方法論記事

最も美しい無限のワーム:進化発生生物学を研究するために線虫を使用するための現在の方法

DOI:

10.3791/64594

2022年8月10日

この記事について

要約

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議論された記事:

Tintori、SC、Sloat、SA、Rockman、MV ベアマン漏斗による野生線虫の迅速な分離。 視覚化された実験のジャーナル。(179) (2022).

T.A.クロンビー、R.E.タニー、C.M.ブキャナン、N.M.ロベルト、E.C.アンデルセン自生性Caenorhabditis線虫の生態学的調査を行うための高度にスケーラブルなアプローチ 視覚化された実験のジャーナル。(181) (2022).

Ackley, C.、Washiashi, L.、Krishnamurthy, R.、Rothman, JH Caenorhabditis Dauer 幼虫の大規模重力測定。 視覚化された実験のジャーナル。(183) (2022).

Woronik, A.、Kiontke, K.、Jallad, RS、Herrera, RA、Fitch, DHA 種にとらわれない単一組織アプリケーションのためのレーザー顕微解剖。 視覚化された実験のジャーナル。(181) (2022).

Cammalleri、SR、Knox、J.、Roy、PJ 植物寄生線虫 Ditylenchus dipsaci の培養とスクリーニング。 視覚化された実験のジャーナル。(179) (2022).

Heryanto, C.、Ratnappan, R.、O'halloran, DM、Hawdon, JM、Eleftherianos, I. 昆虫病原性線虫の培養と遺伝的操作。 視覚化された実験のジャーナル。(181) (2022).

編集記事

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1960年代、シドニー・ブレナーは、動物の神経生物学と発生を研究するために、Caenorhabditis elegans、特に英国ブリストルから分離されたN2株の使用を開拓しました1。それ以来、この実験室参照株による独創的な発見は、プログラムされた細胞死2、器官形成3,4,5老化6,7、ノンコーディングRNAによる遺伝子調節891011、完全な性的二形性神経コネクトームの記述などの基本的なプロセスの調節を解明するのに役立ちました12、および分子生物学、細胞生物学、発生生物学における他の多くの現象。単一細胞分解能13,14でのいくつかの「オミック」研究によって補完されたN2は、間違いなく最も完全に説明されている後生動物です。過去60年間にN2を研究することで得られた豊富な知識は、遺伝的に異なるC.エレガンスの野生アイソタイプや他の線虫種における発達を調節する機構の進化的多様化を探求するための出発点を提供しました。今日までに、それぞれが独自のハプロタイプを持つ500以上のC.エレガンスアイソタイプが世界中から分離されています15。この進歩により、N2の一連の行動および発達形質を修飾する多くの遺伝子の実験室由来対立遺伝子を含む、量的形質16の変動に関与する遺伝的要因の同定が大幅に促進されました(例えば、参考文献17181920).したがって、野生のワームを研究することは、動物が発達、生理学、行動に影響を与える方法で環境にどのように反応するかについての重要な洞察を提供し、動物の進化の軌跡を明らかにすることができます。Caenorhabditis属の多くの種は、形態学的にC.エレガンス21,22とほとんど区別がつかないように見え、発生系のドリフトの分子メカニズムを研究するための強力なプラットフォームを提供します23,24;しかし、腐った植物材料に生息するC.エレガンスの形態は、おそらくニッチ適応の結果として、イチジクにのみ見られる、最も近い既知の兄弟であるC.イノピナータとは大きく異なることに注意することは興味深いことです25。種内および種間の比較研究は、これらの動物の進化の歴史の理解を深めます。線虫が提供する豊富な天然資源の利用を促進して、進化発生生物学および行動生物学における重要な問題を調査することを目的として、この論文集は、C.エレガンス種以外の野生のワームや線虫種を分離、培養、研究するための有用な技術を提供します。

