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方法論記事

ブタの脳オキシメトリーと拡張血行力モニタリングによって導かれる標準化された出血性ショック誘導

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DOI：

10.3791/59332

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2019年5月21日

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1Department of Anesthesiology, University Medical Center of the Johannes Gutenberg-University

この記事について

サマリー

出血性ショックは重傷患者の重篤な合併症であり、生命を脅かす酸素の供給不足につながる。血行力学と微小循環性脳酸素化によって導かれるブタの血液離脱を介して出血性ショックを誘導する標準化された方法を提示する.

要約

出血性ショックは、重傷関連死の主な理由の中でランク付けされます。循環体積と酸素キャリアの損失は、不十分な酸素供給と不可逆的な臓器不全につながることができます。脳は限られた補償能力しか発揮し、特に重度の低酸素損傷のリスクが高い。この記事では、計算された血液離脱によってブタモデルにおける生命を脅かす出血性ショックの再現性を示す。近赤外分光法に導かれた衝撃誘導を引き起こした衝撃誘導と、全身循環障害、脳微小循環酸素枯渇を示す拡張血行力モニタリングを行います。衝撃誘導のために主に定義された除去量に焦点を当てた類似のモデルと比較して、このアプローチは、マクロおよび微小循環の結果として生じる障害によって滴定を強調する。

概要

大量の失血は、傷害関連死の主な原因の一つである1,2,3.循環液と酸素キャリアの損失は、血液力学的な障害と重度の酸素不足につながり、不可逆的な臓器不全と死を引き起こす可能性があります。ショックの重症度レベルは、低体温症、凝固症、およびアシドーシス4などの追加因子の影響を受ける。特に脳は、腎臓も高い酸素需要と十分な嫌気性エネルギー発生5、6の能力がないため補償能力を欠いている。治療上の目的のために、迅速かつ即時の作用が極めて重要である。臨床現場では、バランスのとれた電解質溶液による流体蘇生が治療の最初の選択肢であり、続いて赤血球濃縮物および新鮮な凍結血漿の投与が続く。血球濃縮物、カテコールアミン、凝固の最適化および酸塩基状態は、持続的な外傷後の正常な生理学的状態を取り戻す療法をサポートする。この概念は、ヘモダイナミクスとマクロ循環の回復に焦点を当てています。しかし、いくつかの研究は、微小循環灌流がマクロ循環と同時に回復しないことを示しています。特に、脳灌流は損なわれたままであり、さらに酸素不足が7、8に起こる可能性がある。

動物モデルの使用は、科学者が新しいまたは実験的な戦略を確立することを可能にします。豚とヒトの同等の解剖学、相同学、生理学は、特定の病理学的要因に関する結論を可能にする。両方の種は、同様の代謝系と薬理学的治療への応答を持っています.これは、血液量、血行力学、および全体的な生理学の違いが臨床シナリオ9を模倣することはほとんど不可能にする小動物モデルと比較して大きな利点です。さらに、認可された医療機器および消耗品は豚モデルで容易に使用することができる。さらに、遺伝学やフェノタイプの多様性が高く、コスト削減が可能な商用サプライヤーから豚を簡単に入手することが可能です。血管のカニテーションを介した血液離脱のモデルは非常に一般的です11,12,13,14,15.

本研究では、血行不全と脳酸素化障害の正確な滴定を用いて動脈血引き出しによる出血性ショック誘導の概念を拡張する。出血性ショックは、心臓指数および平均動脈圧がベースライン値の40%を下回った場合に達成され、これは脳局所酸素飽和度のかなりの悪化を引き起こすことが示されている8。パルス輪郭心拍出量(PiCCO)測定は連続的なヘモダイナミクスモニタリングに使用されます。第一に、このシステムは、血管外肺水分含有量およびグローバル末期拡張体量の心臓指数の計算を可能にする経皮熱希釈によって較正されなければならない。その後、連続的な心臓指数はパルス輪郭解析によって計算され、パルス圧力やストローク体積変動などの動的プリロードパラメータも提供します。

この技術は臨床および実験の設定でよく確立される。近赤外分光法(NIRS)は、脳酸素供給の変化をリアルタイムで監視する臨床的かつ実験的に確立された方法です。自己付着センサは、左右の額に取り付けられ、大脳前頭皮質の脳酸素化を非侵襲的に計算します。2つの波長の赤外線(700と900nm)が放射され、皮質組織から反射された後、センサーによって検出されます。脳の酸素含有量を評価するために、動脈および静脈血の寄与は1:3の関係で計算され、5秒間隔で更新される。1〜4センチメートルの深さの感度は指数関数的に減少し、浸透した組織(例えば、皮膚および骨)の影響を受けるが、頭蓋骨は赤外線に半透明である。この技術は、せん妄や低酸素性脳損傷のような有害な結果から患者を防ぐための迅速な治療行動を容易にし、心拍出量16、17の障害の場合の標的パラメータとして機能する。実験ショック中の両方の技術の組み合わせは、この生命を脅かすイベントを研究するために、大循環の正確な滴定だけでなく、脳の微小循環障害を可能にします。

