このコンテンツを表示するには、JoVEへの購読が必要です。 または、無料トライアルをお申し込みください。

方法論記事

マウスの心筋梗塞を研究する凍結傷害モデル

9.3K 回視聴

⸱

DOI:

10.3791/59958

⸱

2019年9月19日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Transplant and Stem Cell Immunobiology Lab, University Heart Center, 2Department of Surgery, Transplant and Stem Cell Immunobiology Lab, University of California San Francisco, 3Cardiovascular Research Center (CVRC) and DZHK German Center for Cardiovascular Research, 4Division of Cardiology, Cardiovascular Research Institute, University of California San Francisco, 5Cardiovascular Surgery, University Heart Center

* These authors contributed equally

この記事について

サマリー

この記事では、マウスの心筋凍結傷害後の心臓リモデリングを研究するモデルを示す。

要約

動物モデルの使用は、急性冠症候群とその合併症の新しい治療戦略を開発するために不可欠です。本稿では、再現性と再現性の高い正確な梗塞サイズを生成するマウス凍結傷害梗塞モデルを示す。簡単に言えば、動物の挿管と立体切除の後、心臓は胸部から持ち上げられます。手持ち式液体窒素送達システムのプローブは、凍結傷害を誘発するために心筋壁に適用される。心室機能の障害と電気伝導は、心エコー検査または光学マッピングで監視することができます。梗塞領域のトランスムラール心筋リモデリングは、コラーゲン沈着および心筋細胞の喪失を特徴とする。他のモデル(例えば、LAD-ligation)と比較して、このモデルはより均一な梗塞のサイズを生成するために手持ち型液体窒素送達システムを利用する。

概要

急性冠症候群(ACS)は、西洋の世界1、2の主要な死因である。冠状動脈の急性閉塞は、患部心臓組織3の虚血カスケードおよび壊死の活性化につながる。損傷した心筋は徐々に非収縮性瘢痕組織に置き換えられ、これは心不全4,5として臨床的に現れる。ACSの治療の最近の進歩にもかかわらず、ACSおよびACS関連心不全の有病率は上昇しており、治療選択肢は限られている6、7である。したがって、ACSとその合併症を研究する動物モデルの開発は非常に興味深い。

現在までに、ACSおよびACS誘発心筋リモデリングを研究するために最も広く使用されている動物モデルは、左下下冠動脈(LAD)のライゲーションである。LADのライゲーションは、ACS中のヒト心筋組織と同様に、心筋の急性虚血につながる。 しかし、一貫性のない梗塞のサイズは、LADライゲーションのアキレス腱のままです。LADの外科的変動および解剖学的変動は、一貫性のない梗塞サイズを引き起こし、この手順8、9、10の再現性および複製性を妨げる。さらに、LADライゲーションは、高い内および後の外科的死亡率を有する。再現性を向上させ、死亡率を11、12に減らす最近の努力にもかかわらず、多くの動物が反リモデリング療法を適切に評価するために依然として必要とされている。

ACSの代替モデルは、無線周波数13、熱14または低温傷害15、16、17、18を含む、近年提案され、研究されている。現在の凍結傷害法は、被験体の心臓組織15,16を損傷するために液体窒素中で予め冷却された金属棒を適用する。しかし、十分な梗塞サイズを生成するには、この手順を数回繰り返す必要があります。組織に比べてロッドの伝導性と低熱容量が高いため、プローブは迅速に温まり、組織は不均一に冷却(したがって梗塞)されます。これらの限界を克服するために、我々は、手持ち型液体窒素送達システムを利用した凍結梗塞モデルを本明細書で説明する。このモデルは再現性、実行が容易であり、速く、確実に確立することができる。冠動脈解剖学に依存しない再現可能なトランスムラール梗塞病変が発生し、最終的には心不全を引き起こす。この方法は、新規治療薬理学および組織工学ベースの戦略の評価のための改造プロセスを研究するのに特に適している。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

プロトコル

動物は、実験動物資源研究所が作成し、国立衛生研究所によって発行された実験動物の原則ガイドに従って人道的ケアを受けました。すべての動物プロトコルは、責任ある地方自治体(カリフォルニア大学サンフランシスコ校(UCSF)機関動物ケアおよび使用委員会)によって承認されました。

