このコンテンツを表示するには、JoVEへの購読が必要です。 または、無料トライアルをお申し込みください。

方法論記事

マウスにおける経頭蓋直流電流刺激 (tDCS)

14.2K 回視聴

⸱

DOI:

10.3791/58517

⸱

2018年9月23日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Centro de Tecnologia em Medicina Molecular (CTMM), Faculdade de Medicina, Universidade Federal de Minas Gerais

この記事について

サマリー

経頭蓋直流電流刺激 (tDCS) は、精神疾患を治療するために提案された治療法です。動物モデルは、tDCS による特定の生物学的変化を理解するために不可欠です。このプロトコルでは、慢性埋込電極を使用する Tdc マウス モデルについて説明します。

要約

経頭蓋直流電流刺激 (tDCS) は、いくつかの脳神経疾患のための代替または補完的な治療として提案した非侵襲的なニューロモデュレーション手法です。Tdc の生物学的効果完全に理解されない、人間の脳組織を取得の難しさのために一部説明されています。このプロトコルでは、Tdc の長期的な生物学的効果の検討できるように慢性埋込電極を使用する Tdc マウス モデルについて説明します。この実験モデルで tDCS は皮質の遺伝子発現が変化し、その治療上の使用のための理論的根拠の理解への顕著な貢献を提供しています。

概要

経頭蓋直流電流刺激 (tDCS) は、低強度の連続電流1を使用して神経の変調に焦点を当てて非侵襲、低コスト、治療テクニックです。現在、Tdc の 2 つの設定 (anodal、,) があります。Anodal 刺激を及ぼす現在電場電位をトリガーには弱すぎる中、電気生理学研究はこのメソッドがシナプス可塑性2の変化を生成することを示しています。たとえば、その tDCS は、興奮性シナプス後電位の3,4の振幅増大と皮質興奮性5の変調などの長期増強 (LTP) 効果を誘導する証拠を示しています。

逆に、, 刺激は抑制、膜の過分極6の結果を誘導します。このメカニズムの仮説は、活動電位の頻度と神経体3の期間を調節する Tdc はで記述されている生理学的な所見に基づいています。特に、この効果呼び起こすはない直接、活動電位が脱分極閾値をシフトし容易またはニューロン7を妨げることができます。効果を対照的なこれらは既に実証されています。たとえば、anodal とし, 刺激はウサギ8の筋電図活動を介して登録条件反応の反対の効果を作り出した。しかし、研究は興奮性、自己対照的な効果3を提示する可能性があります, 電流を増加している間 anodal 序でセッション興奮性が低下することをまた示されています。

Anodal とし, 刺激電極対の使用を集計します。たとえば、anodal 刺激、「アクティブ」または「陽極」の電極は「リファレンス」または「カソード」電極電流影響取るに足りない9するとされる地域であるのに対し、変調されると脳の領域上に配置。, 刺激電極配置が反転されます。現在の強度に依存する効果的な tDCS の刺激強度と電気に影響を与える電極寸法フィールド10の異なる。平均電流は 0.10 から 2.0 の間、最も公表された研究は、mA、0.1 0.8 mA 人間、マウス、それぞれ6,11mA。35 cm2の電極のサイズは、通常人間で使用されますが、齧歯動物の電極寸法に関する適切な理解がないより徹底的な調査が必要な6。

tDCS はてんかん12, 双極性障害13、ストローク5 などのいくつかの神経疾患、精神神経疾患11の代替または補完的な治療を提供しての試みに関する臨床研究で提案されています。、うつ病14、15アルツハイマー病、多発性硬化症16パーキンソン病17の主要な。TDCS の関心とその行動の結果と同様、臨床試験、詳細な携帯と脳組織、短い分子誘発変異と長期的な効果、成長している、にもかかわらず、まだより深く調査18,19. tDCS をじっくり研究して直接人間のアプローチは実行可能なため、tDCS 動物モデルの使用 Tdc へのアクセシビリティのための治療上のメカニズムを基になる細胞と分子のイベントへの貴重な洞察力を提供するかもしれない、動物の脳組織。