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プロトコル

このプロトコルの実験は、国家および機関動物ケア委員会(ランデストゥンサムト・リンランド・プバルツ、コブレンツ、ドイツ;)委員長:シルビア・アイシュ・ウルフ博士。参考番号: 23 177-07/G 14-1-084;02.02.2015) 実験は、インビボ実験(ARRIVE)ガイドラインの動物研究報告に従って行われました。調査は2015年11月から2016年3月の間に計画され、実施された。拡張文献研究の後、豚モデルは出血性ショックの確立されたモデルとして選ばれました。平均体重28±2kg、年齢2〜3ヶ月の7匹の麻酔雄豚(ススクロファ・ドミニマ)がプロトコルに含まれていた。動物は、州と機関の動物ケア委員会によって推薦された地元のブリーダーによって世話をされました。動物は、ストレスを最小限に抑えるために、可能な限り彼らの既知の環境に保たれた。食品は、実験が予定される6時間前に水が拒否されなかったが、吸引の危険性を低減する。代表的なタイムコースを図1に示します。

1. 麻酔、挿管、機械換気

  1. ケタミン(4 mg·kg-1)とアザペロン(8 mg·kg-1)の組み合わせ注射で鎮静豚(1.2ミリメートル)の内筋注射のための針で首または臀部筋。沈降が始まるまで動物が安定していることを確認してください。
    注意:動物を扱う際には手袋が絶対に必要です。
  2. 鎮静動物を実験室に運ぶ。
    注:動物は深く眠りに落ち、彼らは輸送ケージに持ち上げられるときのように、通常の取り扱いの間に目を覚ましません。この設定では、輸送時間は動物輸送のための特別なバンで約20分でした。
  3. 到着直後にブタの尾または耳にセンサーを切り取って、末梢酸素飽和度(SpO 2)を監視します。
  4. 無色消毒チンキで皮膚を消毒し、耳静脈に末梢静脈カテーテル(1.2mm)を挿入する前に3分間待ちます。次いで、フェンタニル(4μg·kg-1)およびプロポフォール(3mg·kg-1)の静脈注射による麻酔を誘導する。
  5. すべての反射神経が存在し、自発的な呼吸が期限切れになるときは、豚を担架の上に置き、包帯で固定します。
    注:適切なレベルの麻酔は、眼瞼反射および外部刺激に対する他の反応の欠如によって経験豊富な研究者によって確認されなければならない。
  6. すぐに犬の換気マスク(サイズ2)で非侵襲的な換気を開始します。次の換気パラメータを使用してください: 吸気酸素分率 (FiO2) = 1.0;呼吸数 = 14-16 分-1;ピーク吸気圧 <20 cm H2O,正の終端気絶圧 (PEEP) = 5 cm H2O.
  7. フェンタニル(0.1-0.2 μg=kg-1~h-1)とプロポフォール(8-12mg·kg-1·h-1)の連続注入を介して麻酔を維持し、バランスの取れた電解質溶液(5 mL·kg-1-h-1)の注入を開始する。
  8. 筋弛緩剤(アトラキュリウム0.5mg·kg-1)の適用によって気管内挿管を促進する。
  9. 一般的な気管内チューブ(ID 6-7)と導入機で挿管を介して気道を固定します。マッキントッシュブレード(サイズ4)で一般的な喉頭鏡を使用してください。2人が手順を容易にする。
    1. 人1:舌をティッシュで外側に固定し、もう一方の手でスナゴを開きます。
    2. 人2:喉頭鏡検査を行う。
    3. 人2:喉頭蓋が見えてきたら、喉頭鏡を心室に動かす。喉頭蓋を持ち上げ、声帯が見えるようにします。
      注:喉頭蓋が後ろを動かない場合、それは柔らかいパラチンに固執し、チューブの先端によって動員することができます。あるいは、別のサイズ(3または5)またはタイプ(ミラーブレード)を持つブレードを使用することができます。
  10. 声帯を慎重にチューブを動かします。
    注:気管の最も狭い点は、声帯のレベルではなく、サブスロットルです。チューブの挿入が不可能な場合は、チューブを回転させるか、小さいチューブを使用してください。
  11. インベナーをチューブから引き出し、10 mLのシリンジを使用して10mLの空気でカフをブロックし、カフマネージャ(30 cm H2O)でカフ圧力を制御します。
  12. チューブが人工呼吸器に接続された後に機械換気を開始 (PEEP = 5 cm H2O; 潮の体積 = 8 mL·kg-1;FiO2 = 0.4;インスピレーションと有効期限の比率 = 1:2;呼吸数 =<6 kPaの終末潮のCO2を達成するために可変)。
    注:脳灌流に対する呼吸の影響を最小限に抑えるために、CO2の変動を避けてください。
  13. カプノグラフィーを介したCO2の定期的かつ定期的な呼気によってチューブの位置が正しいことを確認し、耳介を通して両面換気を確認してください。
    注:チューブが間違って配置されている場合、胃への空気インフレーションは、カプノグラフィーがインストールされる前であっても、腹壁に目に見える膨らみを急速に形成します。この場合、チューブの交換と胃管の挿入は絶対に必要です。
  14. 2人で、胃管を胃の中に入れ、逆流や嘔吐を避ける。
    1. 人1:舌をティッシュで外側に固定し、もう一方の手でスナゴを開きます。
    2. 人2:ブタ喉頭の喉頭鏡検査を行う。
    3. 人2:食道を可視化する。
    4. 人2:胃液が排出されるまで、マギル鉗子のペアで食道の中に胃管を押します。
      注:場合によっては、視覚化が容易ではありません。この場合、喉頭鏡をチューブに向けて動かし、心室に押して食道を開きます。処置の間、動物の体は低体温を避けるために毛布で覆われている。動物の体温が低下した場合は、加熱システムを使用して生理的レベルで温度を安定させます(材料の表を参照)。体温はPiCCOの画面に表示されます。

