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方法論記事

ウォータージェット技術によるブタ脂肪組織由来間質細胞の注入

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DOI:

10.3791/63132

⸱

2021年11月23日

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Urology, University Hospital Tübingen, 2Department of Orthopaedic Surgery, University Hospital Tübingen, 3ERBE Elektromedizin GmbH Tübingen

* These authors contributed equally

この記事について

サマリー

我々は、無針ウォータージェット技術による細胞注射の方法と、細胞生存率、増殖、および弾性測定の観点からの送達後調査の後遺症と組み合わせた方法を提示する。

要約

尿失禁(UI)は、尿道括約筋の欠乏を特徴とする非常に一般的な状態である。再生医療の枝、特に細胞療法は、尿道括約筋機能を改善および回復させるための新しいアプローチです。活性機能細胞の注射は、臨床現場で針および注射器によって日常的に行われているが、これらのアプローチには重大な欠点および限界がある。この文脈において、無針ウォータージェット(WJ)技術は、尿道括約筋に視覚的誘導膀胱鏡検査によって生細胞を注入することができる実現可能で革新的な方法である。本研究では、WJを用いてブタ脂肪組織由来間質細胞(pADSC)を死体尿道組織に送達し、その後、WJ送達が細胞収量および生存率に及ぼす影響を調査した。我々はまた、原子間力顕微鏡(AFM)測定によって生体力学的特徴(すなわち、弾性)を評価した。我々は、WJ送達されたpADSCsが細胞弾性において有意に低下することを示した。生存率は対照と比較して有意に低かったが、依然として80%を超えている。

概要

尿失禁(UI)は、ヨーロッパ集団1 における有病率が1.8〜30.5%の広範な疾患であり、主に尿道括約筋の機能不全によって特徴付けられる。臨床的観点からは、外科的治療は、保守的な治療法または理学療法が新たな症状に対処し、緩和できない場合に患者に提供されることが多い。

括約筋複合体の潜在的な再生修復のための細胞療法は、UI病理2、3の治療のための前衛的なアプローチとして浮上している。その主な目標は、損傷した組織の生物学的機能を置換、修復および回復させることである。UIのための動物モデルにおいて、幹細胞移植は、尿力学的転帰において有望な結果を示している2,4,5。幹細胞は、自己複製および多能性分化を受ける能力を有するため、最適な細胞候補として生じ、したがって、罹患組織再生6を補助する。来るべき再生の可能性にもかかわらず、細胞の低侵襲送達は依然として標的の注入精度およびカバレッジに関するいくつかの課題に直面しているため、細胞療法の実用化は依然として妨げられている。細胞送達に使用される現在のアプローチは、針注射器システム7を介した注射であるにもかかわらず、それは通常、生細胞の全体的な欠損をもたらし、移植後の生存率は1%〜31%と低いと報告されている8。加えて、針注射を介した細胞送達は、標的組織への移植細胞の配置、保持率、ならびに分布に影響を与えることも示されている9、10、11。上記の制限を克服する実現可能で斬新なアプローチは、ウォータージェット技術を介した無針細胞送達である。

ウォータージェット(WJ)技術は、尿道括約筋12、13における視覚的制御下での膀胱鏡による細胞のハイスループット送達を可能にする新しいアプローチとして浮上しつつある。WJは、E5からE8013までの異なる圧力(E = バーの効果)での細胞送達を可能にします。第1相では、等張溶液(組織浸透相)は、組織標的および開放された小さな相互連結マイクロラクナを囲む細胞外マトリックスを緩めるために高圧(すなわち、E60またはE80)で適用される。第2段階(注入段階)では、細胞を標的組織に穏やかに送達するために、圧力をミリ秒以内に(すなわち、E10まで)低下させる。この2つの段階的適用に続いて、細胞は、放出されるときに組織に対して追加の圧力を受けるのではなく、液体充填海綿状領域13に低圧流中に浮遊する。幹細胞をWJを介して死体尿道組織に注入したエキソビボモデル設定では、生存細胞をその後吸引して組織から取り出し、インビトロでさらに拡大することができた13。Weberらによる2020年の研究では、フットプリントのない心筋細胞を心筋14に送達するためのWJの実現可能性と適用可能性が実証されましたが、WJ技術はまだプロトタイプ段階にあることに留意する必要があります。

