このコンテンツを表示するには、JoVEへの購読が必要です。 または、無料トライアルをお申し込みください。

方法論記事

成虫のげっ歯類の海馬の背極からの急性脳スライスの準備

3.6K 回視聴

⸱

DOI:

10.3791/61699

⸱

2020年9月10日

1Simons Initiative for the Developing Brain, Centre for Discovery Brain Sciences, The University of Edinburgh

この記事について

サマリー

このプロトコルの目的は、電気生理学的検査のために背側海馬のスライスを生成する方法を説明することです。この手順では、スライス調製前に冷却されたACSFによる灌流を採用し、健康な主要なニューロンの保存を可能にするニアコロナルスライス角度を使用します。

要約

急性げっ歯類の脳切片からの全細胞パッチクランプ記録は、現代の神経生理学的研究の主力であり、細胞およびシナプス特性の正確な測定を可能にします。それにもかかわらず、スライス電気生理学に加えて、異なる実験モード間で相関分析を行う必要性がますます高まっています。例えば、免疫組織化学、分子生物学、 in vivo イメージング、電気生理学的記録など。脳機能のますます複雑な質問に答えるために。しかし、これらのさまざまな実験的アプローチから意味のある結論を出すことは容易ではなく、比較的よく記述された脳構造内でさえ、細胞機能の高度な亜地域的変動が存在する。これは、細胞および分子特性に基づいて明確に定義された背腹特性を持つ海馬のCA1ほどよく例示されている場所はありません。それにもかかわらず、多くの発表された研究では、海馬の背側におけるタンパク質発現パターンまたは行動的に相関した in vivo 活性を調べています。そして、腹内側領域からの細胞電気生理学で所見を機構的に説明します。これは、他の実験モードがより成熟した動物で行われるのに対し、多くの急性スライス電気生理学的実験が幼若動物で行われるという事実によってさらに混乱します。これらの問題に対処するために、この方法では、成熟した(>60日齢のげっ歯類)の経心灌流を人工脳脊髄液で組み込んでおり、続いて背側海馬の中隔極を含む修飾冠状スライスを調製してCA1錐体細胞から記録します。このプロセスにより、背側海馬の健康な急性スライスが生成され、他の手段と一致するスライスベースの細胞電気生理学的調査が可能になります。

概要

海馬は、その比較的大きなサイズと顕著な層状構造により、間違いなく哺乳類の脳で最もよく研究されている構造です。海馬は、空間ナビゲーション、文脈記憶、エピソード形成など、多くの行動プロセスに関与しています。これは、部分的には、 in vivo 分析のためのげっ歯類の海馬の背側部分へのアクセスが比較的容易であることによるものです。実際、主要な出力セルは通常、ピアル表面から2mm未満です。

げっ歯類では、海馬は比較的大きな構造であり、背中隔から腹側新皮質まで伸びる終脳の陥入によって形成されます。それは2つの主要な領域で構成されています:歯状回と角アンモニス(CA)。後者は、接続性、細胞解剖学、および遺伝的特性に基づいて、歯状回(以前はCA4として知られていた)に伸びる3つのよく記述されたサブリージョン(CA1-3)に分割されます1。この構造は、シナプス特性2,3,4、解剖学的構造5、遺伝的多様性6,7,8、および行動機能9,10に大きな変動があるにもかかわらず、海馬の背腹側範囲に沿って維持されています。CA領域のうち、CA1サブフィールドは、主にグルタミン酸作動性CA1錐体細胞(CA1 PC)で構成されており、3つのサブタイプが定義されています11、およびニューロンの~10%を占める抑制性介在ニューロンですが、30を超えるサブタイプが定義されています12,13,14。地域的な特異的な違いに加えて、正常な老化は、シナプス伝達15,16,17、解剖学的構造18、および遺伝的プロファイル19に劇的な影響を与えることが示されている。細胞およびシナプス特性の複雑さを制御された方法で評価するための現在のゴールドスタンダードの方法は、急性脳スライス20からの全細胞パッチクランプ記録を使用することである。