2. インストルメンテーション

  1. 包帯を使用して後ろ足を引き戻し、血管カテーテル法のために大腿骨領域の折り目を滑らかにします。
  2. 次の材料を準備する:1つの5 mLシリンジ、1つの10 mLシリンジ、1つの50 mLシリンジ、1つのセルディンガー針、導入シース(2mm、2.7 mm、2.7 mm)、シース用ガイドワイヤー、3つのポートを持つ中央静脈カテーテル(2.3 mm、30 cm)ガイドワイヤー付きカテーテル(1.67のmm、20 cm)。
  3. 着色消毒で鼠径部を消毒し、2分間待ち、滅菌組織で消毒を拭き取ります。この手順を 3 回繰り返します。3回目以降は消毒を取り除かないようにしてください。
  4. すべてのカテーテルに生理食液を充填します。
  5. 超音波プローブに超音波ゲルを適用します。滅菌フェネストドレープで鼠径部をカバーし、超音波で右の大腿骨血管をスキャンします。ドップラー技術を使用して、動脈と静脈18を区別します。
  6. 明るい赤い脈動血液は熱望した針の位置を確認する。注射器を取り外し、ガイドワイヤーを右大腿動脈に差し込む。
  7. 右大腿静脈の縦軸を可視化し、5 mL注射器で永久吸引の下にセルディンガー針を挿入します。
  8. 暗い赤い非脈性静脈血を吸引する。
  9. 右大腿動脈を軸に可視化し、プローブを90°回転させて動脈の縦方向の視野に切り替えます。
  10. 5 mL注射器で永久的な吸引の下でセルディンガー針で超音波可視化の下で右大腿動脈を穿刺する。
    注:    超音波誘導セルディンガー技術は、血管アクセス19、20の他の方法よりも著しく低い失血、組織外傷、および時間消費に関連している。
    1. 異なる血管内の針の正しい位置が特定の場合は、血液プローブを採取し、血液ガス分析装置で血液ガス含有量を分析します(材料の表を参照)。高い酸素レベルは動脈血の良い徴候であり、低酸素レベルは静脈血の徴候である。
  11. 注射器を切断し、セルディンガー針を引き込んだ後、中央静脈カテーテルのガイドワイヤーを右大腿静脈に挿入します。
  12. 正しいワイヤー位置を制御するために超音波で両方の右の容器を視覚化します。
  13. ガイドワイヤーの上の動脈導入シース(2mm)を右の動脈に押し込み、血の吸引で位置を固定する。
  14. セルディンガーのテクニックを使用して、中央静脈線を右大腿静脈に配置します。すべてのポートを吸引し、生理生理生理生理知溶液でフラッシュします。
  15. 左鼠径部に同じ手順を実行し、セルディンガー技術の他の導入シースを左大腿動脈(2.7mm)と大腿静脈(2.7mm)に挿入します。
  16. 右動脈導入シースと中央静脈カテーテルを侵襲性血行力学の測定のための2つのトランスデューサシステムと接続し、適切な値を得るために両方のトランスデューサを心臓レベルに配置します。
  17. 操作指示に規定されているように、システムを0に調整するために、大気に開いている両方のトランスデューサの3ウェイストップコックを切り替えます。
    注:もっともらしい値を生成するために、システム内の気泡や血痕を避ける必要があります。
  18. 末梢静脈から中央静脈線に麻酔を維持するためのすべての注入を切り替えます。
  19. 回復の15分後にベースライン値(ヘモダイナミクス、スピロメトリー、NIRS(セクション4を参照)およびPiCCO(セクション3を参照)を取ります。
  20. 出血性ショックを開始する(セクション5参照)。