以下のプロトコルは、ブタ脂肪組織由来間質細胞(pADSC)を調製および標識する方法、およびWJ技術およびウィリアムズ膀胱鏡検査針(WN)を介してそれらを捕捉液および死体組織に送達する方法を説明する。細胞注射後、原子間力顕微鏡(AFM)を介して細胞の活力および弾性が評価される。ステップバイステップの手順により、プロトコルは信頼性の高いデータを取得するための明確で簡潔なアプローチを提供します。ディスカッションセクションでは、この技術の主な利点、制限、および将来の見通しを提示し、説明します。ここで報告されたWJ細胞送達および後遺症翻訳後分析は、標準的な針注射に取って代わり、標的組織の再生治癒のための固体細胞送達フレームワークを提供する。我々の最近の研究では、針注射と比較して、WJがより正確かつ少なくとも同等の生存率で細胞を送達したという証拠を提供しました15,16。

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プロトコル

ブタ脂肪組織サンプルは、チュービンゲン大学の実験外科研究所から入手した。すべての手順は、動物実験番号CU1/16の下で地元の動物福祉当局によって承認された。

1. ブタ脂肪組織由来間質細胞の単離

  1. 実験外科学研究所から50mLの遠沈管に入れて実験室に届けたブタ脂肪組織を使用してください。
  2. 組織を滅菌ベンチの下の滅菌ペトリ皿に移し、2つのメス(No.10)で小さな断片とマッシュにミンチします。
    注:はさみは、小さな破片を得るためにも使用できます。断片が小さければ小さいほど、次の消化に良い。
    1. 小断片/マッシュを50 mLの遠沈管に移し、5 mLのホモジナイザー溶液とともにシェーカー上で37°Cで30分間インキュベートします。ホモジナイザー溶液は、1%ウシ血清アルブミン(BSA)(原液:PBS中の1%(w/v)BSA)および0.1%コラゲナーゼタイプIを含むPBSである。
      注:常にホモジナイザー溶液を新しく準備してください。シェーカーは、遅い速度25〜500rpmで円形の揺れ運動を有する。
  3. インキュベーションを停止するには、10 mLの増殖培地[ダルベッコの改変イーグル培地 - 低グルコース(DMEM-LG)、2.5%HEPESナトリウム塩溶液(1 M)、10%ウシ胎児血清(FBS)、1%L-グルタミン(200 mM)、1%ペニシリン - ストレプトマイシン(10000 U/mLペニシリン;10,000 μg/mLストレプトマイシン)および1%アムホテリシンB(250 μg/mL)]を加える。
    注:成長培地は事前に準備することができます。抗生物質および抗真菌薬は、細胞を汚染から保護するために細胞培養のための増殖培地の調製に必要である。
  4. 遠沈管を室温で10分間インキュベートする。
  5. より軽く、したがって液体の上を泳ぐ脂肪細胞で、10mLピペットで画分を吸引し、それを捨てる。
  6. 残りの間質画分を、重金属を含まないポリエチレンテレフタレート(PET)膜を備えた100μmの細胞篩を通して濾過し、脂肪組織断片を保留し、細胞懸濁液のみを取り出す。
  7. 濾過した細胞懸濁液を室温で630 x gで7分間遠心分離する。
  8. 細胞ペレットを2mLのPBSに再懸濁し、細胞を1回洗浄した。
  9. 細胞懸濁液を室温で630 x gで7分間再度遠心分離する。
  10. 遠心分離後、細胞ペレットをフラスコ当たり10mLの増殖培地に再懸濁し、75cm2細胞培養フラスコに細胞をシードした。
    注:PBSによる洗浄工程後の細胞ペレットのサイズに応じて、細胞を1〜4つのフラスコに播種する。