海馬機能の理解は、行動課題、電極やイメージングウィンドウの埋め込み、またはウイルスプラスミドの発現のために外科的または解剖学的に簡単にアクセスできるため、主に背側操作に基づいています。さらに、多くの研究では、これらの手順は、発達中の脳構造の変動を防ぐために、若年後期または成体のげっ歯類で実行されます。それにもかかわらず、細胞および細胞内の電気生理学を調べるための多くのアプローチは、主に海馬の腹内側部分から、その横断面21,22,23,24,25から、幼若期のげっ歯類の初期から中期に行われています。背腹側全範囲が評価された場合、組織チョッパーを使用して横方向範囲4,26を維持するか、または実験が若いラット27またはマウス28で行われた。さらに、脳の解剖に先立って組織を冷却すると、ラットでは海馬の構造が、マウスでは新皮質ニューロン30,31が保存されることが知られている。それにもかかわらず、成熟ラットでは、修飾された冠状スライスによって生成される海馬の背側横軸からの脳スライスの生成に関する詳細が不足しています。

このプロトコルは、高齢ラットの背側海馬の修飾冠状スライスの単一または対のニューロンから全細胞パッチクランプ記録を取得し、その後に事後形態学的同定を行うアプローチを説明しています。冷却人工脳脊髄液(ACSF)の経心涌流後に健康な脳切片が得られ、CA1 PCおよび局所介在ニューロンからの電気生理学的特性の測定が容易になります。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

プロトコル

すべての動物は、内務省および機関のガイドライン(HO#P135148E)に従って生成および維持されました。すべてのラットは、12時間の明暗サイクルで維持され、餌と水への 自由な アクセスを与えられました。

1. チルドACSFの経心灌流

  1. すべての実験に先立ち、~200 mL のスクロース ACSF (表 1) を -20 °C の冷凍庫 (半凍結まで、スライス用) に入れ、さらに ~100 ~ 200 mL のろ過済みスクロース ACSF を氷上 (灌流用) に入れ、カルボゲン (95% O2/5% CO2) でバブリングします。
  2. 成体のラットをホームケージから回収し、処置室の保持ケージに~30分間置いて、騒音と光のレベルに順応させます。
  3. 解剖ツール(図1A)、 ?? 流領域、注射可能な麻酔薬(約1 mLの200 mg / mLペントバルビタールナトリウム、最終濃度100 mg / kg)を準備します。.
  4. ティッシュペーパーまたは脱脂綿の小さな綿棒を中に入れて、適切な麻酔チャンバーを準備します。チャンバー内の吸収材に1〜2mLの揮発性イソフルラン麻酔薬を導入します。
  5. ラットを麻酔室に入れて鎮静させます。呼吸数が 1 秒あたり ~1 回の浅い呼吸に低下するまで、呼吸を監視します。
  6. この時点で、スライス中に使用するために、半凍結ショ糖-ACSFを氷上でカルボゲンで泡立て始めます。
  7. ラットの体重を量り、その体重に注意してください。
  8. 調製したペントバルビタールナトリウムを腹腔内に注射することにより、ラットに終末麻酔をかけます。ペントバルビタールナトリウムの用量は、以前に摂取した薬物の重量とストック濃度から計算して、100 mg / kgである必要があります。.ラットを保持室に置き、終末麻酔の開始に0.5〜5分待ちます。.
  9. 反射の停止を確認する:鈍いプローブ(つまり、丸みを帯びた鉗子)を使用して、角膜のまばたき(瞳孔に触れる)と後足のつまむ(脚を持ち上げて後足をつまむ)反射の両方をテストします。反射神経が止まったら、皮下注射針を使用してラットをポリスチレンまたはコルクの手術用ボードに固定します。
  10. 胸腔を開き、カニューレを心臓の左心室の基部に配置します。右心房に穴を開け、氷冷(0-1°C)ショ糖ACSFですぐに灌流を開始します(50 mL /分の蠕動ポンプを使用)。
  11. 体液の完全な交換と体の冷却が行われたら(<5分)、カニューレとピンを取り外し、ギロチンを使用して首を切る。
  12. 骨はさみとRongeur骨ツールを使用して、頭蓋骨を慎重かつ迅速に取り除きます(図1A、1B)。
    1. まず、骨はさみを使用して大孔に両側の切り込みを2回行い、ロンガーで頭蓋骨をラムダ縫合糸に取り除きます。骨ハサミで正中線縫合糸に沿って目のすぐ後ろまで慎重に切ります。
    2. 頭蓋骨を正中線に垂直に2x両側に切り込みを入れます。Rongeursを使用して、正中線に沿って頭蓋骨を開きます。細いハサミやフック状の針を使用してピアマーターを取り除くには特に注意してください。
  13. 鈍いヘラを使用して頭蓋骨から脳をすくい取り、脳神経と視神経を左右に圧迫して切断します。スライスする前に、脳をカルボジン化半凍結(0〜1°C)ショ糖ACSFに1〜2分間入れます。

