方法論記事

激低酸素運動とマウスの血管機能評価

DOI：

10.3791/58708

⸱

2019年3月15日

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Angiology, Heart and Vessel Department, Lausanne University Hospital (CHUV), 2Institute of Sport Sciences, Faculty of Biology and Medicine, University of Lausanne, 3Neonatal Research Laboratory, Clinic of Neonatology, Department Woman-Mother-Child, Lausanne University Hospital

この記事について

サマリー

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

低酸素状態で高強度のトレーニングは、誘発血管適応可能性のある一部の患者に有益であるし、選手を改善する繰り返しスプリント能力が証明されているプロトコルです。ここでは、我々 は、プロトコルし、ex vivo 血管機能評価を使用してそれらの血管の適応を識別するトレーニングのマウスを使用しての可能性をテストします。

要約

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

運動は、健康を維持して、多くの慢性疾患を防止するための重要な戦略です。それはより具体的には、心血管疾患に苦しむ患者下げる下肢動脈疾患、患者の歩行能力が大幅に変更されるため、国際ガイドラインで推奨する治療法の最初の行に影響を与える、生活の質。

従来、低継続的な運動とインターバル トレーニングの両方が使用されています。最近、激トレーニングは、他のメカニズムの中で、血管の適応で選手のパフォーマンスを改善するために示されています。低酸素トレーニングのこのタイプの組み合わせは、追加および/または相乗効果は、ある特定の病理学の関心の可能性がありますをもたらす可能性が。ここでは、モーターを備えられたトレッドミルと低酸素ボックスを使って彼らの最大速度の 150% で健康なマウスの低酸素症で激強度のトレーニング セッションを実行する方法を示します。また関心の臓器を取得するために、マウスを解剖する方法を示す特に肺動脈、腹部大動脈、腸骨動脈。最後に、等尺性張力の調査を使用して ex vivo 血管機能評価取得した船を実行する方法を示します。

概要

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

低酸素症、酸素 (O2) の減少触発された割合は低酸素血症 (低酸素症で血圧低下) と変更された O2の輸送容量1に します。急性低酸素血症は、骨格筋2と反対の '代償' 血管に向けて増加交感神経系の反応活動を誘導します。

低酸素の最大下強度でこの '代償' 血管, ,の培養条件下での運動と同じレベルを基準にしてはよく確立された3です。この血管は拡張血流や保守 (または改変を制限) に不可欠なアクティブな筋肉への酸素供給の。この応答で独立した役割を持っていない一酸化窒素 (NO) 以来、拡張血管拡張の大幅な鈍化で報告された低酸素中一酸化窒素合成酵素 (NOS) 阻害と内皮プライマを思われるアデノシンが示されました。練習4を。いくつかの他の血管作動性物質は、低酸素性運動中に代償性の血管拡張で役割を果たしている可能性が高い。

この強化された低酸素運動充血は低酸素状態における秋に比例して動脈血 O2コンテンツで、運動強度の増加に伴って大きくたとえば中に低酸素症で激しい運動。

代償性の血管拡張の NO を介したコンポーネントは増加運動強度3と異なる経路を介して調整される: 低強度低酸素運動中に β アドレナリン受容体刺激ないコンポーネント場合が最優先表示されます、代償拡張に貢献することないがよう以下の運動強度が増加するにつれて β アドレナリン作動性機構に依存します。ATP 放出赤血球や血管内皮由来プロスタグランジンなどの高強度低酸素運動中ないのリリースを刺激するために他の候補があります。

激運動 (運動生理学の文献で繰り返しスプリント ・ トレーニングが低酸素症 [RSH] での名前) 低酸素症では、チームやラケット スポーツ選手のパフォーマンスの向上を提供する最近トレーニング法5です。このメソッドは異なりますで低酸素トレーニングの間隔または最大速度6 (Vmax) の近くで RSH を実行してから最大強度につながる大きい筋灌流と酸素7特定筋転写応答8。RSH の効果を説明するいくつかのメカニズムが提案されている: 低酸素症のスプリント中に代償性の血管拡張と関連付けられたより高い血流恩恵高速筋線維よりも遅筋線維です。したがって、RSH 効率は選択的光ファイバー型および光強度に依存する可能性があります。血管系の反応性の改善は RSH でパラマウントが推測された.