ブタ脂肪組織由来間質細胞の細胞培養

  1. 細胞が70%コンフルエントに達したら回収および継代する。
  2. 10mLのPBSで細胞を2回洗浄し、PBSを完全に吸引する。
    注: この手順は、10% FBS によって補完される残りの成長培地を除去するために必要です。FBSは、以下のトリプシン処理の機能を妨げる可能性があるいくつかのプロテアーゼ阻害剤を有する。
  3. フラスコあたり3mLの0.05%-トリプシン-EDTAを加え、細胞を剥離した。
  4. フラスコを37°Cで3分間インキュベートする。
  5. 細胞が剥離しているかどうかを顕微鏡で確認してください。
    注: セルを切り離すのに時間がかかることがあります。この場合、フラスコを37°Cで最大5分間インキュベートする。
  6. インキュベーションおよび剥離プロセスを停止するには、3mLの成長培地を加える。
    注:上記のように、成長培地は、プロテアーゼ阻害剤を含む10%FBSによって補完される。
  7. 剥離した細胞を遠心チューブに移し、室温で630 x gで7分間遠心分離した。
  8. 細胞を10mLの成長培地に再懸濁し、血球計数器でそれらを計数する。
  9. 75cm2フラスコ当たり3 x105個の接種密度を有する種子細胞。

3. カルセイン-AMによる細胞の標識

注:死体組織に注入された細胞は、緑色蛍光膜透過性生細胞染色および赤色蛍光膜不透過性生存率指標で染色され、抽出された細胞が注入された細胞と同じであり、尿道の組織断片ではないことを確認する。

  1. 細胞を10mLのPBSで2回洗浄する。
  2. 75cm2フラスコあたり5mLの色素溶液を加える。色素溶液は、2μMの緑色蛍光膜透過性生細胞色素および4μMの赤色蛍光膜不透過性生存率指標を有する増殖培地からなる。
  3. 暗所で室温で30分間インキュベートする。
  4. 染料溶液を吸引し、廃棄する。
  5. 細胞を10mLのPBSで再度2回洗浄する。
  6. 成長培地を追加し、蛍光顕微鏡によって緑色および赤色の蛍光シグナルを文書化する。
    1. 75 cm2フラ スコを顕微鏡テーブルの上に置き、10倍の対物レンズを使用し、蛍光フィルターを選択しないことを確認し、透過光路がアクティブであることを確認します。
      メモ:これらの手順はすべて顕微鏡で手動で実行されます。
    2. ステップ 3.6.1 と並行して、ソフトウェア・プログラムを開きます。
    3. [検索]タブの下にある[ライブ]ボタンを押して、テーブル上のフラスコ内のセルのライブイメージを取得し、粗い調整ドライブと微調整ドライブでセルに焦点を合わせます。
      注: ライブボタンが アクティブになると、右側のライブ画像が表示されます。
    4. サブタブの顕微鏡コンポーネントで、正しい対物レンズ(10x)を選択します。
    5. サブタブ 「カメラ」で、「 自動露出」にチェックマークを付けます。
    6. スナップボタンを押して、透過光で最初の写真を撮ります。
    7. スケール バーを挿入するには、メニュー バーの [ グラフィックス ] タブを使用し、[ スケール バー] を選択します。
    8. メニュー バーの [ ファイル ] タブを使用して画像を保存し、[ czi として保存] を選択します。
    9. 蛍光画像の場合、フィルターを緑色または赤色の蛍光に固有のものに変更し、反射光路を選択します。
      メモ:これらの変更は、顕微鏡で手動で行う必要があります。
    10. [検索] タブの下にある [ライブ] ボタンをもう一度押して、セルのライブ イメージを取得します。
    11. [スナップ]ボタンを押して、緑または赤の蛍光で2番目の写真を撮ります。
    12. スケール バーを挿入するには、メニュー バーの [ グラフィックス ] タブを使用し、[ スケール バー] を選択します。
    13. メニュー バーの [ファイル] タブを使用して画像を保存し、[czi として保存] を選択します。
    14. 手順 3.6.9 ~ 3.6.13 を他の蛍光チャネルで繰り返します。