3. ピッコ測定

注:PiCCO 機器については、材料の表を参照してください。

  1. PiCCOカテーテルを右動脈導入シースに挿入します。
    注:臨床医学では、PiCCOカテーテルはセルディンガーの技術によって直接置かれる。しかし、導入シースを介した配置も可能です。
  2. CatheterをPiCCOシステムの動脈線と動脈トランスデューサをPiCCOポートに直接接続します。次に、ステップ2.17に記載されているように再校正する。
  3. PiCCOシステムの静脈測定ユニットを左静脈導入シースと接続します。
    注:静脈プローブと動脈プローブを互いに離れた距離で接続する必要があります。それ以外の場合は、静脈系への冷たい生理液の適用が動脈測定に影響を与えるので、測定が妨げられます。PiCCO の詳細については、メイヤーとサトナー21を参照してください。
  4. PiCCO システムをオンにし、新しい患者が測定されたことを確認します。
  5. 動物のサイズと重量を入力し、大人にカテゴリを切り替えます。
  6. プロトコル名と ID を入力し、[終了] を入力します。
  7. 射出量を 10 mL に設定します。
    注:選択した注入溶液の体積は変化させることができる。ボリュームが大きいほど、測定値の方が有効になります。繰り返しの適用によって任意のヘモニュレーションの影響を避けるために小さなボリュームを選びました。
  8. 中央静脈圧を入力します。
  9. 大気圏に3ウェイストップコックを開き、システムキャリブレーションのためにゼロをクリックし、[終了]をクリックします。
  10. 次に説明するように連続的な心拍出量測定を校正し、TD(熱調節)をクリックします。10 mLシリンジで4°Cの温度で生理生理生理液を準備し、[開始]をクリックします。
  11. 冷たい生理生理生理生理の10 mLを静脈測定ユニットに素早く着実に注入し、測定が完了し、システムが繰り返し要求するまで待ちます。
  12. 3 つの測定が完了するまで、この手順を繰り返します。
  13. システムがすべてのパラメータの平均を計算し、[終了]をクリックします。
  14. 完全なキャリブレーションの後、すぐに測定を開始します。衝撃誘導を監視するには、PiCCO由来パラメータ心臓指数に焦点を当てます。

4. 脳局所酸素飽和度

注:脳の局所酸素化を監視する装置については、材料の表を参照してください。

  1. 使い捨てカミソリと水で豚の額を剃り、NIRSの2つの自己付着センサー(材料の表を参照)を豚の額に貼り付けます。
  2. プリアンプをモニタに接続し、色分けされたセンサーケーブルコネクタをプリアンプに接続します。
  3. プリアンプロック機構を閉じ、センサーケーブルにセンサーを取り付けます。
    注:リアルタイムデータを記録するには、USBフラッシュドライブをNIRSモニタに接続する必要があります。
  4. モニタの電源を入れ、[新しい患者]をクリックし、スタディ名を入力し、 をクリックします。
  5. 着信信号を確認します。信号が安定したら、[ベースライン] メニューをクリックし、[ベースラインの設定]をクリックします。ベースラインが既に入力されている場合は、[はい] をクリックして新しいベースラインを確認し、[イベントマーク]をクリックします。
  6. キーボードの矢印ボタンと次のイベントでイベントを選択します。イベント3 誘導を選択し、[イベントを選択]を押します。
    注:さらに詳しい情報が必要な場合は、NIRSシステム22の取扱説明書を参照してください。

5. 出血性ショック誘導

  1. 左の紹介シースをツリーウェイストップコックで接続します。3ウェイストップコックの1つのポートを50 mLシリンジと空の注入ボトルで接続します。
    注:あるいは、引き抜かれた血液は、後で自動輸血のためにクレート袋に集めてもよい。これは、制御された血液離脱の主要な利点です。
  2. 正確なヘモダイナミクスパラメータを測定し、文書化し、心臓指数の40%を計算し、ヘモダイナミクスターゲットとして動脈圧を平均します。手順 4.6 で説明されているように、NIRS システムのイベント93 失血を設定します。
    注:心電図および平均動脈圧がベースライン値の40%を下回った場合、出血性ショックが達成される。かなりの脳局的な酸素化飽和(crSO2)の減少は、微小循環障害を描写することが好ましい。これを達成するための平均失血は、25-35 mL·kg-1の範囲内にあります。
  3. 注射器に50 mLの血液を吸引し、三方ストップコックを切り替えます。空の瓶に血を入れて
  4. 取り除かれた血液量に注意してください。
  5. 動脈血圧、心臓指数、crSO2を注意深く監視します。目標血圧と心臓指数が達成されるまで(20〜30分後)、血液離脱を繰り返します。
  6. 手順 4.6 で説明するように、NIRS デバイスでイベント97 低血圧を設定します。
    注:これは即時の心循環障害のリスクを負うので、あまりにも迅速に血液を引き出さないようにしてください。衝撃誘導手順を終了した後、動物は、様々な治療介入に使用することができる。

