腹部移植手術のトランスレーショナル研究のためのブタの挿管、中心静脈カテーテル、および動脈ライン留置

サマリー

最良の結果を得るためには、トランスレーショナルリサーチ実験を行う外科医は、挿管と血管ライン留置に習熟している必要があります。この論文では、トロント臓器保存研究所がこれらの手順を実行するために使用した技術について説明します。

要約

ブタのトランスレーショナルサージカル研究モデルは、安全な前臨床プロトコルを開発するために重要です。しかし、実験的な手術の成功は、研究チームの手術技術だけに依存しているわけではありません。挿管、中心静脈ライン、動脈ライン留置などの周術期のケアと管理手順は必要であり、良好な実験結果を得るために最も重要です。麻酔科医や外科チーム以外のスタッフが研究チームに在籍することは稀であるため、トランスレーショナルリサーチに携わる外科チームは、周術期ケアを実施するためのスキルを習得・開発する必要があります。この論文の目的は、挿管、中心静脈カテーテル、および動脈ライン留置の技術を示すことです 過去10年間にトロント臓器保存研究所で使用され、完成されました。これは、このチームまたは豚および/または腹部移植のトランスレーショナルリサーチプロトコルを実行する他のラボに参加する将来の研究者の参考として使用されます。

概要

ブタの実験モデルは、解剖学的および生理学的特性が類似しているため、ヒトの疾患の研究によく使用されます。これらのモデルは、安全な前臨床プロトコルの開発に不可欠ですが、法的および倫理的な制限も受けます¹。研究のための豚の使用は、研究プロジェクトとは無関係の麻酔合併症による動物の不必要な損失や苦しみを避けるために、可能な限り最善の条件下で行われなければなりません。

挿管、中心静脈ライン留置、動脈ライン留置などの術前の技術とスキルは、成功し再現性のある結果を達成するために不可欠です。

外科的処置のために全身麻酔を受けるすべての動物は、気道を開くために挿管する必要があり、補助換気を可能にし、気管支の誤嚥を回避します²。豚の挿管の最も一般的な位置は、背側、外側、および胸骨の横臥位^です3,4。胸骨横臥は、ヒト挿管³の訓練を受けた職員にとってより容易な傾向にあり、この研究施設ではそれがそうである。

良好な血管アクセスは、手術中および手術後の体液、薬物、およびサンプリングの投与に不可欠です。昇圧剤の使用は、虚血再灌流障害に起因する血行動態の不安定性のために、腹部移植手術中に一般的です。末梢ラインから昇圧剤を注入すると、血管収縮効果により局所組織損傷を引き起こす可能性があります⁵。中心静脈ラインの配置により、大量の液体と血管を注入することができます。私たちは、軟部組織と血管6への損傷を最小限に抑えるため、中心線の配置にガイドワイヤー支援経皮的技術を好みます。

手術中の動物の血行動態安定性が必要であり、血圧はこの目的のために最も一般的に監視されるパラメータ^である7。動脈ラインは、従来の非侵^襲的測定8よりも正確な連続的な血圧測定を可能にし、非侵襲的技術は高血圧時の値を過小評価し、低血圧^7,8の間にそれらを過大評価します。これらの実験中に血圧を正確に読み取ることは、ブタに投与する必要のある水分と昇圧剤の量を制御できるようにするための基本です。

トロント臓器保存研究所は、10年以上にわたってブタモデルを使用しており、長年にわたってこれらの手順を標準化し、優れた結果をもたらしています。同じ手順に関する他のアプローチも文献に記載されていますが、この論文の目標は、私たちの施設で長年にわたって開発され完成された技術を紹介することです。

プロトコル

本研究に用いたすべての動物は、全米医学研究会(National Society for Medical Research)が策定した「実験動物飼育の原則(Principles of Laboratory Animal Care)」およびカナダ国立衛生研究所(カナダ・オンタリオ州)が発行した「実験動物の飼育ガイド(Guide for the Care of Laboratory Animals)」に従って、人道的な飼育を受けました。すべての研究は、トロント総合研究所のアニマルケア委員会によって承認されました。この研究では、体重30〜40kgの11〜12週齢の雄ヨークシャー豚を使用しました。