4.注射用の尿道組織サンプルを準備する

  1. ブタから尿道と接続膀胱を解剖する。
    注:成体雌のランドレースブタの新鮮な死体サンプルからの尿道組織サンプルを実験に使用した。
  2. それを保氷の上の袋に入れて実験室に運ぶ。
    注:サンプルは、さらなる処理まで氷の上に残してください。サンプルに添加物は添加しなかった。
  3. 膀胱のある尿道をスポンジの上に置き、骨盤底の弾力性を模倣します。
    1. 膀胱を使用して、尿道の向き(近位、遠位、背側、腹側)を決定します。これは、尿管および腹腔および骨盤腔内の膀胱を固定する3つの靭帯の局在化のために可能である。3つの靭帯は、膀胱の側面にある2つの小胞側方靭帯と、膀胱の腹側表面から生じる小胞縦隔である(図1)。
  4. カテーテルの助けを借りて、尿道を背側で縦方向に切り開きます。
  5. 次の章で説明するように、開いた尿道に細胞を注入します。

5. 液体および組織サンプル中のウィリアムズ針による細胞の注射

  1. ステップ2で説明したように細胞を回収する。
  2. ステップ2.9とは対照的に、注射の細胞密度を1mLあたり2.4 x106 細胞に調整します。
    注:組織サンプルへの注射の場合、緑色蛍光膜透過性生細胞で細胞を標識する。
  3. 細胞懸濁液をシリンジで吸引し、ウィリアムズ膀胱鏡注射針(WN)をそれに塗布する。
  4. 15 mL の遠心チューブで 2 mL の成長培地のすぐ上に針を保持するか、開いた尿道組織に針を挿入します。どちらの場合も、250 μLの細胞を手動で注入します。
    注:死体尿道に注入された細胞は、注射ドームを形成する。
  5. 培地に注入した細胞を室温で630 x gで7分間遠心分離することによって直接集める。
  6. 死体尿道に注入された細胞については、注射器に塗布された18G針で注射ドームからそれらを吸引する。
  7. 注入および吸引した細胞を遠心チューブに移し、培地に注入した細胞と比較して室温で630 x gで7分間遠心分離する。
  8. 遠心分離後、いずれの場合も細胞を4mLの増殖培地に再懸濁する。
  9. 血球計数器によるトリパンブルー色素排除の補助により細胞収量および生存率を決定する。
    1. 20 μLの細胞懸濁液を20 μLのトリパンブルーと完全に混合する。
    2. この混合物を血球計器の各チャンバーに10μL充填する。
      注:両方のチャンバが充填され、カウントされ、サンプリングを2倍にすることによって統計的最適化が得られます。
    3. 顕微鏡下で、四隅の四角すべての細胞を数えます。
      注:白く輝く細胞(染色されていない)を生細胞としてカウントし、青色に輝く細胞(染色された)は死細胞としてカウントします。
    4. mLあたりの細胞数を計算するには、2つのチャンバーの平均を計算し、この数を2で除算し、104を掛けます。

6. 流体および組織サンプル中のウォータージェットによる細胞の注入

  1. ステップ2で説明したように細胞を回収する。
  2. ステップ2.9および5.2とは対照的に、注射の細胞密度を1mLあたり6 x106 細胞に調整する。
    注:組織サンプルへの注射には、緑色蛍光膜透過性生細胞で標識された細胞を使用してください。
  3. 細胞懸濁液をWJ装置の投与ユニットに充填する。
  4. 噴射ノズルを15mLの遠心チューブ内の2mLの成長培地のすぐ上、または開いた尿道組織の少し上に保持する。
  5. どちらの場合も、組織浸透のために高圧を使用し、続いて細胞注入のために低圧相を使用する装置によって100μLの細胞を注入する。圧力設定E60-10を使用します。
    注:死体尿道に注入された細胞は、注射ドームを形成する。
  6. 培地に注入した細胞を室温で630 x gで7分間遠心分離することによって直接集める。
  7. 死体尿道に注入された細胞については、注射器に塗布された18G針で注射ドームからそれらを吸引する。
  8. 注入および吸引した細胞を遠心チューブに移し、培地に注入した細胞と比較して室温で630 x gで7分間遠心分離する。
  9. 遠心分離後、いずれの場合も細胞を4mLの成長培地に再懸濁する。
  10. 5.10に詳細に記載されているように、血球計数器によるトリパンブルー色素排除の補助によって細胞収量および生存率を決定する。