運動トレーニングは、健常者と病理学的マウス モデル9,10の両方のマウスで幅広く研究されています。マウスを訓練する最も一般的な方法は、齧歯類のトレッドミルを使用している、伝統的に使用されたレジメンは、30-60 分12,13 V の最大(増分トレッドミル テスト11を使用して決定される)、40%-60% で低強度のトレーニング ,14,15。最大強度のインターバル トレーニングと病態への影響は広く、マウス16,17; 研究されています。したがって、インターバル トレーニング マウスの実行中のプロトコルが開発されています。これらのプロトコルは、通常 1-4 分、アクティブまたはパッシブの残り16,18と散在している齧歯動物のモーターを備えられたトレッドミルの Vmaxの 80%-100% で約 10 試合ので構成されます。

微小血管拡張補償および間欠的運動パフォーマンスは両方でより増加以前の結果から来るマウス低酸素症 (すなわち、上記、Vmax) 激強度でエクササイズに関心最大または中程度強度よりも激。ただし、我々 の知識を常にまたは低酸素状態でマウスで激トレーニングのプロトコルの以前のレポートはありません。

本研究の第一の目的は、マウスおよび (強度、スプリント期間、回復、等) の許容と適切なプロトコルの決定の激強度のトレーニングの可能性をテストするためだった。第二の目的は、低酸素と常に別の訓練の養生法の血管機能に及ぼす影響を評価するためにだった。したがって、我々 は、(1) マウス容認も激低酸素症、運動であることと、このプロトコルが常に運動よりも強度の低い低酸素運動よりも血管機能のより大きい改善を誘導する (2) こと仮説をテストします。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

プロトコル

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ローカル状態の動物の世話委員会 (サービス デ ラ Consommation et des アフェール Vétérinaires [SCAV]、ローザンヌ、スイス連邦共和国) すべての実験を承認 (承認 VD3224; 01.06.2017) と関連するに従ってすべての実験を行ったガイドラインや規制。

1. 動物飼育と準備

  1. その新しい住宅事情に慣れるマウスに実験の開始する前に、少なくとも 1 週間の動物施設で 8 週齢 c57bl/6 j 男性マウスに家 6。実用的な理由から、同じ実験群のマウスは通常一緒に収容しました。
  2. アドリブ アクセス 12 h 明暗サイクル恒温室 (22 ± 1 ° C) でマウスを飼うため、食料と水。

2. 最大速度とトレッドミル増分テストによる性能改善の標準的な評価の決定

注:次の手順は、トレーニングのプロトコルを完了するために重要です。

  1. モーターを備えられたトレッドミルを使用して、0.2 に設定されてマウス マウス傾斜角 0 度互いに並んで複数車線にすることができ、電気のグリッドを搭載した mA を実行するマウスを奨励するために、レーンの背面にあります。
  2. 最初のテストでは、前には、次のプロトコルによるとトレッドミル、馴化の 4 日間にマウスを提出します。
    1. 1 日には、4.8 m/分を 10 分間実行マウスを持っています。
    2. 2 日には、6 m/分を 10 分間実行マウスを持っています。
    3. 3 日には、7.2 m/分を 10 分間実行マウスを持っています。
    4. 4 日には、8.4 m/分を 10 分間実行マウスを持っています。
  3. 5 日目、次のプロトコルによると、枯渇する増分テストにマウスを送信します。
    1. Mice をウォーム アップに、4.8 m/分 (0 ° 傾斜) で 5 分。
    2. 枯渇するマウスはどちらか電気グリッドに 3 連続した秒を費やしているときに達するまで 1.2 m/分 (4.8 m/分、6 m/分、7.2 m/分、8.4 m/分などで 3 分、3 分、3 分、5 分など) 3 分ごとに速度を上げるか、100 ショック (装置によって表示される) を受信します。
    3. 時間、距離、ショックの数 (Vmaxと見なされる) 達成された速度を書き留め、グリッド上にかかった合計時間。
      注:通常、Vmaxは 28.8 ± 3.7 m/分。
    4. 中間の訓練 (例えばの場合トレーニングのプロトコルは 8 週間、4 週間で中間訓練増分テストを実行します、更新された V最大マウス トレーニングの速度を調整するためにこのテストをマウスを再送信。その場合、交換予定のトレーニングの 1 つテストによって)、およびパフォーマンスの向上を評価するために、研究の終わりにので、もう一度行います。
    5. このテストの前後に 48 時間の残りの期間を実装します。
      注:午前中にすべての増分のテストを行った。