このメソッドコレクションでは、Tintoriら26とCrombieら27は、野生線虫を分離するための補完的なアプローチを提供します。Tintoriらは、ベアマン漏斗を使用して現場で線虫を分離するための簡単で費用対効果の高い方法について説明しています。このアプローチにより、研究者は公平な方法で、基質(腐った果実、花、茎など)から線虫の個体群のほぼ全体を収集することができます。対照的に、Crombieらは、C.エレガンスC.ブリッグサエC.トロピカリスなどの自家受精性Caenorhabditis種を濃縮する方法を提示しています。さらに、線虫サンプルを効果的に追跡および整理するための Fulcrum アプリと R ソフトウェアの使用に関する詳細な手順と、対応する生態学的データも提供します。線虫を自然の状況で研究することで、線虫の生態学についての重要な洞察が得られ、線虫の複雑な形質が形成されます。

線虫は、ニッチな適応を促進する行動において種内および種間の変動を示し、行動可塑性と神経発散の遺伝的基盤を研究するための優れたパラダイムを提供します28,29,30。Ackleyら31は、さまざまなCaenorhabditis種のダウアー幼虫における分散メカニズムとして機能する可能性のある重力を研究するための堅牢なアッセイについて説明しています。重力行動は他の感覚入力によって影響を受ける可能性があるため32、Ackleyら31は、動物を光場や電磁場から保護する簡単で費用対効果の高い方法を提供し、それによって重力行動に対するこれらの環境の影響の既知の干渉を防ぎます。このアッセイは、感覚統合の分子メカニズムと線虫の分散戦略の進化を研究するのに役立ちます。

過去 10 年間の単一細胞 RNA シーケンシング技術の開発により、トランスクリプトーム解析に革命が起こり、研究者は多細胞生物の細胞不均一性を高解像度で研究できるようになりました。 C. elegansでは、さまざまな細胞型の単離は、組織特異的蛍光マーカーとFACS33の発現に依存しており、トランスジェニックツールが利用できない他の線虫種への適用が制限されています。Woronikら34 は、細胞マーカーがない場合にワームから組織を分離するためにレーザーマイクロダイセクションを展開することに成功しました。彼らは尾の先端を分離します C . elegans オスと雌雄同体 そしてCEL-Seq2を使用してRNA-seqを実行して、尾の形態形成のメカニズムを調査します。しかしながら、記載された方法は、異なる線虫種の他の組織タイプに容易に採用することができ、組織特異的な文脈での比較トランスクリプトーム分析を可能にすることは注目に値する。

C.エレガンスと多くの寄生線虫は同様の構造を含んでいます。さらに、多くの主要なシグナル伝達システムと発生経路は、種間で保存されています35,36。茎と球根の線虫であるDitylenchus dipsaciは、世界中で500種以上の植物に影響を及ぼす植物寄生線虫であり、食用作物の壊滅的な損失を引き起こしています。Cammalleriら37は、エンドウ豆植物でD.dipsaci の大規模な個体群を繁殖させる効果的な方法を説明しています。著者らはまた、ワームの移動性を損なうことによって殺線虫剤として機能する可能性のある低分子候補を特定するための詳細なプロトコルを提供しています。実験室での培養の容易さと最近利用可能なゲノム配列38が相まって、 D. dipsaci との比較研究に有用なモデル C. elegans、その生物学の新しい側面を明らかにし、生物防除のための効果的な戦略を開発することを可能にします。

最後に、Heryanto et al.39 は、昆虫に感染し、腸内の細菌との相利共生を示す昆虫発性ワームである Heterorhabditis bacteriophora と Steinernema carpocapsae を繁殖させる方法を提供します。Heryantoらはまた、生殖腺にdsRNAをマイクロインジェクションすることにより、H.バクテリオフォラのRNAiの方法も実証しています。以前の研究では、Steinernema 胚の発育が遅く、母体から接合子への移行は、Caenorhabditis40 よりも Steinernema の胚形成中に早く起こることが示されました。Heryanto et al. 39によって記述された遺伝的ツールを使用したさらなる比較研究は、これらの遠縁種における発達プログラムの進化的多様化の基礎と、寄生の進化に関する新しい洞察を明らかにすることを約束します。

このメソッドコレクションの記事は、線虫が将来の比較および機構研究に提供する強力なシステムのサンプラーを提供します。チャールズ・ダーウィンの「最も美しく、最も素晴らしい無限の形」を具現化するために、進化の過程で多様な生物学的プロセスがどのように調整されるかを理解することは非常に興味深いことです。