入手可能な証拠は、マウスの tDCS モデルに関する制限されています。報告されたモデルのほとんどは、材料、電極寸法、打ち込むことのさまざまなレイアウトを使用しました。たとえば、ウィンクラーら(2017) 生理食塩水で満たされた頭部電極 (銀/塩化銀、直径 4 mm) を注入し、アクリル セメントやネジ20で頭蓋骨に固定します。我々 のアプローチとは異なり、その胸部電極は、注入 (プラチナ、20 × 1.5 mm) だった。Nasehiら(2017) 非常に、よく似た手順を使用は、胸部電極を生理食塩水に浸したスポンジ (カーボン充填、9.5 cm2)21から作られたが。別の研究は、固定プレートを使用し、ハイドロゲル指揮者22動物の頭をカバーによって達成された動物の頭の中に両方の電極を植え付け。ここでは、簡単な外科プロシージャおよび Tdc セットアップ (図 1) 慢性埋込電極を使用する Tdc マウス モデルをについて説明します。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

プロトコル

それぞれ収容された男性大人 (8-12 週) c57bl/6 マウスは、この実験で使用されました。動物は食べ物と水で実験手順の前後中に適切なケアを受信したアドリブ。すべてのプロシージャは、連邦大学のミナスジェ ライス州から動物の倫理委員会で承認された(プロトコル番号 59/2014).