3. 低酸素環境

  1. 低酸素状態でのトレーニング、ガス ミキサーにリンクされている低酸素ボックス (図 1) でトレッドミルを配置します。定期的にボックスに酸素 (F私O2 [すなわち、低酸素のレベル]) の周囲の割合を制御するのに校正のパルスオキシメータを使用します。
  2. 窒素 (N2) の 100% ガス ミキサーを設定し、低酸素のレベルを確認して、パルスオキシメータを使用します。一度 F私O2 = 0.13、13% O2100% N2ガス ミキサーのパラメーターを変更します。
  3. 低酸素への長期の受動的な暴露を避けるためには、ごみと濃縮、小さいケージにマウスを置くし、すぐにボックスに配置、一度 F私O2 = 0.13 に達しています。環境が; ケージを置いた後 13% O2でまだことを確認します。そうでない場合、それを再調整。
  4. FiO2でそれが残っているかどうかを確認するトレーニング ・ セッションにわたって O2のレベルを定期的に確認 = 0.13 ± 0.002。

4. 平地環境

  1. 常にトレーニング セッション、トレッドミルはそのままに、低酸素が、周囲の空気があるように、手袋を外す (F私O2 = 0.21)。目的は、低酸素症のマウスと同じトレーニング環境を再作成することです。

5. 激強度のトレーニング

  1. (0 ° 傾斜) でトレッドミルで個々 のレーンにマウスを置き、次のプロトコルにそれらを提出します。
    1. 4.8 m/分、9 m/分で 5 分間続いてウォーム アップに、5 分のマウスを持っています。
    2. スプリントの速度を以前に決定された Vmaxの 150% に設定します。
      注:通常、スプリント速度あった 42.1 ± 5.5 m/分。
    3. 20、5 x 10 のスプリントの 4 つのセットのマウスを列車各スプリントの間に残りの s。Interset の残りの部分は 5 分 (図 2) です。
      注:トレーニング セッションの全体の作業負荷が別のトレーニング グループと一致する必要がある場合は、クールダウン期間を追加します。
  2. これできれば 48 h トレーニング セッションの間で、週 3 回のトレーニングを実行します。
  3. 電気ショックに相補的な方法としてを実行するのにマウスを奨励するのに綿棒を使用します。マウスと電気のグリッドの間の車線の上部にスリットで綿棒を置き、トレッドミルの背面に達したら、マウスを少しずつ動かして。これは電気ショックの配達を避けるためし、ソフトな方法で実行するマウスを刺激します。

6. 低強度のトレーニング

  1. (0 ° 傾斜) でトレッドミルで個々 のレーンにマウスを置き、次のプロトコルにそれらを提出します。
    1. 7.2 m/分で 5 分間続いて 4.8 m/分でウォーム アップに、5 分のマウスを持っています。
    2. 以前に決定された V の最大40% を連続実行中のセッションの速度を設定します。
      注:通常、継続的な実行速度は、9.9 m/分だった。
    3. 40 分間マウスを訓練します。
    4. このトレーニング セッションの間できれば 48 h で週 3 回のトレーニングを実行します。
    5. 電気ショックに相補的な方法としてを実行するのにマウスを奨励するのに綿棒を使用します。