1. 動物の世話

  1. 約27gの重さの14週齢でマウスを得る(例えば、実験動物研究所から)。
    注: BALB/c マウスは、この記事に使用されます。
  2. 換気キャビネットで従来の条件下でマウスを保ち、標準的なマウスチョウとオートクレーブ水アドリビタムを供給します。

2. マウスの準備

  1. 誘導室を使用して、イソファラン(3.5%)でマウスを麻酔する。
  2. ヘアトリマーを使用して、胸と首の上の髪を削除します。
  3. 加熱されたパッドの上にマウスを置き、マウスの口と鼻を覆うフェイスマスクで麻酔を維持します。
  4. 後ろ足と尾をつまんで、反射神経がないことを確認して、麻酔の十分な深さを確認してください。
  5. 鎮鎮薬に皮下ブプレノルフィン(0.03mg/kg)を注入する。
  6. 後肢と前肢を広げ、テープを使用して位置を固定します。
  7. ポビドネヨウ素を使用して、剃毛領域を消毒し、続いて80%のエタノールでスクラブする。この手順を 2 回繰り返します。
  8. 胸骨の下の3分の1から顎に中線の皮膚切開を行うには、小さなはさみを使用してください。
  9. 湾曲した鉗子を使用し、慎重に気管を露出させるために首の周りの筋肉を分離します。
  10. マイクロハサミを使用して、2番目と3番目の軟骨リングの間に気管切開を行います。
  11. 換気器を110/minの換気周波数に設定し、潮の容積は0.5 mLです。
  12. フェイスマスクを取り外し、人工呼吸器に接続されたプラスチックカニューレ(20G)を気管に挿入します。動物の換気をする。
    注:両側肺換気を確認することにより、換気カニューレがあまりにも深く挿入されていないことを確認してください。
  13. 3番目と7番目の肋骨の間の胸骨起源から右胸筋を切り離すために焼灼を使用してください。
  14. 側面斜めのばねはさみを使用して、胸骨にできるだけ近い4番目から6番目の肋骨をカットします。
  15. 出血が見える場合は、乳房動脈を焼く。
  16. イソファランを2.5%に減少させる。
  17. 基礎となる結合組織を解剖し、胸腔内の明確な視野を得る。
  18. 鈍い鉗子を使用して心膜を開き、心臓を露出させる。
  19. ミニゴールドスタインリトラクターを使用して肋骨を広げ、胸腔を開いたままにします。
  20. 鈍い棒で胸腔から心臓を持ち上げる。
  21. 胸の開口部を減らし、心臓が後退するのを防ぐために、リトラクタの緊張を下げます。
  22. クライオプローブ(直径3mm)を10sで予冷します。
  23. 前の左心室壁に凍結プローブを適用し、10sのために凍結し、左心室凍結傷害梗塞を生成する。
    注:凍結プローブは、科学的な質問や必要性に応じて異なる心臓壁に適用することができます。
  24. クライオプローブを室温生理生理で灌漑し、左心室壁からプローブを取り外します。
  25. リトラクタを使用して胸の開口部を拡大します。
  26. 鈍い棒で胸腔に心臓を穏やかに戻す。
  27. リトラクタを取り外し、6-0縫合糸を使用して単一の結び目で立体摘出術を接続します。
  28. 6-0 ランニング縫合糸を使用して胸腔を閉じます。結び目を結ぶ前に、胸から残りの空気を取り除くために10 mLの注射器を使用してください。
  29. 口蓋端で皮膚を適応させ、縫合糸(5-0)で気管開口部の点まで縫合します。
  30. イソファランを1.5%に設定し、動物が自発呼吸を得るまで待ちます。
  31. 気管カテーテルを取り外し、麻酔を維持するために動物の口と鼻にフェイスマスクを再適用します。
  32. 8-0で気管切開を閉じる縫合。
  33. 気管を覆うために、腹部の首の筋肉を位置に戻します。
  34. 皮膚縫合糸を完成させます。
  35. 飲料水にメタミゾール(100mL当たり50mgのメタミゾール)を3日間鎮痛させ、毎日動物を監視します。
    注:このモデルの観察期間は8週間です。鎮鎮薬に関する教育機関のガイドラインに従ってください。.