1. 挿管

1. 手術の少なくとも5日前に豚を収容して、豚が環境に適応し、全体的なストレスレベルを減らすことができるようにします
2. 麻酔前に豚を6時間絶食します。
3. 解離性麻酔薬としてケタミン(20 mg / kg)、鎮静剤としてミダゾラム(0.15 mg / kg)、唾液分泌と気管支分泌を減らすためのアトロピン(0.04 mg / kg)を飼育施設で筋肉内(IM)注射してブタに麻酔をかけます。
4. 豚が少なくとも5分間眠りについたら、マスクの助けを借りてO₂ とイソフルランを5%で与えます。
5. 豚を輸送カートに移し、手術室(OR)に移します。
6. 豚を手術台の上に仰臥位に置きます。
7. 換気マスクを2 L /_minO2 および5%イソフルランで置きます。.
   注:豚が吸気力のある努力をしていることを確認してください。
8. 酸素飽和度プローブを豚の耳に置きます。
   注:プローブは、舌、尾、露爪³、唇、または鼠径部のひだに配置することもできます。
9. アシスタントに心電図電極と血圧カフの配置を依頼します。
   注:電極は、右腋窩折り、左腋窩折り、および左鼠径折りに配置されます。血圧計は、前脚または後脚に配置できます。
10. イソフルランを5%で4〜5分間の換気を行った後、顎の弛緩を確認します。
    注:抵抗が認められた場合は、イソフルランでさらに3分間、またはあごがリラックスするまで換気を続けます。.
11. アシスタントに下顎骨を上に持ち、上顎骨を下にして、舌を邪魔にならないようにするように頼みます。
12. ストレートミラーブレードを備えた喉頭鏡を正中線に挿入し、喉頭蓋を持ち上げます。
    注意: 気管内チューブを使用して軟口蓋を押し下げ、喉頭蓋が飛び出すようにします(図1)。
13. 声帯を視覚化し、リドカイン非エアロゾルスプレー(10 mg /計量用量)を2回スプレーして、挿管中のけいれんを防ぎます。.
14. 喉頭鏡を取り外し、酸素マスクを30秒間交換します。
15. 酸素マスクを取り外し、ミラーストレートブレードを正中線に挿入し、喉頭蓋を持ち上げます。.声帯の向こうに7.0mmの気管内チューブを挿入します。
    注意: 声帯の抵抗やけいれんがある場合は、手順1.13と1.14を繰り返します。
16. 気管内チューブを所定の位置に保持し、喉頭鏡とスタイレットを引き出します。
17. 気管内チューブカフを5〜8ccの空気で膨らませ、カプノメトリーセンサーに接続して、チューブが正しく配置されるようにします。
    注:適切な配置を確保するための他の方法には、胸部ドライブを探す、気管内チューブ内の結露、両側の呼吸音を聞くなどがあります。
18. 人工呼吸器の電源を入れ、毎分15〜20回の呼吸、イソフルランを2%〜2.5%、一回換気量を10〜15mL / kgの体重、最大吸気圧を18〜20 cmH₂O ^9,10,11に調整します。
19. 気管内チューブをテープで固定します。
20. 施術中の乾燥や潰瘍を防ぐために、アイローションを塗布してください。
21. 顎の緊張を評価し、それに応じてイソフルランを調整することにより、適切な麻酔を確保します。硬直した下顎筋は、麻酔の軽度を示しています³。

2. 中心静脈カテーテル留置

注:カテーテルの選択は、使用するモデルの種類によって異なります。サバイバルモデルでは、施術の最後にトンネルを通すことができるカテーテルを使用します。ターミナルモデルの場合、より単純なモデル( 材料の表を参照)が使用されます。