7. マウス安楽死と臓器抽出

  1. トレーニング プロトコルおよび最後のインクリメンタル テスト後少なくとも 24 時間の終わりに、イソフルラン (麻酔、O2の 4-5% と 100% O2麻酔を維持するために 1 ~ 2%) を用いた誘導室でマウスを麻酔します。足引っ込める反射を使用して適切な anesthetization を確認 (動物の足をしっかりとピンチ; 動物が刺激に反応しない場合、麻酔は適切と見なされます)。
  2. 25 G の針を使用して、上記の19として最大の血液量を収集するために、経皮的心臓穿刺を実行します。
  3. 頚部転位を行い、ラウンド チップ ハサミで腹部の皮膚の最初のレイヤーを介して切断して (頭と尾) に向かって切開の両側を引っ張って、マウスの皮膚を削除します。
  4. 脾臓に到達し、必要な場合は、それを抽出する薄いポイント先端ハサミでマウスの左側胸部下腹膜を介してカットします。
    注:必要な場合は、筋肉を解剖します。
  5. 肺動脈を分析します。
    1. 小さなハサミ、鉗子を使用して、胸郭を取り外して心臓肺領域をクリアします。
    2. "自己終了「ピンセットで心尖大動脈と肺動脈の基部をストレッチに優しくプルにできるだけ近いにピンチします。
    3. 右手を使用して、肺動脈と大動脈、移動ピンセット ツル首ピンセット挿入戻って肺動脈 (図 3) のみを保持するために少しであります。
    4. 左手を使って右手で開催されたものを置き換えるにピンセットの別のペアを挿入します。
    5. 1 つの側面と反対側にできるだけ遠くに近い可能な限り心と肺動脈を解剖鋭いストレート刀を使用すると、右の手で。
      注:我々 はそれが簡単に左より右の手でカットする発見したがどちらの手にどの楽器が保持しているそれは関係ありません。
    6. 冷たいリン酸緩衝生理食塩水 (PBS) バッファーを 2 mL チューブに入れて、氷の上を維持します。
  6. 全身灌流を実行します。
    1. マウスの右下肢の上部 (下鼠径靭帯) 右大腿動脈に外部内部右総腸骨動脈をオフにピンセットを使用します。シャープなストレート刀、大腿動脈のフルカットを使えば。
    2. 心臓の左心室に冷 PBS でいっぱい 5 mL 25 G 注射器を挿入し、血管から血の残りを削除する冷 PBS をゆっくり注入します。
      注:肺動脈の抽出のため PBS の切開に循環しないことが可能です。
  7. ピンセットを使用して、中心部に左と右鼠径靭帯から大動脈を可能な限り徹底的に周囲軟部組織を削除します。
    注:必要に応じて、さらなる分析のため、心を抽出できます。
  8. ピンセットと刀の両方を使用して、(両方の左と右の手足) で外腸骨動脈の最下点までの心臓を解剖し、冷 PBS で 10 cm 径の皿に完全解剖アウト セクションを配置します。
  9. ピンセットや刀を使用して、優しく引っ張ってまたは血管から切り取って大動脈や動脈の周りに残っている脂肪を洗浄終了します。
  10. 刀を使用して、左から右総腸骨動脈分岐部の左総腸骨動脈をカット、さらに分析するために保存します。
  11. 刀を使用すると、左腎動脈下の腹部大動脈を切断し、氷上 (図 4) 冷 PBS バッファーで抽出した容器を置きます。
  12. 左腎動脈は、さらなる分析のためのストレージ上の右大動脈弓から残りの洗浄容器を維持します。

figure-protocol-1
図 4: 郭の血管の画像。氷冷 PBS バッファーに配置する準備ができて右総腸骨動脈の末尾に (左腎動脈) の下に腹部大動脈の上部から抽出した容器。(1) 腹部の大動脈。(2) 右総腸骨動脈。(3) 外部腸骨動脈。(4) 内腸骨動脈。(5) 大腿動脈。この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください。