2. 背側海馬からの脳切片の作製

  1. 灌流した脳を半凍結(0〜1°C)ショ糖ACSFから取り出し、濾紙で裏打ちされたガラスのペトリ皿に入れます。脳を腹面に置きます。
  2. メス(No.22ブレード)を使用して、脳の後部を垂直から~10°で取り除き、脳をステージに接着するための平らな面を作成します(図1C)。
  3. ビブラトームのステージに少量のシアノアクリレート接着剤を塗布します。接着剤を広げて、脳の切断面の断面積よりも約50%大きい薄膜を作ります。
  4. ガラス皿から脳を持ち上げて、カット面を下にしてヘラに乗せ、絵筆で組織をガイドします。ティッシュで脳を拭き取り、余分なACSFを取り除き、脳をスライドさせ、表面を切り取り、接着剤の中心にスライドさせます。パスツールピペットを使用して、氷のように冷たいスクロースACSFを1〜2 mL脳に加え、脳ブロックから接着剤を取り除きます。
  5. 脳をスライスチャンバーに入れ、半凍結ショ糖ACSFを氾濫させます。スプーンまたはヘラを使用して、余分な氷を脳ブロックから遠ざけてから、カルボギン化します(図1D)。
  6. ビブラトームのブレードを所定の位置に移動します:脳の背側表面から~1 mm、ブレグマの前方に垂直に~1 mm。ブレードが完全に水没していることを確認し、ペイントブラシを使用して気泡を取り除きます。
  7. 脳をスライスし始めます。背側海馬までトリミングするには、0.1〜0.2 mm / sの速度を使用し、水平方向のブレードの動きは1〜1.5 mm、逆振動率は~90 Hzです。背側の海馬をスライスするときは、速度を0.05〜0.1 mm / sに下げます。
  8. 脳ごとに背側の海馬のスライス(名目上3〜4個のフルスライスまたは6〜8個の半角スライス)を収集します。腹内側海馬の縦方向のスライスが必要な場合は、スライスを続けます。背側の海馬をスライスすると、第3脳室 の位置からほぼそれを超えて余分な組織を切断する必要はありません。ビブラトームを停止し、曲げた皮下注射針でスライスを分離し、スライスチャンバーの基部に集めます。.
    注:スライスの厚さは、実験要件に応じて250〜500μmにすることができます。背側海馬からの記録には、通常、厚さ400 μmのスライスを使用して、適切な顕微鏡条件を確保しながら、ローカルネットワークをできるだけ多く保持します。
  9. 解剖顕微鏡の下で海馬とその上にある皮質のみを含むようにスライスをトリミングします。スライスを予熱した35°Cチャンバーに、前面を上にして移します。
  10. 実施する実験に基づいて貯蔵チャンバーを決定します。水中記録チャンバーのスライス表面に近い高品質の全細胞パッチクランプまたは細胞外フィールド記録を得るには、水中チャンバーで保存してください。あるいは、液体/気体インターフェースチャンバーに保存して、振動ネットワーク活動の記録やインターフェース細胞外フィールド記録を行います。
  11. 水中の保管条件では、最後のスライスが保管チャンバーに入った時点から30分間、スライスを35°Cで回復させます。これにより、代謝プロセスの再活性化と切断された神経突起の再封止が可能になります。30分後、保管チャンバーを室温に移します。