7. 原子間力顕微鏡(AFM)による細胞弾性の生体力学的評価

  1. サンプルの調製
    注:注射後に回収された細胞は、AFMによるさらなる分析の対象となります。さらに、注射されなかった細胞が対照として使用される。
    1. ディッシュあたり5 x 105個の密度を有する組織培養皿中の種子細胞。
      注:1つの条件ごとに1つの組織培養皿を播種する。条件は、対照、WJまたはWNによって媒体に注入されたADSCおよび死体組織にWJまたはWNによって注入されたADSCである。
    2. 組織培養皿中の細胞を37°Cで3時間インキュベートする。
      注:G1期および有糸分裂中の細胞による分散を避けるために、細胞播種ステップの3時間後にAFM測定を実施した。
    3. AFMによる測定の直前に、成長培地をL-グルタミンを含まない3mLのLeibovitzのL-15培地と交換してください。
    4. AFM装置のサンプルホルダーに組織培養皿を置き、37°Cに設定したシャーレヒーターをオンにする。
  2. AFMおよび片持ち梁校正の準備
    1. 液体中の測定用に指定されたガラスブロックを使用し、AFMホルダーで調整します。
      メモ:ガラスブロックの上面は、AFMホルダーと平行にまっすぐでなければなりません。
    2. 片持ち梁をガラスブロックの表面に慎重に置きます。先端部Aは、研磨された光学面の上に横たわらなければならない。
      メモ: ガラスブロックの研磨された光学面に傷をつけないでください。傷が原因で測定が干渉する可能性があるためです。先端Aは、AFMのレーザを光検出器に反射させることができないため、研磨された光学面上に突出しなければならない。
    3. ガラスブロックの片持ち梁を安定させるには、ピンセットの助けを借りて金属製のスプリングを追加します。
    4. 片持ち梁がガラスブロックに固定されたら、ブロックをAFMヘッドに置き、統合されたロック機構をロックします。
    5. AFM ヘッドを AFM デバイスに取り付けます。
      メモ: 正しく配置するには、スプリングが左側を向いている必要があります。そうでない場合は、ガラスブロックの位置を修正し、AFMヘッドをもう一度調整してください。
    6. ソフトウェアのセットアップを初期化し、レーザーアライメントウィンドウとアプローチパラメータ設定とともにソフトウェアを開きます。さらに、ステッピングモーター、レーザー光、CCDカメラをオンにします。
    7. CCDカメラを使用して片持ち梁先端Aを特定します。
    8. 片持ち梁を培地に完全に浸すまで下げます。ステッピングモーター機能を使用して、この目的に到達します。
    9. 片持ち梁が媒体によって完全に覆われると、レーザーは調整ネジを使用して片持ち梁の上に整列されます。反射ビームは光検出器の中心に落ちなければならず、信号の合計は1V以上でなければなりません。横方向と垂直方向のたわみは 0 に近くなければなりません。
      注:中心に達した場合は、信号値だけでなく、レーザーアライメント機能で監視することができます。信号値が正しくない場合は、さらに調整が必要です。
    10. ここで、アプローチ パラメーターを使用してスキャナー アプローチ を実行します (表 1)。
    11. 片持ち梁が底部に達したら、リトラクトボタンを押して100μm 後退させます 。
      メモ: アプローチが行われた場合、キャリブレーションが改ざんされるため、そのフィールドにセルが取り付けられていないことを確認してください。
    12. 次の仕様に従って 実行 パラメータを設定します:セットポイント1 V、引っ張り長さ90 μm、速度:5 μm/s、サンプルレート:2000 Hz、遅延モードとして:一定力。
    13. 校正力-距離曲線の測定を開始するには、Run ボタンを押し ます。
      メモ: ソフトウェアの [ 実行 ] ボタンをクリックすると、力-距離曲線が表示されます。
    14. 得られた較正力 - 距離曲線上のソフトウェアで後退曲線の線形適合領域を選択する。ソフトウェアによるばね定数測定を計算します。
    15. Danalache et al.17によって記述されているように、正確なパラメータと手順に従って片持ち梁を較正する。
  3. 個々の細胞の弾力性の測定
    1. 視覚的にセルを識別し、それに焦点を当てます。コンピュータマウスをセルの中央に置きます。測定精度を向上させるには、AFMチップを細胞核の真上に配置します。
      メモ: コンピュータマウスは、くぼみのターゲット部位を識別するための視覚的なマーカーとして使用されます。
    2. カンチレバーに焦点を合わせ、コンピュータのマウスで動かします。
    3. 表2に示すパラメータを使用してRunで測定を開始します。
      注:片持ち梁の較正によって得られたセットポイントパラメータが使用されます。さらに、1つの細胞を3回測定する。少なくとも 50 個のセルを測定します。
  4. データ処理
    1. Danalache17 で以前に説明したとおり、正確な手順とパラメーターに従ってデータを処理します。
    2. ファイルを保存してエクスポートします。