6. 実験の終了と安楽死

  1. 中央静脈ラインにフェンタニル0.5mgを注入し、5分間待ちます。
  2. 中央静脈ラインに200mgのプロポフォールを注入し、塩化カリウム40mモルで動物を安楽死させる。

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結果

衝撃誘導を開始した後、短時間の補償を登録することができます。進行中の血液除去では、crSO2、心臓指数、胸部内血液量指数、およびグローバル末期拡張体指数の大幅な減少によって監視される前述の心循環代謝(図2)、図3、および図 4が発生します。さらに、出血性ショックの一般的な症状として、著しい頻脈と動脈血圧の低下が観察される(図2)。ストローク体積のばるが大幅に増加します(図3)。血管外肺水分含有量および全身血管抵抗は、通常影響を受けない(図3)。血液離脱を終了した後(28±2 mL·kg-1)、血行力学的値は非常に低いレベルに残る。並行して、crSO2も大...

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ディスカッション

このプロトコルは、全身血行力学、ならびに脳微小循環障害によって導かれるブタの制御された動脈出血を介して出血性ショックを誘発する1つの方法を説明する。ショック状態は、25-35 mLkg-1の計算された血液離脱によって達成され、かなりの心循環障害を示すサロゲートパラメータの前述の複合体によって確認された。未処理の場合、この処置は動物の66%で2時間以内に致死的であり、これはモデルの重症度および再現性を強調する。一方、適切な流体蘇生は、循環を再安定させ、臨床シナリオ8を模倣する待たしくした。しかし、より少ない失血は、実験的な失敗につながるcrSO2にも影響を与えた血行力学的不安定性をもたらす可能性がある。除去された血液の量は、総血液量8に対応した動物の体重に適応する必要があります。

この方法は、科学者がこの生命を脅かす状態の異なる側面を調べることを可能にし、疑似的な臨床シナリオにおける治療介入の広い配列を研究する機会を開きます。この文脈では、明らか...

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開示事項

NIRSデバイスは、実験研究目的で米国メドトロニックPLCによって無条件に提供されました。アレクサンダー・ジーバート、アンドレアス・ガルシア=バードン、エリック・K・ハートマンは、メドトロニックPLCから医師養成コースの講師を受けました。著者のいずれも、金銭的またはその他の利益相反を報告していない。

謝辞

著者はダグマー・ディルボンスキーに対して、優れた技術サポートに感謝したいと考しています。

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材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
3方向ストップコックブルーベクトン・ディキンソン輸液療法 AB ヘルシンボリ、スウェーデン394602薬物投与
3方向ストップコック レッドベクトン・ディキンソン注入療法 AB ヘルシンボリ、スウェーデン394605薬物投与/ショック導入
AtracuriumHikma Pharma GmbH , MartinsriedAM03AC04*麻酔
カニューレ 20 GBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain301300Vascular access
Datex Ohmeda S5GE Healthcare Finland Oy, Helsinki,Finland-Hemodynamic monitor
Desinfection Schülke &Mayr GmbH, Germany104802消毒 
ハイデルベルク大地ä75CMFresenius Kabi Deutschland GmbH2873112  薬物投与/ショック誘発
INVOS 5100C CerebralMedtronic PLC, USA-脳領域酸素化用モニター 
INVOS Cerebral/Somatic Oximetry Adult SensorsMedtronic PLC, USA20884521211152脳の局所酸素化のモニタリング 
気管内チューブTeleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia112482挿管
気管内チューブ紹介&nbsp;Wirutec GmbH、Sulzbach、ドイツ5033062挿管
Engström CarestationGE Heathcare, Madison USA-Ventilator
FentanylJanssen-Cilag GmbH, NeussAA0014*麻酔
手袋Paul Hartmann, Heidenheim, Germany9422131Self-protection
Incetomat-line 150 cmFresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Germany9004112Drug administration
KetamineHamelnPharmaceuticals GmbH, Zofingen, SchweizAN01AX03*Sedation
LaryngoscopeTeleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia671067-000020挿管
論理圧力監視システムSmith- Medical GmbH, 米国ミネアポリスMX9606血行動態モニター
Logicath 7 Fr 3-lumen 30 cmSmith- Medical GmbH, 米国ミネアポリスMXA233x30x70-E血管アクセス/薬物投与
Masimo Radical 7Masimo Corporation, Irvine, USA-Hemodynamicmonitor
Mask for Venilating DogsHenry Schein, Melville, USA730-246Ventilation
Original Perfusor syringe 50 mL Luer LockB.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany8728810F薬物投与
PICCO熱希釈。F5/20CM EW MAQUET Cardiovascular GmbH, Rastatt, GermanyPV2015L20-A  血行動態モニター
経皮的シースイントロデューサーセット 8,5 und 9 Fr, 10 cm、止血弁/サイドポート一体型Arrow international inc., Reading, USAAK-07903Vascular access/Shock induction
Perfusor FM BraunB.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany8713820Drug administration
Potassium chlorideFresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Germany6178549安楽死
Propofol 2%Fresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Germany AN01AX10*麻酔
 脈拍等高線心拍出量 (PiCCO2) Pulsion Medical Systems, Feldkirchen,Germany-Hemodynamic monitor
Sonosite Micromaxx UltrasoundsystemFujifilm, Sonosite Bothell, Bothell, USA -バスキュラーアクセス
ステンレス マッキントッシュ サイズ4Teleflex Medical Sdn. Bhd, Perak, マレーシア670000挿管
SterofundinB.Braun Melsungen AG, Melsungen, GermanyAB05BB01*balanced electrolyte infusion
Stresnil 40 mg/mL  Lilly Germany GmbH, Wiesbaden, GermanyQN05AD90Sedation
Syringe 10 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain309110Drug administration
Syringe 2 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain300928Drug administration
Syringe 20 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain300296Drug投与
シリンジ 5 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain309050薬剤投与
静脈カテーテル 22 GB.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany4269110S-01Vascular access
*ATC: 解剖学的治療薬品/定義された一日の用量分類 