1. 電極配置

  1. 鎮静と脳定位固定装置に動物を注視して
    1. すべての必要な手術器具を滅菌します。
      注意してください。440 ° C で 3 分間加熱滅菌処理は手術器具綿棒は、オートクレーブで 121 ° C、20 分で 20 の psi (1 平方インチあたりポンド) だった。
    2. 37 ° c. に温度プラットフォーム コント ローラーを調整します。
    3. 動物の重量を量るし、麻酔導入の適切な投与量を計算します。100 mg/kg 8 mg/kg とケタミン キシラジン、腹腔内に与えられた (31 G 針サイズ) の用量でケタミン ・ キシラジンの混合物を使用します。動物を 2 〜 3 分で眠りに落ちる必要があります。
    4. 手術部位を剃る電気シェーバーやかみそりを使用します。
    5. 場所を予め温めておいた脳定位固定装置に動物は加熱プレートです。
    6. 動物の頭を押し、各脳定位固定装置のプラットフォームにそれを修正する動物の耳のヒント耳バーに挿入します。
    7. ゆっくりと動物の頭位置をシフトすることによってない外側頭シフトと後少し上下運動があることを確認します。
    8. マウスの鼻をゆっくり麻酔マスクとネジを締めて場所でそれを修正します。
    9. O2の 1.0 L/min と 1% に、イソフルランを設定します。
    10. 手術中に角膜の乾燥を防ぐために動物の目に眼軟膏を適用します。
  2. 動物の頭にインプラントをアタッチします。
    1. ポビドン ヨード (または 2% クロルヘキシジン) の 3 つの交互になるスクラブと手術部位を準備する綿の綿棒を使用し、70% エタノール。
    2. ピンセットのペアを使用して、軽く動物のペダル撤退 (つま先ピンチ) 反射の消失を確認する動物の足の指を圧迫し麻酔の深さを確認します。
    3. 動物の耳ラインの後方約 3 mm 切開を行うし、目の行で停止します。切開部位にインプラントを受け取るのに十分な大きさで長さ 1 cm 程度が必要です。
    4. 軽く接着剤を改善し、遵守をセメント骨スクレーパーと頭蓋をこすり。独力のマイクロ傷を作成するつもりでこの光を行います。
    5. オープン手術フィールドを維持し、皮膚、毛皮などの障害物の無料たるんだ皮膚を手術のフックを慎重に移動します。
    6. 滅菌綿棒を使用して、動物の頭皮を乾燥します。
    7. 解剖顕微鏡を使用して、動物の頭蓋骨の上部を視覚化します。
    8. 針を付ける脳定位固定ホルダー、前を探します。少し前に触れる動物の頭の上に直接針を配置します。
    9. デジタル トレースのすべての座標をゼロにし、針を上げます。
    10. 脳定位固定装置のホルダーに Tdc インプラントを修正します。動物の頭の上、インプラントの位置し、適切な定位座標を使用して興味の地域の上にゆっくりと下ろします。
    11. インプラントのベースにスーパー接着剤を 1 滴 (約 35 μ L) を広げるため針を使用します。
    12. それが頭蓋骨に触れるまでホルダーに下方へゆっくりと移動します。インプラント基本が表面に接触して完全にあることを確認します。
    13. 製造元の指示に従って手術セメントを準備します。
    14. 精密位置決め後適用 3 薄い、頭蓋とインプラントの下の部分にセメントも層。1 アプリケーション ブラシを使用してドロップのドロップを適用します。レイヤーは、インプラントのさらに構造サポートにヒル状の構造を形成しなければなりません。
    15. 滑らかな、遮るもののない接続を許可するようにセメントのきれいなインプラントのねじを残します。
    16. 各レイヤーに約 4 分間乾燥を許可します。
    17. インプラントから完全に切り離されてまで乾いたら、慎重にホルダーを取り外します。常に動物の頭蓋骨から誤って抽出可能性がありますので、インプラントを処理するときは、細心の注意を使用します。
  3. 仕上げの手術と手術後のケア
    1. 生理食塩水に浸した綿棒で切開部位に動物の皮を水和物します。
    2. Tdc インプラントの土台を越えて皮のコート。
    3. ピンセットのペアを使用して、組織を一緒に持参し、組織の 0.2 cm あたり手術組織接着剤のドロップで切開を閉じる。
    4. 切開部位の 1-2% リドカインに潜入し、組織の基礎となります。
    5. 皮下の乳酸リンゲル液 500 μ L でマウスをメタンハイド レートします。
    6. 予め温めておいた (37 ° C) きれいで、シングル収容ケージにマウスを配置します。
    7. 次の時間で簡単にアクセスできるケージに食品にウェット フード ペレット、小さな皿を入れてください。
    8. 動物の外科手術後の重量を登録します。
    9. 次の 2 日間、手術後皮下動物ケトプロフェン (5 mg/kg) を与えます。
    10. 動物の回復は、少なくとも 1 週間に密接に監視します。立毛、グルーミング、減らされた歩行、傷傷、手術部位の炎症の欠如などの苦痛の兆候を評価します。

2. tDCS セットアップおよび刺激

  1. tDCS セットアップ (図 2参照)
    注意してください。TDCS 刺激は完全に充電されていることを確認します。
    1. TDCS 刺激にアノードとカソード ケーブルを取り付けます、刺激部位の近くに利用できるようにします。ピン型電極を脳定位固定装置のホルダーに取り付けます。
    2. 熱のプラットフォームを 37 ° C に設定します。
    3. 1 L/分吸入麻酔装置の酸素流量計を入れます。
    4. 麻酔誘導チャンバーにマウスを配置します。
    5. 3% にイソフルラン気化器をオンにします。4 分のイソフルレンの影響を受ける動物を許可します。
    6. 動物は、誘導商工会議所では、0.9% 食塩水で体電極を埋めるため滅菌注射器を使用します。
    7. 誘導室から動物を外し、体電極上にその胸を置きます。
    8. マウスの鼻をゆっくり麻酔マスクと場所でそれを修正します。1.5% にイソフルラン出力を下げます。
    9. インプラントとピン型電極を生理食塩水で埋める、慎重に取り付けます。
    10. 刺激時間と電流の強さを調整します。
    11. TDCS 刺激の接触の品質を確認します。最適な接触は 1-10 のスケールで 7 から 10 に行きます。
  2. 刺激
    1. 刺激を開始します。
    2. 30 のために現在のランプを確認 s 選択した値とそれ自体の維持を着実に確立された時間のため、再びランプの下のセッションの終わりに。
    3. コントロール マウスの偽ボタンをアクティブにします。
    4. 30 のために現在のランプを確認 s 選択した値に放置上下連続ランプダウンと最後に選択した値を最終的な傾斜路の刺激周期の残りのための 1。
    5. 刺激のセッションが完了したら、慎重に 10 分のために予め温めておいた (37 ° C) ケージに動物を転送します。
      注意してください。動物は、3 分後に目を覚ますを開始します。
    6. 吸入麻酔システムをオフにします。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