3. 背側海馬ニューロンの記録

  1. キャピラリーガラスから記録用パッチピペットを作製します。このプロトコルでは、外径1.5mm、内径0.86mmのホウケイ酸ガラスとフィラメントを使用しており、細胞内溶液を充填すると3〜5MΩのチップ抵抗が得られます(表1)。細胞内溶液は、高エネルギー成分の劣化を防ぐため氷上で冷やし、使用前にろ過してください(シリンジフィルター、細孔径:0.2μm)。
  2. カルボゲン酸塩はACSFを記録し、ウォーターバス(35-40°C)で予温します。カルボジェン化および予熱されたACSFを、蠕動ポンプの補助を受けた灌流チューブを介して記録チャンバーに送達します。スライスをチャンバーに移す数分前に灌流を開始します。
  3. 灌流を停止し、前面を上にして脳スライスを記録チャンバーに移します。「ハープ」の形を形成するためにシルクの単一繊維を取り付けたプラチナリングでスライスを所定の位置に保持します。CA1 の 層ピラミッドが 最初の記録ピペットの軸に対して垂直に走るようにスライスを配置します。
  4. カルボジン化および予熱済み(35-40°C)記録ACSF(表1)の流れを6-8mL・min-1の最適速度で再開します。
    注:高流速(6-8 mL・min-1)は、スライス32のネットワーク活性を維持するのに最適です。低流速(すなわち、2-3 mL・min-1)は、イメージング実験や生物学的に関連性のあるネットワーク活性が不要な場合に、スライスの安定性を維持するために使用できます。
  5. 40倍の対物レンズ倍率を持つIR-DIC(Infrared Differential Inference Contrast)光学系を使用してスライス品質を評価します(CCDカメラで視覚化)。滑らかで軽くくぼんだ表面から20〜30 μm下の 深さのピラミッドで 、卵形で適度に対照的なCA1 PCが多数見られる場合は、良好なスライス品質を想定してください(図2A)。低品質のスライスには、コントラストの高い、収縮した、または膨潤した細胞が多数含まれており、スライス表面は不均一です。
  6. パッチピペットに細胞内溶液(例:24 mMの細胞内[Cl-]に基づく)を充填して、他の公開データとの比較を可能にします。
  7. 前述したように全細胞パッチクランプ記録を行う22。ブレークスルー時の膜電位(V M)が-50 mVよりも脱分極され、直列抵抗が>30MΩの場合は、細胞を分析から除外します。または、直列抵抗が録音中に>20%変化します。これらの記録条件下では、直列抵抗は通常8〜25MΩの範囲にあり、最大1時間安定しています。
  8. 背側海馬からのCA1内因性興奮性を調べるには、電流クランプ構成で次のプロトコルを使用して全細胞記録を使用して内因性生理学的特性をテストします。
    1. バイアス電流を印加していない静止膜電位から、小さな(-10 pA、500 ms)電流ステップを30回繰り返します。
    2. バイアス電流を印加した-70mVから、トレースファミリーを3回繰り返して、500msの持続時間(-100〜+400pA、25pAステップ)の脱分極電流ステップにハイパーを適用します。
    3. 0.1 Hz から 20 Hz までの可変周波数で、ピーク間振幅 100 pA の正弦波を印加します。これを 3 回繰り返します。
    4. 5x 2 nA、2 msの刺激を適用して、20、40、60、80、100 Hzで活動電位を駆動します。周波数ごとに10回の掃引。
    5. -70mVの電圧クランプから、5分間の自発興奮性シナプス後電流(EPSC)を印加して記録します。
  9. 記録が成功した後に組織学的解析のために細胞を再シールするには、パッチピペットをゆっくりと引っ込めて外側外側のパッチを作成します。-5 mVのテストパルスで測定した実験レベルから>1 GΩまで直列抵抗の増加が観察された場合は、保持電位を-40 mVに上げ、ピペットを完全に後退させます。
  10. 同じスライスで追加の記録を実行して、実験計画の必要な統計的検出力を満たします。
  11. 記録されたニューロンを含む脳スライスを記録チャンバーから取り出し、24ウェルプレートに入れ、ACSFを4%パラホルムアルデヒド(0.1 Mリン酸緩衝液中)に交換し、一晩放置します。
  12. 翌日、PFAを0.1 Mリン酸緩衝液に交換し、組織学的処理まで保存します。前述のように、蛍光標識ストレプトアビジンで細胞を視覚化します22。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