8. 統計解析

  1. 統計ソフトウェアを開きます。
  2. [ 新しいデータセット] を選択します。
    メモ: 2 つのファイルが開かれます。1つは「データセット」で、もう1つは「出力」ファイルです。
  3. データセットファイルを選択し、「変数ビュー」タブを開きます。
  4. 部位注入(流体または死体組織のキャプチャ)、カテゴリ(コントロール、WJ注射、WN注射)、および弾力性の数値変数を挿入します。
  5. 測定された弾性データを、対応する部位注入およびカテゴリー番号とともに 「データビュー 」タブに挿入します。
  6. メニュー バー タブの [ |の分析] を選択してデータを分析します。記述統計量 を選択し、[ 探索的データ分析] を選択します。
  7. 従属変数として、 弾性 を選択し、因子リストが カテゴリーを選択します。
    メモ:結果は、結果セクションに使用される箱ひげ図を含む「出力」ファイルに表示されます。
  8. 統計検定を実行するには、メニューバーのタブ分析の下にあるノンパラメトリック検定内の独立標本を選択します。
  9. 新しく開いたファイルで、[目的と設定]タブの設定を保持します。
  10. [フィールド] タブを開き、[テストフィールドとして弾力性] を選択し、[グループとしてカテゴリ] を選択します。
  11. 実行を押します。
    メモ:結果は「出力」ファイルに表示されます。これらの分析のために、マン-U-ホイットニー検定が実行されます。
  12. 探索的データ分析の箱ひげ図にノンパラメトリック検定の結果を含めます。
  13. メニュー バーの [ ファイル ] を選択し、[保存] を選択してファイル を保存します。

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結果

2つのアプローチによる細胞送達に続いて、WN(97.2 ± 2%、n=10、p<0.002)を介して送達された細胞の生存率は、E60-10設定(85.9 ± 0.16%、n=12)を用いたWJによる注射と比較して高かった(図2)。生体力学的評価結果は、以下のことを示した:捕捉液中の細胞のWN注射は、対照(1.176kPa; 図3A)、WJ注射は細胞EMの有意な減少を誘発したが(0.440kPa、p<0.001、 図3B)。WJ注射後のEMの40〜50%の減少が認められた。死体尿道組織におけるWN注射は細胞EMに有意差をもたらさなかったが(図4A)、組織サンプルにおけるWJ注射後にEMの有意な減少が認められた(0.890kPa〜0.429kPa;p<0.00、 図4B)。したがって、WJ注入後の絶対EM値は51%減少した。全体...

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ディスカッション

本研究では、WJ細胞送達手順の段階的なアプローチを実証および提示し、WJ送達が細胞特性に及ぼす影響を評価するために定量的調査の後遺症を採用した:細胞生存率および生体力学的特徴(すなわち、EM)。WJ注射後、回収された細胞の85.9%が生存可能であった。WN注射に関しては、細胞の97.2%が注射後に生存率を保持していた。したがって、WJアプローチは、臨床実施のための絶対的な要件を満たす:送達後の生細胞の80%以上18。標準化された再現性のあるプロトコルがWJアプローチによって達成される一方で、針注射送達の結果は、注射器および針のサイズおよびノズル、圧力、流量、ならびに注射を自ら行う医師に大きく依存する19。

生きた動物モデルにおけるWJ細胞送達を採用した研究は、放出圧力を変えることによって、浸透深さを標的組織に適合させ、そのようにして所望の臨床応用に適合させることができることを示した13、