参考文献

  1. Kutcher, M. E., et al. A paradigm shift in trauma resuscitation: evaluation of evolving massive transfusion practices. JAMA Surgery. 148 (9), 834-840 (2013).
  2. Allen, B. S., Ko, Y., Buckberg, G. D., Sakhai, S., Tan, Z. Studies of isolated global brain ischaemia: I. A new large animal model of global brain ischaemia and its baseline perfusion studies. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 41 (5), 1138-1146 (2012).
  3. Noll, E., et al. Comparative analysis of resuscitation using human serum albumin and crystalloids or 130/0.4 hydroxyethyl starch and crystalloids on skeletal muscle metabolic profile during experimental haemorrhagic shock in swine: A randomised experimental study. European Journal of Anaesthesiology. 34 (2), 89-97 (2017).
  4. Tisherman, S. A., Stein, D. M. ICU Management of Trauma Patients. Critical Care Medicine. , (2018).
  5. Nielsen, T. K., Hvas, C. L., Dobson, G. P., Tonnesen, E., Granfeldt, A. Pulmonary function after hemorrhagic shock and resuscitation in a porcine model. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 58 (8), 1015-1024 (2014).
  6. Bogert, J. N., Harvin, J. A., Cotton, B. A. Damage Control Resuscitation. Journal of Intensive Care Medicine. 31 (3), 177-186 (2016).
  7. Gruartmoner, G., Mesquida, J., Ince, C. Fluid therapy and the hypovolemic microcirculation. Current Opinion in Critical Care. 21 (4), 276-284 (2015).
  8. Ziebart, A., et al. Effect of gelatin-polysuccinat on cerebral oxygenation and microcirculation in a porcine haemorrhagic shock model. Scandinavian Journal Trauma Resuscitation Emergency Medicin. 26 (1), 15(2018).
  9. Bassols, A., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clinical Applications. 8 (9-10), 715-731 (2014).
  10. Alosh, H., Ramirez, A., Mink, R. The correlation between brain near-infrared spectroscopy and cerebral blood flow in piglets with intracranial hypertension. Journal of Applied Physiology. 121 (1985), 255-260 (2016).
  11. Hartmann, E. K., et al. Ventilation/perfusion ratios measured by multiple inert gas elimination during experimental cardiopulmonary resuscitation. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 58 (8), 1032-1039 (2014).
  12. Hartmann, E. K., Duenges, B., Baumgardner, J. E., Markstaller, K., David, M. Correlation of thermodilution-derived extravascular lung water and ventilation/perfusion-compartments in a porcine model. Intensive Care Medicine. 39 (7), 1313-1317 (2013).
  13. Hartmann, E. K., et al. An inhaled tumor necrosis factor-alpha-derived TIP peptide improves the pulmonary function in experimental lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 57 (3), 334-341 (2013).
  14. Ortiz, A. L., et al. The influence of Ringer's lactate or HES 130/0.4 administration on the integrity of the small intestinal mucosa in a pig hemorrhagic shock model under general anesthesia. Journal of the Veterinary Emergency and Critical. 27 (1), 96-107 (2017).
  15. Ziebart, A., et al. Low tidal volume pressure support versus controlled ventilation in early experimental sepsis in pigs. Respiratory Research. 15, 101(2014).
  16. Hoffman, G. M., et al. Postoperative Cerebral and Somatic Near-Infrared Spectroscopy Saturations and Outcome in Hypoplastic Left Heart Syndrome. The Annals of Thoracic Surgery. 103 (5), 1527-1535 (2017).
  17. Hickok, R. L., Spaeder, M. C., Berger, J. T., Schuette, J. J., Klugman, D. Postoperative Abdominal NIRS Values Predict Low Cardiac Output Syndrome in Neonates. World Journal for Pediatric and Congenital Heart Surgery. 7 (2), 180-184 (2016).
  18. Weiner, M. M., Geldard, P., Mittnacht, A. J. Ultrasound-guided vascular access: a comprehensive review. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 27 (2), 345-360 (2013).
  19. Kumar, A., Chuan, A. Ultrasound guided vascular access: efficacy and safety. Best Practice & Research: Clinical Anaesthesiology. 23 (3), 299-311 (2009).
