる、この資料の範囲を超えています。

10 実験的プロトコル

  1. 閉塞し、へその緒を切るし、母体の腹部から放射ウォーマーに子羊を移動します。
  2. 仮死の期間中にエピネフリン投与の臍静脈カテーテル挿入 (0.01-0.03 mg/kg IV、NRP の推奨事項/)。
  3. 後膵動脈血ガスを収集する臍動脈カテーテルを挿入します。
  4. 間近に迫った心静止、検出された頸動脈の流れと圧力の欠如として定義することができますのための羊を監視します。
  5. 人員が利用可能なことを確認し、次の作業を一人一人を捧げる: (1) 気道と換気の管理、(2) 胸部圧迫を行う、(3) 薬の管理、(4) 血液サンプルを描画、(5) コードのリードします。
  6. 35/5 cm H2o. 開始蘇生実験的プロトコルの 20 分タイマーの圧力下で T ピース蘇生で肯定的な圧力換気 (PPV) を提供することにより蘇生を始めます。
  7. 30 後の換気、s は親指と 1 つの手の指を胸の反対側に配置することによって胸部圧迫を開始します。
    1. 指と一緒に約 1/3 の深さに親指を絞ることによって胸部圧迫を提供します。
  8. 3 分間隔でエピネフリンを管理します。
  9. 自発の循環のリターンまで蘇生努力を継続または 20 分まで。
  10. 自然の循環、連続静脈内輸液 (5 cc/kg/hr) とフェンタニルのリターンで (0.5 2.0 マイクログラム/kg/hr; 効果に滴定された)、以前に確立された頸静脈カテーテルを介して与えられています。20 分蘇生期間、動物に安楽死です。子羊は、20 分で ROSC を達成しない場合、は、安楽死を続行します。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

結果

胎仔羊のインストルメンテーションは、次動態変数は記録された (図 3および図 4)、することができますし、分析し、解釈 (図 5)。頻繁に血液サンプルを集めることができると図 6 pH と実験のいずれかからパコ2データを示します。時折、カテーテルまたは流量が誤動作や剥がれを取得、データすることができます、したがって、ない収集され図 7に示すように、分析に使用します。

figure-results-1

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

ディスカッション

ラム モデルはひと新生児に匹敵するサイズで、侵襲血行力学的変数を測定する簡単な計測を可能します。子羊胎児/新生児モデルは、豊かな移行の循環として新生児の呼吸・循環生理学の理解に貢献している貴重な研究ツールをされています。いくつかの実験的ラム モデルは、早産における最適な換気戦略羊13,14,21, 永続的な肺高血圧の管の肺血行動態研究に長年にわたって確立されています。結紮モデル22,23,24、胎児の外科のモデルと同様、胎便吸引モデル25,26,27、肺血管反応性脊髄髄膜瘤

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

開示事項

著者がある利害の衝突を宣言するには

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
バブコック鉗子ミルテックス16-44
クトンディキンソンP23XL-1食塩水充填ダイアフラムドームで使用
鈍い先端はさみテック98SCS50-56
プノグラフフィリップ7900フローセンサーで使用
焼灼ペンシルバレーラボ287879
焼灼ユニットバレーラボSSE2K
湾曲鉗子エベロスト711714
データ収集ソフトBiopac Systems Inc.
EKGBiopac Systems株式会社
気管内チューブ-カフ付きラッシュ111780035
フローモジュレーターTransonicSystems Inc. T403
フロープローブTransonic Systems Inc. MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA
胃管ヨルゲンセン研究所J0106LE雌羊の胃を減圧して排出するには
バリカンアンディス カンパニー65340 # 40 クリッパー ブレード
乳児用放射ウォーマーGE ヘルスケア7810
静脈内カテーテルベクトン ディキンソン381234
アイリス手術用ハサミパターソン 510585
ケリー フォレセプスパターソン
蚊用鉗子RICA サージカルプロダクツ INC1-74
近赤外分光ノニンメディカル株式会社 X-100Mセンスマート エクアノックス &PureSAT
RSO2センサノニンメディカル社 8004CB-NA新生児 
メスのハンドルとブレードエベロスト707203
縫合糸 -silk 2-0CovidienSS-695カテーテルを血管に結び付けるために使用
縫合糸 -vicryl  2-0EthiconJ269H開胸術を閉じるために使用 
Tピース蘇生器Neo-TeeMCM1050812
Umbilical tiesJorgensen Labs Inc.
Weitlander リトラクターミルテック11-625
血圧トランスデューサーベ生理ミルスカス新生児ACK100WECG100C510535法 J0025UAス