結果

上述のプロトコルは、成熟ラットの背側海馬の中隔極から生存可能なスライスの調製を可能にする。このプロトコルの重要な要素は、スライス調製前に冷却されたスクロース-ACSFを灌流することで、スライス表面に近接した健康なCA1 PCが得られることです。作製されたスライスの品質は、IR-DIC光学系の下で視覚的に評価され、大きな卵形の細胞体を持つと同定された健康な細胞は、コンパクトな層から層状にまで、ピラミッド層の全範囲に位置します(図2A、黒矢印)。不健康なスライスは、スライスの表面に死んだ細胞があり、スライスの深さにはめったにないものとして識別されます(図2A、赤い矢印)が、凝縮してコントラストの高い体性体細胞を持っているか、凝縮した核を持つ大きな「バルーン」体細胞を持っていることに基づいて識別されます。

スライスの健康状態の確認は、推定される健康なニューロンから全細...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

ディスカッション

ここでは、海馬のCA1の背側範囲から高品質の脳スライスを生成するためのプロトコルが説明され、この領域内の複数の生存可能なニューロンからの記録を可能にする。冠状近傍スライスからの全細胞記録とそれに続くニューロンの可視化というコンビナトリアルアプローチは、細胞の生存率と同一性の確認に不可欠です。

このプロトコルは、主に2つの理由から、生存可能なスライスを確実に生成します。まず、真の冠状動脈からの逸脱として切断角度を変更することで、体性樹状突起軸の保存性を高め、ニューロンの生物学的に関連する機能を確保することができます。海馬の最も背側の範囲におけるCA1 PCの体性樹状突起軸の向きが真の冠状切片1と平面上にないことを考えると、この変更により、組織の保存性が向上します。あるいは、海馬を完全に除去し、組織チョッパーを使用して脳スライスを調製することも可能である(前述の急性スライス4,33