8. ex Vivo 血管機能評価

注:洗浄は、空けるとクレブスと部屋の補充に対応します。

  1. 20で説明したプロトコルによると 1.0-2.0 mm 長い血管リングに分離肺動脈、腹部大動脈、右総腸骨動脈セグメントをカットし、内腔を通過 2 0.1 φ 鐙各リングをマウントします。
  2. 変更されたクレブス-重炭酸リンゲル液 (118.3 mM NaCl、4.7 mM KCl、2.5 mM CaCl2、1.2 mM MgSO4、1.2 mM KH2PO4、25.0 mM NaHCO3、および 11.1 mM の 10 mL で満たされた垂直オルガン室容器リングを中断します。ブドウ糖) は 37 ° C で維持され、O2-5% CO2 (pH 7.4) 95% と通気しておきます。1 つあぶみが機関室の下部に固定されて、他の 1 つはグラムで等尺性力測定用ひずみゲージに接続されます。
  3. 安静時に彼らの最適な張力に血管をもたらす: 肺動脈用 0.5 g、1.5 g の内腸骨動脈、腹部大動脈の 2 g にリングを伸ばし、20 分経過すると平衡のそれらを洗浄します。ストレッチ平衡洗浄手順 1 x を繰り返します。
  4. 血管の実行可能性をテストするため契約 KCl の 235 μ L でリング (10-1 M) 10 分間、別の 10 分間洗ってし、KCl の 235 μ L と再び契約 (10-1 M) 高原に到達するまで約 20 分。
  5. 10 分もう一度容器を洗って、内因性プロスタグランジンの可能な干渉を避けるため、少なくとも 20 分間インドメタシン (10-5 M) の 58.4 μ L (シクロオキシゲナーゼ活性の阻害剤) を追加します。
  6. 10-4 M 10-9 (10 μ L) からフェニレフリン (Phe) の累積線量を追加 (または 10-9 10-5 M 肺動脈; 10-9 M を超えるすべての濃度の 9 μ L)、血管を収縮します。
  7. Phe の最後の投与後血管収縮が比較的安定している状態 (高原) に到達するまで約 1 時間を待ちます。
  8. (58.4 μ 10-9 M の交互 12.6 μ L と 10-9 M を超えるすべての濃度を 40 μ L)、硝酸を誘発する 10-9 10-4 M から内皮依存性血管拡張薬アセチルコリン (ACh) の累積線量を追加します。酸化窒素 (NO)-リラクゼーションを介する。
  9. 緩和曲線の終わりには、10 分の容器を洗って、184 μ L NG-ニトロ-L-アルギニン (NLA、10-4 M)、少なくとも 20 分、nos 阻害剤であるのと同様に、インドメタシン (10-5 M) の 58.4 μ L を追加します。
  10. Phe (10-4肺動脈用 M 10-5および 10-4腹部大動脈、腸骨動脈の M) 1 h の比較的安定した収縮を誘発しの 10 μ L のユニークな用量で再び血管を収縮します。
  11. ACh の 40 μ L のユニークな線量を追加 (10-4 M) 高原に到達するまで。
  12. インドメタシン (10-5 M) の 58.4 μ L を追加する前に 10 分、もう一度容器を洗って、NLA の 184 μ L (10-4 M) 20 分。
  13. 1 h の Phe (10-5と 10-4 M) の 10 μ L で血管を収縮します。
  14. 累積線量を追加 (10-9 [58.4 μ L] 10-4 M [10-9 M を超えるすべての濃度を 40 μ L]) で/いいえ、NO ドナー ジエチルアミン (麻薬取り締まり局) の内皮非依存性の誘起緩和を評価するために注文します。
  15. 実験の終わりには、将来の分析が必要な場合の液体窒素で血管を格納します。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

結果

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

我々 の知識の本研究はマウスに対して、酸素欠乏、常に激の強度のトレーニング プログラムを記述する最初の。このプロトコルではマウスは各スプリントの間に 20 s 回復に 5 10 のスプリントの 4 つのセットを走った。セットの合間に回復期間の 5 分。それ知られていなかったかどうか、マウスをこのようなプロトコルを維持できるし、それが正常に完了します。ただし、図 5によると激強度のトレーニングを受けているマウスの体重常と低酸素の両方は、低強度のトレーニングを受けているマウスのそれに類似していた。

動物のウェルネスが監視週に 2 回、次の基準に基づいてスコア シートを使用して: 外観、自然な動作、および体重。3 のスコアまで傾斜したそれらの規準のそれぞれとこれらの条件のいずれかで 3 のスコアを持つマウスの痛みおよび/または持続的なプロトコルによる苦痛で考慮されたが、安楽死しなければならなかった。...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

ディスカッション

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

本研究の第一の目的は、マウスにおける低酸素の高強度トレーニングの有効性を評価するために、マウスで忍がプロトコルの適切な特性を決定するためだった。わざわざマウスで (すなわち、Vmaxより多く) 激強度のトレーニングを使用して、データがないので、成っていた 5 つの全面的なスプリント (約 200% の 4 ~ 5 セットの選手と開発した以前のプロトコルに基づく試験を行わなければならなかった私たちVmax)、5 分の21,22interset アクティブな回復と、20 の s のアクティブな回復と散在しています。したがって、初期のプロトコルは V の最大20 と散在している 200% で 6 10 のスプリントの六つのセットに成って s パッシブ回復と 3 分、週に 5 回実行の interset パッシブ回復。いくつか試して後実行されます Vmaxの 200% でこのような高強度を維持問題があったマウスを考慮した、Vmax<...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