開示事項

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著者らは開示するものは何もない。

謝辞

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著者らは、国立衛生研究所からの資金提供を認めています(#R01GM143771および#R01HD081266)。

参考文献

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  1. Brenner, S. The genetics of Caenorhabditis elegans. Genetics. 77 (1), 71-94 (1974).
  2. Conradt, B., Wu, Y. C., Xue, D. Programmed cell death during Caenorhabditis elegans development. Genetics. 203 (4), 1533-1562 (2016).
  3. Sharma-Kishore, R., White, J. G., Southgate, E., Podbilewicz, B. Formation of the vulva in Caenorhabditis elegans: a paradigm for organogenesis. Development. 126 (4), 691-699 (1999).
  4. Gaudet, J., Mango, S. E. Regulation of organogenesis by the Caenorhabditis elegans FoxA protein PHA-4. Science. 295 (5556), 821-825 (2002).
  5. Maduro, M. F., Rothman, J. H. Making worm guts: The gene regulatory network of the Caenorhabditis elegans endoderm. Developmental Biology. 246 (1), 68-85 (2002).
  6. Kenyon, C., Chang, J., Gensch, E., Rudner, A., Tabtiang, R. A C. elegans mutant that lives twice as long as wild type. Nature. 366 (6454), 461-464 (1993).
  7. Lin, K., Hsin, H., Libina, N., Kenyon, C. Regulation of the Caenorhabditis elegans longevity protein DAF-16 by insulin/IGF-1 and germline signaling. Nature Genetics. 28 (2), 139-145 (2001).
  8. Ambros, V., Lee, R. C., Lavanway, A., Williams, P. T., Jewell, D. MicroRNAs and other tiny endogenous RNAs in C. elegans. Current Biology. 13 (10), 807-818 (2003).
  9. Lee, R. C., Ambros, V. An extensive class of small RNAs in Caenorhabditis elegans. Science. 294 (5543), 862-864 (2001).
  10. Lee, R. C., Feinbaum, R. L., Ambros, V. The C. elegans heterochronic gene lin-4 encodes small RNAs with antisense complementarity to lin-14. Cell. 75 (5), 843-854 (1993).
  11. Reinhart, B. J., et al. The 21-nucleotide let-7 RNA regulates developmental timing in Caenorhabditis elegans. Nature. 403 (6772), 901-906 (2000).
  12. Cook, S. J., et al. Whole-animal connectomes of both Caenorhabditis elegans sexes. Nature. 571 (7763), 63-71 (2019).
  13. Taylor, S. R., et al. Molecular topography of an entire nervous system. Cell. 184 (16), 4329-4347 (2021).
  14. Cao, J., et al. Comprehensive single-cell transcriptional profiling of a multicellular organism. Science. 357 (6352), 661-667 (2017).
  15. Cook, D. E., Zdraljevic, S., Roberts, J. P., Andersen, E. C. CeNDR, the Caenorhabditis elegans natural diversity resource. Nucleic Acids Research. 45, 650-657 (2017).
  16. Evans, K. S., Wijk, M. H., van McGrath, P. T., Andersen, E. C., Sterken, M. G. From QTL to gene: C. elegans facilitates discoveries of the genetic mechanisms underlying natural variation. Trends in Genetics. 37 (10), 933-947 (2021).
  17. Duveau, F., Félix, M. A. Role of pleiotropy in the evolution of a cryptic developmental variation in Caenorhabditis elegans. PLOS Biology. 10 (1), 1001230(2012).
  18. Sterken, M. G., Snoek, L. B., Kammenga, J. E., Andersen, E. C. The laboratory domestication of Caenorhabditis elegans. Trends in Genetics. 31 (5), 224-231 (2015).
  19. Andersen, E. C., et al. A powerful new quantitative genetics platform, combining Caenorhabditis elegans high-throughput fitness assays with a large collection of recombinant strains. G3: Genes|Genomes|Genetics. 5 (5), 911(2015).
  20. McGrath, P. T., et al. Quantitative mapping of a digenic behavioral trait implicates globin variation in C. elegans sensory behaviors. Neuron. 61 (5), 692-699 (2009).