1. 挿管後、ブタを仰臥位にして、首の両側をヨウ素またはクロルヘキシジン溶液で消毒します。.
2. カテーテルを5〜10mLの生理食塩水で洗い流して準備し、内部に空気がないことを確認します。拡張器をカテーテルに通します。.
3. ガイドワイヤーを点検してテストし、適切な側面と機能を確認します。
   注意: ガイドワイヤーはシース内で自由に動く必要があり、欠陥やねじれがあってはなりません。変更が見られた場合は、ガイドワイヤーを交換してください。
4. ブタの首にある次の3つの目印を特定します:(1)下顎骨の尾枝、(2)頭蓋骨、および(3)上腕骨の大結節によって形成された右肩の頭蓋点⁶ （図2)。
5. 5 mL シリンジに取り付けられたファインダー針を、3 つのランドマークによって形成された三角形の中心に、皮膚から 45° の角度で挿入し、シリンジ塞栓を少し引き戻しながら尾側に向けて挿入します。
6. 頸静脈が見つかったら、ファインダー針からシリンジを取り外し、親指を針ハブに置きながら針を安定させます。ファインダー針が所定の位置に固定されていることを確認してください。
   注意: 針から来る血液が動脈性であると疑われる場合は、すぐに針を取り外し、5分間圧力をかけます。
7. ガイドワイヤーをファインダーニードルに送り込み、外頸静脈に進みます(セルディンガーのテクニック¹²)。最小限の抵抗またはまったく満たされないようにする必要があります。ファインダーニードルを取り外し、ガイドワイヤーを所定の位置に保ちます。
   注意: ECGトレースを使用して、ガイドワイヤーが深く入りすぎないようにします。心調律の変化が認められた場合は、ガイドワイヤーを少し取り外してください。
8. 11枚刃の先端を穿刺部位に挿入し、拡張器とカテーテル用の切開部(約0.5cm)を作成します。
9. ガイドワイヤーに拡張器とカテーテルを通し、皮膚と皮下組織を拡張します。所定の位置に配置されたら、拡張器をカテーテルから取り外します。
10. カテーテルの内腔から吸引して適切な流れを確保し、5〜10mLの生理食塩水で洗い流します。
11. 0シルク縫合糸でカテーテルを皮膚に縫合し、カテーテルが固定されていることを確認します¹³。

3.幹線の配置

注:動脈ラインの頸動脈配置は、心臓へのより直接的な経路を提供し、頸部の血管が大腿骨血管¹¹よりも大きいため、好ましい。好ましくは、動脈ラインは中心静脈カテーテルの反対側に、直接視下に配置する必要があります。これが不可能な場合は、静脈カテーテルと同じ側に留置することができます。

1. 焼灼ペンを使用して、気管の内側に5〜7cmの垂直切開を行います(図3)。
2. 皮下組織と、皮膚顔面筋とコリ筋の間の平面を解剖します¹¹。
3. 気管と胸骨マストイデウス筋の間の顔面を解剖して、頸動脈鞘¹¹ を局在化して開きます(図4)。
4. 鈍的解剖を使用して、総頸動脈を分離します(図5)。
5. 血管制御のために頸動脈の周りに2つの2-0シルクタイを配置し、遠位のものを結びます(図6)。
6. 直角鉗子を動脈の下に置きます。
7. アシスタントに近位タイを保持し、血管カテーテル針の先端を頸動脈に45°の角度で挿入するように依頼します。血の閃光が見られたら、針を浅い角度で少し進めてから、カテーテルを動脈にのみ進めます。
8. カテーテルを所定の位置に保持したまま針を取り外します。
9. カテーテルを動脈ラインに取り付け、吸引し、5〜10mLの生理食塩水で洗い流して、抵抗がないことを確認します。
10. カテーテルと動脈の周りにネクタイを付け、カテーテルを固定します。

4. 手術後のケア(サバイバルモデル)