結果

外科プロトコルは、誘導サイトでない炎症性の信号やその他の望ましくない効果を少なくとも 1 ヶ月、インプラントの長期安定性を提示しました。すべての動物が生き残った外科プロシージャと Tdc のセッション (n = 8)。この実験では、Tdc インプラントされた M1 と M2 野 (+1.0 mm 前後と前 0.0 mm 外側) 上に置かれました。一週間後、tDCS (n = 3-4) と偽 (n = 3) マウスは 0.35 で 10 分間の間に 5 日連続の刺激された mA。インプラントの生存率を評価するために登録された連絡先品質 (CQ) 値と 5 日間刺激プロシージャ (図 3 a) の中にグループ間に有意差が見つかりませんでした。脳由来神経栄養因子 (BDNF) とグリア線維性酸性蛋白の遺伝子発現レベルの評価を通じて決定できる刺激成功この動物モデルを使用して、 (GFAP)。BDNFおよびGFAP sham 群と比較...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

ディスカッション

サスカチュワン神経テクニックでは、近年、精神神経疾患23の治療に有望なプロシージャとして臨床実習を入力されています。神経のメカニズムの知識の欠乏によって課される制約を減らすためには、我々 は脳の領域を対象とする電極を運ぶ tDCS マウス モデルをここで紹介。電極は慢性埋込型なのでこの動物モデルは複雑な刺激パターンで (少なくとも 1 ヶ月) の tDCS による長期的な生物学的作用の調査を実行できます。説明 tDCS 動物モデル提示高インプラント トレランスと感染の可能性はほとんど正常に実行された場合。全体的にみて、インプラントを置く手術手順は、迅速かつ簡単な実行 (30 分/動物) のです。この tDCS モデルの 1 つの追加の利点は、電極接触品質と実際の現在の刺激値を追跡することが可能です。

この動物モデルの主な欠点は、マウスの頭蓋に適切なインプラントの固定です。手術中 (頭を垂直に移動のみが) 可能なシフト外側頭がない方法で動物の頭を制限することが不可欠です。これは動物の頭皮はインプラントのベースにデンタル セメントを対象と...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