  21. Zhao, Z., Boyle, T. J., Bao, Z., Murray, J. I., Mericle, B., Waterston, R. H. Comparative analysis of embryonic cell lineage between Caenorhabditis briggsae and Caenorhabditis elegans. Developmental Biology. 314 (1), 93-99 (2008).
  22. Levin, M., Hashimshony, T., Wagner, F., Yanai, I. Developmental milestones punctuate gene expression in the Caenorhabditis embryo. Developmental Cell. 22 (5), 1101-1108 (2012).
  23. Ewe, C. K., Torres Cleuren, Y. N., Rothman, J. H. Evolution and developmental system drift in the endoderm gene regulatory network of Caenorhabditis and other nematodes. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 170(2020).
  24. True, J. R., Haag, E. S. Developmental system drift and flexibility in evolutionary trajectories. Evolution and Development. 3 (2), 109-119 (2001).
  25. Kanzaki, N., et al. Biology and genome of a newly discovered sibling species of Caenorhabditis elegans. Nature Communications. 9 (1), 1-12 (2018).
  26. Tintori, S. C., Sloat, S. A., Rockman, M. V. Rapid isolation of wild nematodes by Baermann funnel. Journal of Visualized Experiments. (179), e63287(2022).
  27. Crombie, T. A., Tanny, R. E., Buchanan, C. M., Roberto, N. M., Andersen, E. C. A highly scalable approach to perform ecological surveys of selfing Caenorhabditis nematodes. Journal of Visualized Experiments. (181), e63486(2022).
  28. Andersen, E. C., Rockman, M. V. Natural genetic variation as a tool for discovery in Caenorhabditis nematodes. Genetics. 220 (1), 156(2022).
  29. Lee, D., et al. The genetic basis of natural variation in a phoretic behavior. Nature Communications. 8 (1), 1-7 (2017).
  30. Jovelin, R., Ajie, B. C., Phillips, P. C. Molecular evolution and quantitative variation for chemosensory behaviour in the nematode genus Caenorhabditis. Molecular Ecology. 12 (5), 1325-1337 (2003).
  31. Ackley, C., Washiashi, L., Krishnamurthy, R., Rothman, J. H. Large-scale Gravitaxis assay of Caenorhabditis Dauer larvae. Journal of Visualized Experiments. (183), e64062(2022).
  32. Ackley, C., et al. Parallel mechanosensory systems are required for negative gravitaxis in C. elegans. bioRxiv. , (2022).
  33. Kaletsky, R., et al. Transcriptome analysis of adult Caenorhabditis elegans cells reveals tissue-specific gene and isoform expression. PLOS Genetics. 14 (8), 1007559(2018).
  34. Woronik, A., Kiontke, K., Jallad, R. S., Herrera, R. A., Fitch, D. H. A. Laser microdissection for species-agnostic single-tissue applications. Journal of Visualized Experiments. (181), e63666(2022).
  35. Rosso, M. N., Jones, J. T., Abad, P. RNAi and functional genomics in plant parasitic nematodes. Annual Review of Phytopathology. 47, 207-232 (2009).
  36. Zheng, J., et al. The Ditylenchus destructor genome provides new insights into the evolution of plant parasitic nematodes. Proceedings. Biological Sciences. 283 (1835), 20160942(2016).
  37. Cammalleri, S. R., Knox, J., Roy, P. J. Culturing and screening the plant parasitic nematode Ditylenchus dipsaci. Journal of Visualized Experiments. (179), e63438(2022).
  38. Mimee, B., et al. The draft genome of Ditylenchus dipsaci. Journal of Nematology. 51 (1), 1-3 (2019).
  39. Heryanto, C., Ratnappan, R., O’halloran, D. M., Hawdon, J. M., Eleftherianos, I. Culturing and genetically manipulating entomopathogenic nematodes. Journal of Visualized Experiments. (181), e63885(2022).
  40. Macchietto, M., et al. Comparative transcriptomics of Steinernema and Caenorhabditis single embryos reveals orthologous gene expression convergence during late embryogenesis. Genome Biology and Evolution. 9 (10), 2681(2017).

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