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開示事項

著者J.K.、M.D.、T.A.、A.S.、W.K. A.は開示するものは何もありません。著者W.L.とMDEは、ERBEJet2とこの研究で採用されたWJプロトタイプのプロデューサーであるERBE Medizintechnik Lt. Tübingenの従業員です。

謝辞

元の出版物の共著者の助けとサポートに感謝します。

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材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
50 mL遠心分離管Greiner BioOne227261
1 mL BD Luer-LokTMシリンジPlastik Incn.a.100
& micro;m細胞ふるいGreiner BioOne542000
15 mL 遠心分離管Greiner BioOne188271
75 cm2 組織培養フラスコCorning Incorporated353136
AFMヘッド(CellHesion 200) JPKJPK00518
AFMプロセッシングソフトウェアBrukerJPK00518
AFM softwareブルカーJPK00518
AFMシステム Cell Hesion 200BrukerJPK00518
All-In-One-AlカンチレバーバジェットセンサーAIO-10チップA、接続モード、形状:ビーム
力定数:0.2 N/m (0.04 - 0.7 N/m)
共振周波数:15 kHz (10 - 20 kHz)
長さ:500 & マイクロ;メートル(490 - 510 & マイクロ;m)
幅:30&マイクロ;メートル(35 - 45 &マイクロ;m)
厚さ:2.7&マイクロ;メートル(1.7 - 3.7 &マイクロ;m)
アムホテリシンB溶液SigmaA2942250 µg/ml
原子間力顕微鏡 (AFM)CellHesion 200, JPK Instruments, Berlin, GermanyJPK00518
BD Microlance 3 18GBD304622
wevine serum albuminGibcoA10008-01
Cantilever All-In-One-AleTl, Budget Sensors, Sofia, BulgariaAIO-TL-10tip A, k ¼ 0.2 N/m
C-chip Disposable HemocytometerNanoEnTek631-1098
遠心分離機: Rotina 420RHettich Zentrifugen
Collagenase, Type I, powderGibco17100-017
Dulbecco'のモディファイドイーグル」s 中低グルコースSigmaD5546
羽毛使い捨てメス (No. 10)Feather02.001.30.010
ウシ胎児血清 (FBS)SigmaF7524
HEPES ナトリウム塩溶液 (1 M)SigmaH3662
倒立位相差顕微鏡 (AFM と統合)AxioObserver D1, Carl Zeiss Microscopy, Jena, GermanyL201306_03
ラボラトリーバッグブランド759705
リーボビッツのL-15培地 L-グルタミンなしメルクF1315
リーボビッツのL-15培地 L-グルタミンなし(メルク KGaA、ダルムシュタット、ドイツ)F1315
L-グルタミンロンザBE 17-605C1200 mM
LIVE/DEADTM 生存能力/細胞毒性キットL3224Calcein AMおよびEthD-1
顕微鏡ソフトウェア:Zen 2.6ツァイス
顕微鏡:AxioVertA.1ツァイス
ネラトン-カテーテル メスBicakcilar19512051
ペニシリン-ストレプトマイシンGibco15140-12210000 U/ml ペニシリン
10000 & マイクロ;g/ml ストレプトマイシン
シャーレヒーター AFMBrukerT-05-0117
AFMJPK Instruments AG, Berlin, GermanyT-05-0117
リン酸緩衝生理食塩水 (PBS)Gibco10010-015
統計ソフトウェア: SPSS Statistics 22IBM
滅菌シャーレ - CellStarGreiner BioOne664160
組織培養ディッシュTPP AGTPP93040
ティッシュカルチャーディッシュTPP テクノプラスチックプロダクツ AG、トラサディンゲン、スイスTPP93040
トリパンブルー 0.4%
0.85% NaCl		ロンザ17-942E
トリプシン-EDTA溶液シグマT3924
ウォータージェット:ERBEJET2デバイスErbe Elektromedizin GmbH
Williams 膀胱鏡注射針Cook MedicalG1422023G, 5.0 Fr, 35 cm
BD このキットでは、Thermo Fisher Scientific のInvitrogenを使用しています。 シャーレヒーター

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