謝辞

マウスのコロニーを維持するために支援ありがとう氏ロドリゴ ・ デ ・ ソウザ。L.A.V.M は、岬の研究員です。この作品は PRONEX 助成金によって支えられた (FAPEMIG: APQ-00476-14)。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
BDウルトラファイン50UシリンジBD10033430026膜内注射用。
シェーバー(フィリップスマルチグルーム)フィリップス(ブラジル)QG3340/16部位トリミング用。
手術用機器
モデル940 デジタルディスプレイコンソール付き小動物定位固定装置KOPF940動物の外科的制限と位置決め用。
モデル922 ノンラプチャー 60度チップイヤーバーKOPF922動物の外科的制限と位置決め用。
カニューレホルダーKOPF1766-APインプラントの位置決め用。
ブームスタンドの精密ステレオズーム双眼顕微鏡(III)WPIPZMIII-BSブレグマの局在化とインプラントの位置決め用。
温度制御システムモデル KOPFTCAT-2LV動物の熱制御用。
冷光源 WPIWA-12633焦点の明るさのための
VetEquip901820が付いている卓上実験動物の麻酔システムイソフルランの配達および安全のため。
VaporGuard 活性炭吸着フィルターVetEquip931401デリバリーシステムの安全対策。 
モデル923-Bマウスガス麻酔ヘッドホルダーKOPF923-B動物制限およびO2およびイソフルラン送達用。
酸素調整器、Eボンベ VetEquip901305O2 の規制と配送用。
酸素ホース – 緑 VetEquipO2およびイソフルラン送達のための931503。
赤外線滅菌器 800 & ordm;CマルコーニMA1201器具の滅菌用。
手術器具
Fineはさみ-切開用のファインサイエンスツール14058-11
外科用フックINJEX1636社内製造 - 皮膚や毛皮から手術部位を取り除くために使用されます。
標準ピンセットまたは鉗子--皮膚をつかむため。
外科用消耗品
Vetbond3MSC-361931切開閉鎖用。
セメントと触媒キット(デュラレイ)リライアンス2オンインプラント固定用。
滅菌綿棒(オートクレーブ滅菌)JnJ75U手術部位消毒用 
24ウェルプレート(組織培養プレート)SARSTEDT831,836調製用。
アプリケーション ブラシparkellS286セメントの混合と塗布用。
Pharmaceutics
キシラジン(アナセダン2%)セバファーマシューティカル(ブラジル)P10160導入用。
ケタミン(DOPALEN 10%)、Ceva Pharmaceutical(ブラジル)P30101導入用。
イソフルラン(100%)クリストália(ブラジル)100ML麻酔維持用。
リドカイン(キシレステシン5%)クリスタルファーマ-術後ケア用。
ケトプロフェン(プロフェニド100mg)サノフィアベンティス20ML後ケア用。
リンガーの乳酸溶液SANOBIOL LAB7898153652145術後ケア用。
TobraDex(デキサメタゾン1 mg / g)Alcon631潤滑と保護のために。
Stimulation
動物経頭蓋刺激装置Soterix Medical2100現世代向け。
ピン型電極ホルダー(円筒形ホルダーベース)Soterix Medical2100電極サポート(インプラント)。
ピン型電極(Ag/AgCl)Soterix Medical2100通電用(電極) 
ピン型電極キャップSoterix Medical2100インプラント保護用。
本体電極(Ag/AgClコーティング)Soterix Medical2100通電用(電極) 
生理食塩水(0.9%)FarmaX7896902206441電流送達用の導電性媒体。
標準ピンセットまたは鉗子--tDCSセットアップ用。
リアルタイムポリメラーゼ連鎖反応
BioRad CFX96リアルタイムシステムBioRadC1000qPCR
SsoAdvancedTMユニバーサルSYBRグリーンスーパーミックス(5 X 1mL)BioRad1725271qPCR
ハードシェルPCRプレートPCT COM 50 p/ CFX96BioRadHSP9601qPCR用
マイクロシール「B」シールpct c/ 100BioRadMSB1001qPCR 用
手術清掃ToughCut。ス セメント麻酔麻酔術目の