開示事項

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

著者が明らかに何もありません。

謝辞

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

著者は、ダニーロ Gubian とステファン Altaus 低酸素のセットアップを作成するを助けるためローザンヌ大学病院 (CHUV) 機械ワーク ショップから感謝したいと思います。著者も感謝したいダイアン Macabrey、メラニー Sipion の動物を訓練します。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
綿棒Qチップ
ガスミキサー Sonimix 7100LSI スイスガス、ジュネーブ、スイスガス流量:O2およびCO2でそれぞれ10 L/minおよび1 L/min低
酸素ボックス 自家製 プレキシガラス製
電動げっ歯類 トレッドミル Panlab LE-8710Bioseb, フランス
オキシメーター Greisinger GOX 100GREISINGER electronic Gmbh, Regenstauf, Germany
Sedacom softwareBioseb, France
Strain gaugePowerLab/8SP;ADInstruments

参考文献

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Calbet, J. A., et al. Determinants of maximal oxygen uptake in severe acute hypoxia. American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 284 (2), 291-303 (2003).
  2. Hanada, A., Sander, M., González-Alonso, J. Human skeletal muscle sympathetic nerve activity, heart rate and limb haemodynamics with reduced blood oxygenation and exercise. The Journal of Physiology. 551, Pt 2 635-647 (2003).
  3. Casey, D. P., Joyner, M. J. Compensatory vasodilatation during hypoxic exercise: mechanisms responsible for matching oxygen supply to demand. The Journal of Physiology. 590 (24), 6321-6326 (2012).
  4. Casey, D. P., et al. Nitric oxide contributes to the augmented vasodilatation during hypoxic exercise. The Journal of Physiology. 588, Pt 2 373-385 (2010).
  5. Girard, O., Brocherie, F., Millet, G. P. Effects of Altitude/Hypoxia on Single- and Multiple-Sprint Performance: A Comprehensive Review. Sports Medicine. 47 (10), 1931-1949 (2017).
  6. Faiss, R., Girard, O., Millet, G. P. Advancing hypoxic training in team sports: from intermittent hypoxic training to repeated sprint training in hypoxia. British Journal of Sports Medicine. 47, Suppl 1 45-50 (2013).
  7. Brocherie, F., Girard, O., Faiss, R., Millet, G. P. Effects of Repeated-Sprint Training in Hypoxia on Sea-Level Performance: A Meta-Analysis. Sports Medicine.(Auckland, N.Z). 47 (8), 1651-1660 (2017).
  8. Brocherie, F., et al. Repeated maximal-intensity hypoxic exercise superimposed to hypoxic residence boosts skeletal muscle transcriptional responses in elite team-sport athletes. Acta Physiologica. 222 (1), 12851(2018).
  9. Pellegrin, M., et al. New insights into the vascular mechanisms underlying the beneficial effect of swimming training on the endothelial vasodilator function in apolipoprotein E-deficient mice. Atherosclerosis. 190 (1), 35-42 (2007).
  10. Picard, M., et al. Acute exercise remodels mitochondrial membrane interactions in mouse skeletal muscle. Journal of Applied Physiology. 115 (10), 1562-1571 (2013).
  11. Ayachi, M., Niel, R., Momken, I., Billat, V. L., Mille-Hamard, L. Validation of a Ramp Running Protocol for Determination of the True VO2max in Mice. Frontiers in Physiology. 7, (2016).
  12. Pellegrin, M., et al. Running Exercise and Angiotensin II Type I Receptor Blocker Telmisartan Are Equally Effective in Preventing Angiotensin II-Mediated Vulnerable Atherosclerotic Lesions. Journal of Cardiovascular Pharmacology and Therapeutics. 22 (2), (2016).
  13. Semin, I., Acikgöz, O., Gönenc, S. Antioxidant enzyme levels in intestinal and renal tissues after a 60-minute exercise in untrained mice. Acta Physiologica Hungarica. 88 (1), 55-62 (2001).
  14. Cho, J., et al. Treadmill Running Reverses Cognitive Declines due to Alzheimer Disease. Medicine & Science in Sports & Exercise. 47 (9), 1814-1824 (2015).