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

開示事項

著者は、彼らが競合する金銭的利益を持っていないことを宣言します。

謝辞

著者は、原稿とプロトコルの最適化について有益なコメントをいただいたDavid JA Wyllie教授、Emma Perkins博士、Laura Simoes de Oliveira教授、および出版費用を提供してくださったThe Simons Initiative for the Developing Brainに感謝します。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
取得ソフトウェアMolecular DevicespClamp 10
成体ラット各種 該当なし成体ラット(60日以上)の任意の系統 増幅
器Molecular DevicesAxopatch 700B
解析ソフトフリーウェアStimfithttps://github.com/neurodroid/stimfit
骨ハサミFST16152-12リタウアースタイル
キャピラリーガラスハーバード装置30-0060ラメント1.5mm外径、0.86mm内径のホウケイ酸ガラスピペット。
カルボゲンBOC95% O2/5% CO2
CCDカメラScientificaSciCamProhttps://www.scientifica.uk.com/products/
化学薬品/試薬Sigma Aldrich各種Sigma Aldrichから調達したすべてのラボ用試薬。
シアノアクリレート(RS Pro 3)RSコンポーネント918-6872ゲルベースのシアノアクリレート製剤を避ける
デジタイザー分子デバイスDigidata 1550B
解剖ピン/針様々な様々な用途 16ゲージ針(上記)
電気生理学システムScientificaSliceScopehttps://www.scientifica.uk.com/products/scientifica-slicescope
細かい虹彩はさみFST14568-12タングステンカーバイドチップ付き
ガラスシャーレフィッシャー サイエンティフィック12911408
皮下注射針BDヘルスケア各種16、18、22ゲージ
イソフルオラン 100% W/W (すなわち IsoFlo)ゾエティス50019100
メイヨー型はさみFST14110-17鈍い先端
マイクロマニピュレーターサイエンティフィカマイクロスターhttps://www.scientifica.uk.com/products/scientifica-microstar-micromanipulator
絵筆アートストアn/a地元のアートショップから調達した細い毛の絵筆。
パスツールピペットフィッシャーサイエンティフィック11546963ガラス製のパスツールピペットですが、鈍い端がピペットの移し替えに使用されるようにカットされています。
蠕動ポンプワトソン・マーロウ12466260シングルチャンネル蠕動ポンプ
ピペットプーラーサッターインスツルメンツP-97他のモデルやピペット製造方法も同様に機能します。
プラスチックシリンジ(1、2、5 mL)BDヘルスケアさまざまな
ロンガー骨ツールFST16021-14
スライス保持室自家製
スライス重量/ハープハーバード装置SHD-22L / 15代替品が適しています。
ナトリウムペントバルビタール(すなわちPentoject)Animalcare Ltd10347/4014200 mg / mL;ペントバルビタールの他の製剤は、
フィッシャーサイエンティフィック3213
。m細孔径。
VibtratomeLeica1491200S001Vibrocheck
ウォーターバスフィッシャーサイエンティフィック151670155リットルウォーターバスを備えたVT1200Sモデル、例:Grant Instruments™JBA5 サイエンティフィカ-scicam-pro
フィシリンジフィルターフィッシャーサイエンティフィック10482012コーニングブランドのシリンジフィルター、0.22&マイクロから入手可能ヘラBochem が適しています