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

結果

凍結傷害梗塞モデルは、ACSおよびその合併症を研究するのに適している。低死亡率と効率的な術後回復は、このモデルで見られます。凍結傷害誘発心筋損傷は、心臓機能の低下、電気的結合解除、およびトランスムラールの改造につながる。

心エコー検査は、生体内の心臓機能を非侵襲的に監視するために使用することができる。凍結傷を負った心臓において、心エコー検査は、排出分率および分画領域変化を有意に減少させた(図1a-c)。機能障害は7日目から56日間の観察エンドポイントまで続く。

詳細な心臓機能は、圧力体積ループ(PVループ)解析を通じて侵襲的に評価することができる。1.2 Fr伝導カテーテルは左心室に導入され、左心室圧は左心室容積に対してプロットされる。ストローク体積、ストローク作業、心拍出量、プリロード調整最大電力などのヘモダイナミクスパラメータを計算できます。図1d-h

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

ディスカッション

この記事では、ACSおよび関連する薬理学的および治療的選択肢を調査するマウス凍結傷害モデルについて説明する。

最も重要なステップは、心臓組織上の凍結プローブの適用です。最適な梗塞サイズを得て、再現可能な結果を保証するために、接触時間を厳密に制御する必要があります。心筋の長時間の冷却は、特大梗塞または心室穿孔につながる。対照的に、短い冷却時間は限られた心膜病変を生成し、すべての常駐細胞を排除するわけではありません。したがって、再生細胞移植を研究する際に、これは混乱する可能性があります。

他の凍結梗塞法20と比較して、本稿に記載の開いた胸部アプローチは、梗塞が心臓の異なる位置に自由に誘導することができるという利点を有する。さらに、このアプローチは、梗塞の境界が見えるように、治療細胞注射またはパッチアプリケーションを容易にし、細胞移植部位はそれに応じて選択することができる。

このモデルの欠点は、心筋損傷の病因である。凍結傷害は、直...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

開示事項

著者は何も開示していない。

謝辞

クリスチャン・ポールマンの技術支援に感謝します。D.W.はマックス・ケイド財団の支援を受けました。T.D.は、エルス・クレーナー・フォンダシオン(2012_EKES.04)とドイツ・フォルシュンゲインシャフト(DE2133/2-1_)から助成金を受け取りました。S. S. ドイツフォルシュンゲミンシャフト (DFG;SCHR992/3- 1、SCHR992/4-1)。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
10 ml シリンジThermo Scientific03-377-23
5-0 prolene sutureEthiconEH7229H
6-0 prolene sutureEthicon8706H
8-0 Ethilon sutureEthicon2808G
Absorption SpearsFine Science Tools18105-01
BALB/cジャクソン研究所品番 000651
Bepanthen Eye and Nose 軟膏Bayer1578675Eye 軟膏
Betadine SolutionBetadine Purdue PharmaNDC:67618-152
鈍鉗子Fine Science Tools18025-10
BuprenexReckitt BenckiserNDC コード: 12496-0757-1、12496-0757-5Buprenorphine
Cryoprobe 3mmBrymill 極低温システムCry-AC-3 B-800
エタノール 70%Th. Geyer2270
鉗子湾曲S&T00284
鉗子ファインサイエンス ツール11251-20
鉗子標準ファイン サイエンス ツール11023-10
肉眼解剖学プローブファイン サイエンス ツール10088-15
バリカンWAHL8786-451A ARCO SE
高温焼灼キットBovie18010-00
イソフルランヘンリー・シャイン アニマルヘルス029405
IV カテーテル 20GB. ブラウン603028
ミニゴールドスタイン リトラクターファイン サイエンス ツール17002-02
NaCl 0.9%B.BraunPZN 06063042         芸術。Nr.: 3570160生理食塩水
ドルホルダーFine Science Tools12075-14
ニードルホルダー、湾曲したハーバード装置72-0146
NovaminsulfonRatiopharmPZN 03530402Metamizole
操作ボード Braintree Scientific39OP
交換可能なファインチップBovieH101
はさみファインサイエンスツール14028-10
小動物用人工呼吸器ケントサイエンティフィックRV-01
スプリングハサミ - 側面に角度付きファインサイエンスツール15006-09
手術用顕微鏡ライカ M651
トランスポアサージカルテープ3M1527-1
ナススプリングはさみファインサイエンスツール15400-12
気化器 ケントサイエンティフィックVetFlo-1205S
ニーバン