参考文献

  1. Wyckoff, M. H., Berg, R. A. Optimizing chest compressions during delivery-room resuscitation. Semin Fetal Neonatal Med. 13 (6), 410-415 (2008).
  2. Black, R. E., et al. Global, regional, and national causes of child mortality in 2008: a systematic analysis. Lancet. 375 (9730), 1969-1987 (2010).
  3. Guglani, L., Lakshminrusimha, S., Ryan, R. M. Transient tachypnea of the newborn. Pediatr Rev. 29 (11), e59-e65 (2008).
  4. Brown, M. J., Olver, R. E., Ramsden, C. A., Strang, L. B., Walters, D. V. Effects of adrenaline and of spontaneous labour on the secretion and absorption of lung liquid in the fetal lamb. J Physiol. 344, 137-152 (1983).
  5. Lakshminrusimha, S., Saugstad, O. D. The fetal circulation, pathophysiology of hypoxemic respiratory failure and pulmonary hypertension in neonates, and the role of oxygen therapy. J Perinatol. 36 Suppl 2, S3-S11 (2016).
  6. Wyckoff, M. H., et al. Part 13: Neonatal Resuscitation: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132 (18 suppl 2), S543-S560 (2015).
  7. Bhatt, S., et al. Delaying cord clamping until ventilation onset improves cardiovascular function at birth in preterm lambs. J Physiol. 591 (Pt 8), 2113-2126 (2013).
  8. Katheria, A. C., Brown, M. K., Rich, W., Arnell, K. Providing a Placental Transfusion in Newborns Who Need Resuscitation). Front Pediatr. 5 (1), (2017).
  9. Kapadia, V. S., Wyckoff, M. H. Drugs during delivery room resuscitation--what, when and why? Semin Fetal Neonatal Med. 18 (6), 357-361 (2013).
  10. Barcroft, J. Researches on Pre-natal Life. 1, Blackwell Scientific Publications. 292(1946).
  11. Dawes, G. S. Foetal and Neonatal Physiosolgy. A Comparative Study of the Changes at Birth. , Yeark Book Medical Publishers. (1968).
  12. Rudolph, A. Congenital Diseases of the Heart: Clinical-Physiological Considerations. , Wiley-Blackwell. 1-24 (2009).
  13. Sobotka, K. S., et al. An initial sustained inflation improves the respiratory and cardiovascular transition at birth in preterm lambs. Pediatr Res. 70 (1), 56-60 (2011).
  14. Polglase, G. R., et al. Positive end-expiratory pressure differentially alters pulmonary hemodynamics and oxygenation in ventilated, very premature lambs. J Appl Physiol (1985). 99 (4), 1453-1461 (2005).
  15. Lakshminrusimha, S., et al. Oxygen concentration and pulmonary hemodynamics in newborn lambs with pulmonary hypertension. Pediatr Res. 66 (5), 539-544 (2009).
  16. Lakshminrusimha, S., et al. Pulmonary hemodynamics in neonatal lambs resuscitated with 21%, 50% and 100% oxygen. Pediatr Res. 62 (3), 313-318 (2007).
  17. Hooper, S. B., et al. Cardiovascular transition at birth: a physiological sequence. Pediatr Res. 77 (5), 608-614 (2015).
  18. Vali, P., et al. Evaluation of Timing and Route of Epinephrine in a Neonatal Model of Asphyxial Arrest. J Am Heart Assoc. 6 (2), (2017).
  19. Vali, P., et al. Continuous Chest Compressions During Sustained Inflations in a Perinatal Asphyxial Cardiac Arrest Lamb Model. Pediatr Crit Care Med. , (2017).
  20. Vali, P., et al. Hemodynamics and gas exchange during chest compressions in neonatal resuscitation. PLoS One. 12 (4), e0176478(2017).