  20. Lamperti, M., et al. International evidence-based recommendations on ultrasound-guided vascular access. Intensive Care Medicine. 38 (7), 1105-1117 (2012).
  21. Mayer, J., Suttner, S. Cardiac output derived from arterial pressure waveform. Current Opinion in Anesthesiology. 22 (6), 804-808 (2009).
  22. Medtronic. Operations Manual INVOS ® System, Model 5100C. , http://www.wemed1.com/downloads/dl/file/id/7947/product/10495/manual_for_mo_s_5100c.pdf (2013).
  23. Wani, T. M., Rafiq, M., Akhter, N., AlGhamdi, F. S., Tobias, J. D. Upper airway in infants-a computed tomography-based analysis. Paediatric Anaesthesia. 27 (5), 501-505 (2017).
  24. Tuna Katircibasi, M., Gunes, H., Cagri Aykan, A., Aksu, E., Ozgul, S. Comparison of Ultrasound Guidance and Conventional Method for Common Femoral Artery Cannulation: A Prospective Study of 939 Patients. Acta Cardiologica Sinica. 34 (5), 394-398 (2018).
  25. Teeter, W. A., et al. Feasibility of basic transesophageal echocardiography in hemorrhagic shock: potential applications during resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA). Cardiovascular Ultrasound. 16 (1), 12(2018).
  26. Kontouli, Z., et al. Resuscitation with centhaquin and 6% hydroxyethyl starch 130/0.4 improves survival in a swine model of hemorrhagic shock: a randomized experimental study. European Journal of Trauma and Emergency Surgery. , (2018).
  27. Nikolian, V. C., et al. Improvement of Blood-Brain Barrier Integrity in Traumatic Brain Injury and Hemorrhagic Shock Following Treatment With Valproic Acid and Fresh Frozen Plasma. Critical Care Medicine. 46 (1), e59-e66 (2018).
  28. Williams, T. K., et al. Endovascular variable aortic control (EVAC) versus resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) in a swine model of hemorrhage and ischemia reperfusion injury. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 85 (3), 519-526 (2018).
  29. Aly, S. A., et al. Cerebral tissue oxygenation index and lactate at 24 hours postoperative predict survival and neurodevelopmental outcome after neonatal cardiac surgery. Congenital Heart Disease. 12 (2), 188-195 (2017).
  30. Sorensen, H. Near infrared spectroscopy evaluated cerebral oxygenation during anesthesia. The Danish Medical Journal. 63 (12), (2016).
  31. Cem, A., et al. Efficacy of near-infrared spectrometry for monitoring the cerebral effects of severe dilutional anemia. Heart Surgery Forum. 17 (3), E154-E159 (2014).
  32. Edmonds, H. L. Jr, Ganzel, B. L., Austin, E. H. 3rd Cerebral oximetry for cardiac and vascular surgery. Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 8 (2), 147-166 (2004).
  33. Murkin, J. M., et al. Monitoring brain oxygen saturation during coronary bypass surgery: a randomized, prospective study. Anesthesia & Analgesia. 104 (1), 51-58 (2007).
  34. Hong, S. W., et al. Prediction of cognitive dysfunction and patients' outcome following valvular heart surgery and the role of cerebral oximetry. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 33 (4), 560-565 (2008).
  35. Al Tayar, A., Abouelela, A., Mohiuddeen, K. Can the cerebral regional oxygen saturation be a perfusion parameter in shock? Journal of Critical Care. 38, 164-167 (2017).
  36. Torella, F., Cowley, R. D., Thorniley, M. S., McCollum, C. N. Regional tissue oxygenation during hemorrhage: can near infrared spectroscopy be used to monitor blood loss? Shock. 18 (5), 440-444 (2002).
  37. Yao, F. S., Tseng, C. C., Ho, C. Y., Levin, S. K., Illner, P. Cerebral oxygen desaturation is associated with early postoperative neuropsychological dysfunction in patients undergoing cardiac surgery. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 18 (5), 552-558 (2004).
  38. Slater, J. P., et al. Cerebral oxygen desaturation predicts cognitive decline and longer hospital stay after cardiac surgery. The Annals of Thoracic Surgery. 87 (1), 36-44 (2009).