参考文献

  1. Amaral, D. G., Witter, M. P. The three-dimensional organization of the hippocampal formation: a review of anatomical data. Neuroscience. 31 (3), 571-591 (1989).
  2. Moser, M. B., Moser, E. I. Functional differentiation in the hippocampus. Hippocampus. 8 (6), 608-619 (1998).
  3. Babiec, W. E., Jami, S. A., Guglietta, R., Chen, P. B., O'Dell, T. J. Differential regulation of NMDA receptor-mediated transmission by SK channels underlies dorsal-ventral differences in dynamics of schaffer collateral synaptic function. Journal of Neuroscience. 37 (7), 1950-1964 (2017).
  4. Papatheodoropoulos, C. Striking differences in synaptic facilitation along the dorsoventral axis of the hippocampus. Neuroscience. 301, 454-470 (2015).
  5. O'Reilly, K. C., et al. Identification of dorsal-ventral hippocampal differentiation in neonatal rats. Brain Structure and Function. 220 (5), 2873-2893 (2015).
  6. Cembrowski, M. S., et al. Spatial gene-expression gradients underlie prominent heterogeneity of CA1 pyramidal neurons. Neuron. 89 (2), 351-368 (2016).
  7. Cembrowski, M. S., Wang, L., Sugino, K., Shields, B. C., Spruston, N. Hipposeq: a comprehensive RNA-seq database of gene expression in hippocampal principal neurons. elife. 5, 14997(2016).
  8. Leonardo, E., Richardson-Jones, J., Sibille, E., Kottman, A., Hen, R. Molecular heterogeneity along the dorsal–ventral axis of the murine hippocampal CA1 field: a microarray analysis of gene expression. Neuroscience. 137 (1), 177-186 (2006).
  9. Kheirbek, M. A., et al. Differential control of learning and anxiety along the dorsoventral axis of the dentate gyrus. Neuron. 77 (5), 955-968 (2013).
  10. Kjelstrup, K. B., et al. Finite scale of spatial representation in the hippocampus. Science. 321 (5885), 140-143 (2008).
  11. Klausberger, T., Somogyi, P. Neuronal diversity and temporal dynamics: the unity of hippocampal circuit operations. Science. 321 (5885), 53-57 (2008).
  12. Booker, S. A., Vida, I. Morphological diversity and connectivity of hippocampal interneurons. Cell and Tissue Research. 373 (3), 619-641 (2018).
  13. Freund, T. F., Buzsaki, G. Interneurons of the hippocampus. Hippocampus. 6 (4), 347(1996).
  14. Pelkey, K. A., et al. Hippocampal GABAergic inhibitory interneurons. Physiological Reviews. 97 (4), 1619(2017).
  15. Barnes, C. A., Rao, G., Foster, T. C., McNaughton, B. L. Region-specific age effects on AMPA sensitivity: Electrophysiological evidence for loss of synaptic contacts in hippocampal field CA1. Hippocampus. 2 (4), 457-468 (1992).
  16. Potier, B., Jouvenceau, A., Epelbaum, J., Dutar, P. Age-related alterations of GABAergic input to CA1 pyramidal neurons and its control by nicotinic acetylcholine receptors in rat hippocampus. Neuroscience. 142 (1), 187-201 (2006).
  17. Ekonomou, A., Pagonopoulou, O., Angelatou, F. Age-dependent changes in adenosine A1 receptor and uptake site binding in the mouse brain: An autoradiographic study. Journal of Neuroscience Research. 60 (2), 257-265 (2000).
  18. Pyapali, G. K., Turner, D. A. Increased dendritic extent in hippocampal CA1 neurons from aged F344 rats. Neurobiology of Aging. 17 (4), 601-611 (1996).
  19. Blalock, E. M., et al. Gene microarrays in hippocampal aging: statistical profiling identifies novel processes correlated with cognitive impairment. Journal of Neuroscience. 23 (9), 3807-3819 (2003).
  20. Sakmann, B., Neher, E. Patch clamp techniques for studying ionic channels in excitable membranes. Annual Review of Physiology. 46 (1), 455-472 (1984).
  21. Bischofberger, J., Engel, D., Li, L., Geiger, J. R., Jonas, P. Patch-clamp recording from mossy fiber terminals in hippocampal slices. Nature Protocols. 1 (4), 2075(2006).
  22. Booker, S. A., Song, J., Vida, I. Whole-cell patch-clamp recordings from morphologically-and neurochemically-identified hippocampal interneurons. Journal of Visualized Experiments. (91), e51706(2014).