参考文献

  1. Filmer, H. L., Dux, P. E., Mattingley, J. B. Applications of transcranial direct current stimulation for understanding brain function. Trends in Neurosciences. 37 (12), 742-753 (2014).
  2. Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
  3. Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimulation. 10 (1), 51-58 (2017).
  4. Pelletier, S. J., Cicchetti, F. Cellular and Molecular Mechanisms of Action of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence from In Vitro and In Vivo Models. International Journal of Neuropsychopharmacology. 18 (2), pyu047(2015).
  5. Chang, M. C., Kim, D. Y., Park, D. H. Enhancement of cortical excitability and lower limb motor function in patients with stroke by transcranial direct current stimulation. Brain Stimulation. 8 (3), 561-566 (2015).
  6. Lefaucheur, J. P., et al. Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS). Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).
  7. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100(2016).
  8. Marquez-Ruiz, J., et al. Transcranial direct-current stimulation modulates synaptic mechanisms involved in associative learning in behaving rabbits. Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 6710-6715 (2012).
  9. Jackson, M. P., et al. Animal models of transcranial direct current stimulation: Methods and mechanisms. Clinical Neurophysiology. 127 (11), 3425-3454 (2016).
  10. Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. The European journal of neuroscience. 31 (4), 704-709 (2010).
  11. Monte-Silva, K., et al. Induction of late LTP-like plasticity in the human motor cortex by repeated non-invasive brain stimulation. Brain Stimulation. 6 (3), 424-432 (2013).
  12. San-Juan, D., et al. Transcranial Direct Current Stimulation in Mesial Temporal Lobe Epilepsy and Hippocampal Sclerosis. Brain Stimulation. 10 (1), 28-35 (2017).
  13. Brunoni, A. R., et al. Transcranial direct current stimulation (tDCS) in unipolar vs. bipolar depressive disorder. Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 35 (1), 96-101 (2011).
  14. Brunoni, A. R., et al. Trial of Electrical Direct-Current Therapy versus Escitalopram for Depression. New England Journal of Medicine. 376 (26), 2523-2533 (2017).
  15. Boggio, P. S., et al. Prolonged visual memory enhancement after direct current stimulation in Alzheimer's disease. Brain Stimulation. 5 (3), 223-230 (2012).
  16. Cosentino, G., et al. Anodal tDCS of the swallowing motor cortex for treatment of dysphagia in multiple sclerosis: a pilot open-label study. Neurological Sciences. , 7-9 (2018).
  17. Kaski, D., Dominguez, R. O., Allum, J. H., Islam, A. F., Bronstein, A. M. Combining physical training with transcranial direct current stimulation to improve gait in Parkinson's disease: A pilot randomized controlled study. Clinical Rehabilitation. 28 (11), 1115-1124 (2014).
  18. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100(2016).
  19. Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
  20. Winkler, C., et al. Sensory and Motor Systems Anodal Transcranial Direct Current Stimulation Enhances Survival and Integration of Dopaminergic Cell Transplants in a Rat Parkinson Model. New Research. 4 (5), 17-63 (2017).
  21. Nasehi, M., Khani-Abyaneh, M., Ebrahimi-Ghiri, M., Zarrindast, M. R. The effect of left frontal transcranial direct-current stimulation on propranolol-induced fear memory acquisition and consolidation deficits. Behavioural Brain Research. 331 (May), 76-83 (2017).
  22. Souza, A., et al. Neurobiological mechanisms of antiallodynic effect of transcranial direct current stimulation (tDCS) in a mice model of neuropathic pain. Brain Research. 1682 (14-23), (2018).
  23. Woods, A. J., et al. A technical guide to tDCS, and related non-invasive brain stimulation tools. Clinical Neurophysiology. 127 (2), 1031-1048 (2016).
  24. Cogan, S. F., et al. Tissue damage thresholds during therapeutic electrical stimulation. Journal of Neural Engineering. 13, 2(2017).
  25. Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Scientific reports. 6 (October 2015), 22180(2015).

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

再版と許可

タグ

tDCSマウスモデル電極植込み皮質遺伝子発現陽極陰極刺激定位固定装置イソフルラン麻酔ケタミン・キシラジン混合液外科用セメントの塗布行動・分子解析
マウスにおける経頭蓋直流電流刺激 (tDCS)
お問い合わせ
図書館に推薦する

プライバシー

利用規約

ポリシー

著作権 © 2026 MyJoVE Corporation. 無断転載を禁じます。