参考文献

  1. Writing Group. Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), 38-360 (2016).
  2. de Alencar Neto, J. N. Morphine, Oxygen, Nitrates, and Mortality Reducing Pharmacological Treatment for Acute Coronary Syndrome: An Evidence-based Review. Cureus. 10 (1), 2114(2018).
  3. Detry, J. M. The pathophysiology of myocardial ischaemia. European Heart Journal. 17, Suppl G 48-52 (1996).
  4. Ertl, G., Frantz, S. Healing after myocardial infarction. Cardiovascular Research. 66 (1), 22-32 (2005).
  5. Jugdutt, B. I. Ventricular remodeling after infarction and the extracellular collagen matrix: when is enough enough. Circulation. 108 (11), 1395-1403 (2003).
  6. Velagaleti, R. S., Vasan, R. S. Heart failure in the twenty-first century: is it a coronary artery disease or hypertension problem. Cardiology Clinics. 25 (4), 487-495 (2007).
  7. Benjamin, E. J., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2017 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 135 (10), 146-603 (2017).
  8. Morrissey, P. J., et al. A novel method of standardized myocardial infarction in aged rabbits. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 312 (5), 959-967 (2017).
  9. Degabriele, N. M., et al. Critical appraisal of the mouse model of myocardial infarction. Experimental Physiology. 89 (4), 497-505 (2004).
  10. Chen, J., Ceholski, D. K., Liang, L., Fish, K., Hajjar, R. J. Variability in coronary artery anatomy affects consistency of cardiac damage after myocardial infarction in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 313 (2), 275-282 (2017).
  11. Reichert, K., et al. Murine Left Anterior Descending (LAD) Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (122), e55353(2017).
  12. Kim, S. C., et al. A murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (65), e3896(2012).
  13. Antonio, E. L., et al. Left ventricle radio-frequency ablation in the rat: a new model of heart failure due to myocardial infarction homogeneous in size and low in mortality. J Card Fail. 15 (6), 540-548 (2009).
  14. Ovsepyan, A. A., et al. Modeling myocardial infarction in mice: methodology, monitoring, pathomorphology. Acta Naturae. 3 (1), 107-115 (2011).
  15. Ciulla, M. M., et al. Left ventricular remodeling after experimental myocardial cryoinjury in rats. Journal of Surgical Research. 116 (1), 91-97 (2004).
  16. Grisel, P., et al. The MRL mouse repairs both cryogenic and ischemic myocardial infarcts with scar. Cardiovascular Pathology. 17 (1), 14-22 (2008).
  17. Duerr, G. D., et al. Comparison of myocardial remodeling between cryoinfarction and reperfused infarction in mice. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 961298(2011).
  18. Ma, N., et al. Intramyocardial delivery of human CD133+ cells in a SCID mouse cryoinjury model: Bone marrow vs. cord blood-derived cells. Cardiovascular Research. 71 (1), 158-169 (2006).
  19. Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology (1985). 102 (6), 2104-2111 (2007).
  20. van den Bos, E. J., Mees, B. M., de Waard, M. C., de Crom, R., Duncker, D. J. A novel model of cryoinjury-induced myocardial infarction in the mouse: a comparison with coronary artery ligation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (3), 1291-1300 (2005).

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

再版と許可

タグ

マウスモデル液体窒素投与心室機能解析心エコーモニタリング光学マッピング組織学的染色コラーゲン沈着基質血管分画
マウスの心筋梗塞を研究する凍結傷害モデル
お問い合わせ
図書館に推薦する

プライバシー

利用規約

ポリシー

著作権 © 2026 MyJoVE Corporation. 無断転載を禁じます。