  23. Geiger, J., et al. Patch-clamp recording in brain slices with improved slicer technology. Pflügers Archive. 443 (3), 491-501 (2002).
  24. Aitken, P., et al. Preparative methods for brain slices: a discussion. Journal of Neuroscience Methods. 59 (1), 139-149 (1995).
  25. Siwani, S., et al. OLMα2 cells bidirectionally modulate learning. Neuron. 99 (2), 404-412 (2018).
  26. Dong, W. Q., Schurr, A., Reid, K. H., Shields, C. B., West, C. A. The rat hippocampal slice preparation as an in vitro model of ischemia. Stroke. 19 (4), 498-502 (1988).
  27. Dougherty, K. A. Differential developmental refinement of the intrinsic electrophysiological properties of CA1 pyramidal neurons from the rat dorsal and ventral hippocampus. Hippocampus. 30 (3), 233-249 (2020).
  28. Foggetti, A., Baccini, G., Arnold, P., Schiffelholz, T., Wulff, P. Spiny and Non-spiny Parvalbumin-Positive Hippocampal Interneurons Show Different Plastic Properties. Cell Reports. 27 (13), 3725-3732 (2019).
  29. Newman, G. C., Qi, H., Hospod, F. E., Grundmann, K. Preservation of hippocampal brain slices with in vivo or in vitro hypothermia. Brain Research. 575 (1), 159-163 (1992).
  30. Ting, J. T., Daigle, T. L., Chen, Q., Feng, G. Patch-Clamp Methods and Protocols. , Springer. 221-242 (2014).
  31. Ting, J. T., et al. Preparation of acute brain slices using an optimized N-methyl-D-glucamine protective recovery method. Journal of Visualized Experiments. (132), e53825(2018).
  32. Hajos, N., et al. Maintaining network activity in submerged hippocampal slices: importance of oxygen supply. European Journal of Neuroscience. 29 (2), 319-327 (2009).
  33. Papaleonidopoulos, V., Trompoukis, G., Koutsoumpa, A., Papatheodoropoulos, C. A gradient of frequency-dependent synaptic properties along the longitudinal hippocampal axis. BMC Neuroscience. 18 (1), 79(2017).
  34. Fuller, L., Dailey, M. E. Preparation of rodent hippocampal slice cultures. (10), Cold Spring Harbor Protocols. 4848(2007).
  35. Gee, C. E., Ohmert, I., Wiegert, J. S., Oertner, T. G. Preparation of slice cultures from rodent hippocampus. Cold Spring Harbor Protocols. 2017 (2), (2017).
  36. Andersen, P. Brain slices - a neurobiological tool of increasing usefulness. Trends in Neurosciences. 4, 53-56 (1981).
  37. Moyer, J. R., Brown, T. H. Patch-Clamp Analysis. , Springer. 135-193 (2002).
  38. Dougherty, K. A., et al. Differential expression of HCN subunits alters voltage-dependent gating of h-channels in CA1 pyramidal neurons from dorsal and ventral hippocampus. Journal of Neurophysiology. 109 (7), 1940-1953 (2013).
  39. Huang, S., Uusisaari, M. Y. Physiological temperature during brain slicing enhances the quality of acute slice preparations. Frontiers in Cellular Neuroscience. 7, 48(2013).
  40. Booker, S. A., et al. Presynaptic GABAB receptors functionally uncouple somatostatin interneurons from the active hippocampal network. Elife. 9, 51156(2020).
  41. Gloveli, T., et al. Orthogonal arrangement of rhythm-generating microcircuits in the hippocampus. Proceedings of the National Academy of Sciences. 102 (37), 13295-13300 (2005).
  42. Ordemann, G. J., Apgar, C. J., Brager, D. H. D-type potassium channels normalize action potential firing between dorsal and ventral CA1 neurons of the mouse hippocampus. Journal of Neurophysiology. 121 (3), 983-995 (2019).
  43. Arnold, E. C., McMurray, C., Gray, R., Johnston, D. Epilepsy-induced reduction in HCN channel expression contributes to an increased excitability in dorsal, but not ventral, hippocampal CA1 neurons. eNeuro. 6 (2), (2019).

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

再版と許可

さらに記事を探す

海馬CA1背側海馬ホールセルパッチクランプ法経心腔灌流変法冠状切片げっ歯類電生理学切片調製細胞電生理学脳切片調製

この記事は公開されました

動画は近日公開

お問い合わせ
図書館に推薦する

プライバシー

利用規約

ポリシー

著作権 © 2026 MyJoVE Corporation. 無断転載を禁じます。