  21. Tana, M., et al. Determination of Lung Volume and Hemodynamic Changes During High-Frequency Ventilation Recruitment in Preterm Neonates With Respiratory Distress Syndrome. Crit Care Med. 43 (8), 1685-1691 (2015).
  22. Morin, F. C. Ligating the ductus arteriosus before birth causes persistent pulmonary hypertension in the newborn lamb. Pediatr Res. 25 (3), 245-250 (1989).
  23. Morin, F. C., Egan, E. A. Pulmonary hemodynamics in fetal lambs during development at normal and increased oxygen tension. J Appl Physiol (1985). 73 (1), 213-218 (1992).
  24. Morin, F. C., Egan, E. A., Ferguson, W., Lundgren, C. E. Development of pulmonary vascular response to oxygen. Am J Physiol. 254 (3 Pt 2), H542-H546 (1988).
  25. Rawat, M., et al. Neonatal resuscitation adhering to oxygen saturation guidelines in asphyxiated lambs with meconium aspiration. Pediatr Res. , (2015).
  26. Chandrasekharan, P. K., et al. Continuous End-Tidal Carbon Dioxide Monitoring during Resuscitation of Asphyxiated Term Lambs. Neonatology. 109 (4), 265-273 (2016).
  27. Lakshminrusimha, S., et al. Tracheal suctioning improves gas exchange but not hemodynamics in asphyxiated lambs with meconium aspiration. Pediatr Res. 77 (2), 347-355 (2015).
  28. Meuli, M., et al. In utero surgery rescues neurological function at birth in sheep with spina bifida. Nat Med. 1 (4), 342-347 (1995).
  29. Meuli, M., et al. Creation of myelomeningocele in utero: a model of functional damage from spinal cord exposure in fetal sheep. J Pediatr Surg. 30 (7), 1028-1032 (1995).
  30. Adzick, N. S., et al. Correction of congenital diaphragmatic hernia in utero. IV. An early gestational fetal lamb model for pulmonary vascular morphometric analysis. J Pediatr Surg. 20 (6), 673-680 (1985).
  31. Harrison, M. R., Bressack, M. A., Churg, A. M., de Lorimier, A. A. Correction of congenital diaphragmatic hernia in utero. II. Simulated correction permits fetal lung growth with survival at birth. Surgery. 88 (2), 260-268 (1980).
  32. Turley, K., et al. Intrauterine cardiothoracic surgery: the fetal lamb model. Ann Thorac Surg. 34 (4), 422-426 (1982).
  33. Reddy, V. M., et al. In utero placement of aortopulmonary shunts. A model of postnatal pulmonary hypertension with increased pulmonary blood flow in lambs. Circulation. 92 (3), 606-613 (1995).
  34. Hemway, R. J., Christman, C., Perlman, J. The 3:1 is superior to a 15:2 ratio in a newborn manikin model in terms of quality of chest compressions and number of ventilations. Arch Dis Child Fetal Neonatal Ed. 98 (1), F42-F45 (2013).
  35. Solevåg, A. L., Schmölzer, G. M. Optimal Chest Compression Rate and Compression to Ventilation Ratio in Delivery Room Resuscitation: Evidence from Newborn Piglets and Neonatal Manikins. Frontiers in Pediatrics. 5 (3), (2017).
  36. Solevåg, A. L., et al. Chest compressions in newborn animal models: A review. Resuscitation. 96, 151-155 (2015).

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

再版と許可

タグ

胎児期から新生児期への移行出生時仮死開胸術血管周囲血流プローブ気管挿管臍帯カテーテル留置血行動態モニタリング新生児蘇生プログラム
周産期に窒息ラム モデル: 新生児蘇生のためのモデル
お問い合わせ
図書館に推薦する

プライバシー

利用規約

ポリシー

著作権 © 2026 MyJoVE Corporation. 無断転載を禁じます。