1. 静脈ラインカテーテルをトンネルで固定し、ブタの首に固定します。
2. 動物が血行動態的に安定し、昇圧剤から離脱できるようになったら、動脈ラインカテーテルを取り外し、頸動脈の遠位側を結び、止血を確認します。中断のない縫合糸で傷を閉じます。
3. 豚を輸送カートに移動し、胸骨の位置に配置します。
4. イソフルランをオフにし、麻酔回復の兆候が現れるまでブタを監視します(人工呼吸器に対する動きと呼吸)。
5. 効果的な自発呼吸が認められたら、人工呼吸器の電源を切りますが、O₂ の供給は2 L / minに保ちます。
6. 10〜15分後にO₂ の電源を切ります。ブタはそれ自体で少なくとも94%の飽和を維持できるはずです。そうでない場合は、O₂ を再度オンにし、さらに5〜10分で再評価します。
7. 豚がO₂ 飽和を維持したら、豚をペンに戻します。
   注:ブタは、気管内チューブを所定の位置に付けた状態でペンに戻す必要があります。
8. 嚥下および/または咀嚼の兆候が明らかになったら(手術終了後2〜4時間後)、気管内チューブを取り外します。.
9. 豚を囲いの中で監視し、決して一人にしないでください。豚が抜管され、胸骨の位置を維持できるようになったら、放置することができます。

結果

手術中の豚のモニタリングは不可欠であり、手術中に予想される正常なパラメータを表1 ^3,14に示します。各手順を実行するために必要なおおよその所要時間を表 2 に示します。

前述のように、このラボでは過去 10 年間、これらの手順を実行してきました。この期間に、肝臓実験が595件、腎臓実験が277件、膵臓実験が100件実施されました(表3)。

過去2年間に行われた100回の膵臓実験(ブタ151匹分)を代表的な結果としてここで用いる。

2匹の動物が気道確保困難を呈し、経験豊富な獣医技術者が挿管を行う必要がありました。残りの手続きは、他の合併症なしに行われました。これは、挿管成功率が98.7%であることを意味します(表4)。

ディスカッション

すべての研究センターは、トランスレーショナルリサーチモデルのための独自のプロトコルとガイドラインを作成する必要があります。ただし、成功した結果を保証するために、いくつかの基本的なルールに従う必要があります。

まず、豚は住宅施設に到着したらすぐに身体検査を受けなければなりません。ストレスレベルを減らし、豚が輸送中に失われた体重を回復できるようにするために、手順の前に合計5〜7日間のコンディショニングが必要です³。なお、当院では研究専用の飼育ではなく、繁殖農場から来た豚を使用しており、予想通り、年間を通じて健康問題(季節性ウイルス)が発生する可能性があることに留意してください。

手術の前に、豚は6〜8時間固形食のために絶食する必要がありますが、手術の時まで水は許可されています³。また、豚は麻酔誘発性心不整脈にかかりやすいことを覚えておくことも特に重要です。麻酔導入と血管...

材料

この記事で使用された材料の一覧

名前	会社	カタログ番号	コメント
0.9% 塩化ナトリウム灌漑、USP	Baxter	JF7124	生理食塩水
血管 16 GA 1.88 、1.7 x 48 mm	BD	381157
アトロピン硫酸塩 (8 mg/20 mL - 0.4 mg/mL)	West-Ward	17733	20 mL バイアル
クック TPN シングル ルーメン キャサテル セット	クック メディカル	G08132	10 Fr ピールアウェイ イントロデューサー セット
ヒックマン 9.6 F シングル ルーメン CV キャサテル	バード	600560
喉頭鏡	ハイネ
ミダゾラム (5 mg/mL)	サンド	46237968	10 mL バイアル
ミラー ブレード 4	ハイネ		185 mm ブレード長
ナルケタン (ケタミン - 100 mg/mL)	Vetoquinal	8-00223	50 mLバイアル
鼻腔気管チューブカフ付き  内径7.0mm	Covidien	86450
犬と猫のためのOptixcare目の潤滑油	Aventix	5914304	20 g
経皮的シースイントロデューサーセット 一体型止血弁/サイドポート付き -7.5 Fr. カテーテル	Arrow	SI-09880	8.5 Fr, 10 cm, 0.035 inch dia. スプリングワイヤーガイド
ユニバーサル電気メスパッド:コードで分割	3M	9165
Valleylab ロッカースイッチ ペンシルホルスター	Covidien	E2515H
キシロカイン 10% スプレー	アストラゼネカ	73050036	リドカイン(10 mg /定量)