  39. Brodt, J., Vladinov, G., Castillo-Pedraza, C., Cooper, L., Maratea, E. Changes in cerebral oxygen saturation during transcatheter aortic valve replacement. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 30 (5), 649-653 (2016).
  40. Yoshimura, A., et al. Altered cortical brain activity in end stage liver disease assessed by multi-channel near-infrared spectroscopy: Associations with delirium. Scintific Reports. 7 (1), 9258(2017).
  41. Douds, M. T., Straub, E. J., Kent, A. C., Bistrick, C. H., Sistino, J. J. A systematic review of cerebral oxygenation-monitoring devices in cardiac surgery. Perfusion. 29 (6), 545-552 (2014).
  42. Forman, E., et al. Noninvasive continuous cardiac output and cerebral perfusion monitoring in term infants with neonatal encephalopathy: assessment of feasibility and reliability. Pediatric Research. 82 (5), 789-795 (2017).
  43. Tweddell, J. S., Ghanayem, N. S., Hoffman, G. M. Pro: NIRS is " standard of care " for postoperative management. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 13 (1), 44-50 (2010).
  44. Lewis, C., Parulkar, S. D., Bebawy, J., Sherwani, S., Hogue, C. W. Cerebral Neuromonitoring During Cardiac Surgery: A Critical Appraisal With an Emphasis on Near-Infrared Spectroscopy. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 32 (5), 2313-2322 (2018).
  45. Thudium, M., Heinze, I., Ellerkmann, R. K., Hilbert, T. Cerebral Function and Perfusion during Cardiopulmonary Bypass: A Plea for a Multimodal Monitoring Approach. Heart Surgery Forum. 2 (1), E028-E035 (2018).
  46. Putzer, G., et al. Monitoring of brain oxygenation during hypothermic CPR - A prospective porcine study. Resuscitation. 104, 1-5 (2016).
  47. Weenink, R. P., et al. Detection of cerebral arterial gas embolism using regional cerebral oxygen saturation, quantitative electroencephalography, and brain oxygen tension in the swine. Journal of Neuroscience Methods. 228, 79-85 (2014).
  48. Mader, M. M., et al. Evaluation of a New Multiparameter Brain Probe for Simultaneous Measurement of Brain Tissue Oxygenation, Cerebral Blood Flow, Intracranial Pressure, and Brain Temperature in a Porcine Model. Neurocritical Care. , (2018).
  49. Mikkelsen, M. L. G., et al. The influence of norepinephrine and phenylephrine on cerebral perfusion and oxygenation during propofol-remifentanil and propofol-remifentanil-dexmedetomidine anaesthesia in piglets. Acta Veterinaria Scandinavica. 60 (1), 8(2018).
  50. Nelskyla, A., et al. The effect of 50% compared to 100% inspired oxygen fraction on brain oxygenation and post cardiac arrest mitochondrial function in experimental cardiac arrest. Resuscitation. 116, 1-7 (2017).
  51. Klein, K. U., et al. Intraoperative monitoring of cerebral microcirculation and oxygenation--a feasibility study using a novel photo-spectrometric laser-Doppler flowmetry. European Journal of Trauma and Emergency Surgery. 22 (1), 38-45 (2010).
  52. Ziebart, A., et al. Pulmonary effects of expiratory-assisted small-lumen ventilation during upper airway obstruction in pigs. Anaesthesia. 70 (10), 1171-1179 (2015).
  53. Reisz, J. A., et al. All animals are equal but some animals are more equal than others: Plasma lactate and succinate in hemorrhagic shock-A comparison in rodents, swine, nonhuman primates, and injured patients. The Journal of Trauma and Acute. 84 (3), 537-541 (2018).
  54. Smith, D. M., Newhouse, M., Naziruddin, B., Kresie, L. Blood groups and transfusions in pigs. Xenotransplantation. 13 (3), 186-194 (2006).
  55. Boysen, S. R., Caulkett, N. A., Brookfield, C. E., Warren, A., Pang, J. M. Splenectomy Versus Sham Splenectomy in a Swine Model of Controlled Hemorrhagic. Shock. 46 (4), 439-446 (2016).
  56. Wade, C. E., Hannon, J. P. Confounding factors in the hemorrhage of conscious swine: a retrospective study of physical restraint, splenectomy, and hyperthermia. Circulatory Shock. 24 (3), 175-182 (1988).

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