  15. Schill, K. E., et al. Muscle damage, metabolism, and oxidative stress in mdx mice: Impact of aerobic running. Muscle & Nerve. 54 (1), 110-117 (2016).
  16. Cho, J., Kim, S., Lee, S., Kang, H. Effect of Training Intensity on Nonalcoholic Fatty Liver Disease. Medicine & Science in Sports & Exercise. 47 (8), 1624-1634 (2015).
  17. Sabatier, M. J., Redmon, N., Schwartz, G., English, A. W. Treadmill training promotes axon regeneration in injured peripheral nerves. Experimental Neurology. 211 (2), 489-493 (2008).
  18. Rolim, N., et al. Aerobic interval training reduces inducible ventricular arrhythmias in diabetic mice after myocardial infarction. Basic Research in Cardiology. 110 (4), 44(2015).
  19. Lab Animal Research. Blood Withdrawal I. JoVE Science Education Database. , Available from: https://www.jove.com/science-education/10246/blood-withdrawal-i (2018).
  20. Peyter, A. -C., et al. Muscarinic receptor M1 and phosphodiesterase 1 are key determinants in pulmonary vascular dysfunction following perinatal hypoxia in mice. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 295 (1), 201-213 (2008).
  21. Faiss, R., et al. Significant Molecular and Systemic Adaptations after Repeated Sprint Training in Hypoxia. PLOS ONE. 8 (2), (2013).
  22. Faiss, R., et al. Repeated Double-Poling Sprint Training in Hypoxia by Competitive Cross-country Skiers. Medicine & Science in Sports & Exercise. 47 (4), 809-817 (2015).
  23. Billat, V. L., Mouisel, E., Roblot, N., Melki, J. Inter- and intrastrain variation in mouse critical running speed. Journal of Applied Physiology. 98 (4), 1258-1263 (2005).
  24. Ferguson, S. K., et al. Effects of living at moderate altitude on pulmonary vascular function and exercise capacity in mice with sickle cell anemia. The Journal of Physiology. , (2018).
  25. Lightfoot, J. T., Turner, M. J., Debate, K. A., Kleeberger, S. R. Interstrain variation in murine aerobic capacity. Medicine & Science in Sports & Exercise. 33 (12), (2001).
  26. Wojewoda, M., et al. Running Performance at High Running Velocities Is Impaired but V'O2max and Peripheral Endothelial Function Are Preserved in IL-6-/- Mice. PLOS ONE. 9 (2), (2014).
  27. Muller, C. R., Américo, A. L. V., Fiorino, P., Evangelista, F. S. Aerobic exercise training prevents kidney lipid deposition in mice fed a cafeteria diet. Life Sciences. 211, 140-146 (2018).
  28. Petrosino, J. M., et al. Graded Maximal Exercise Testing to Assess Mouse Cardio-Metabolic Phenotypes. PLOS ONE. 11 (2), 0148010(2016).
  29. Poole, D. C., Jones, A. M. Oxygen Uptake Kinetics. Comprehensive Physiology. , (2012).
  30. Copp, S. W., Hirai, D. M., Musch, T. I., Poole, D. C. Critical speed in the rat: implications for hindlimb muscle blood flow distribution and fibre recruitment. The Journal of Physiology. 588, Pt 24 5077-5087 (2010).
  31. Kregel, K., et al. Resource Book for the Design of Animal Exercise Protocols. , American Physiological Society. (2006).
  32. Lamy, S., et al. Air puffs as refinement of electric shocks for stimulation during treadmill exercise test. The FASEB Journal. 30, 1 Supplement 1014(2016).
  33. Koenen, K., et al. Sprint Interval Training Induces A Sexual Dimorphism but does not Improve Peak Bone Mass in Young and Healthy Mice. Scientific Reports. 7, (2017).

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

再版と許可

このJoVE記事のテキストまたは図の再利用許可をリクエスト

許可をリクエスト

タグ

treadmill

関連記事