方法論記事

Ex Vivo(エクス・ビボ )肺力学の研究と教育のためのブタ実験モデル

2.8K 回視聴

⸱

DOI:

10.3791/64850

⸱

2024年4月19日

 ,  , 
1Faculdade de Medicina da, Universidade de São Paulo

この記事について

サマリー

我々は、教育目的で肺の力学と歯槽の動員操作のデモンストレーションのために ex vivo ブタ肺モデルを提示する。肺は1日以上(最大5日間)使用でき、肺力学変数の変化は最小限に抑えられます。

要約

機械換気は広く使用されており、理解と管理には特定の知識が必要です。この分野の医療従事者は、トレーニングや指導方法が不十分なため、不安や知識不足を感じることがあります。したがって、この記事の目的は、肺力学を研究し、教えるために、将来使用される ex vivo ブタ肺モデルを生成するための手順を概説することです。モデルを生成するために、動物研究倫理委員会のガイドラインに従って、5つのブタの肺を適切な注意を払って胸部から慎重に取り出し、気管カニューレを介して人工呼吸器に接続しました。次に、これらの肺を肺胞動員操作にかけました。呼吸力学のパラメータを記録し、この過程でビデオカメラを使用して肺のビデオを取得しました。このプロセスを5日間連続して繰り返しました。使用しないときは、肺は冷蔵保存されました。このモデルは、肺胞のリクルート操作後に毎日異なる肺力学を示しました。日々に左右されず、機動だけに左右される。したがって、 ex vivo 肺モデルは、肺の力学とその効果、さらには肺胞の動員操作について、プロセスのすべての段階での視覚的なフィードバックを通じて、より良い理解を提供できると結論付けています。

概要

人工呼吸器(MV)は、集中治療室(ICU)や手術センターで広く使用されています。そのモニタリングは、特に患者が深刻な肺損傷を患っている場合、すべての患者の非同期性を認識し、怪我を防ぐために不可欠です1,2,3,4,5,6。呼吸力学のモニタリングは、疾患の進行の臨床的理解や、呼気終末陽圧(PEEP)や肺胞動員法(ARM)の使用などの治療応用にも貢献します。ただし、これらの技術を使用するには、曲線と基本的な肺力学を熟知している必要があります3,4。

学生、研修医、医療従事者は、人工呼吸器のオンや初期調整からプラトーや運転圧力の監視まで、MV管理に不安を感じており、この不安は知識の欠如と適切な事前トレーニングに関連しています7,8,9,10。シミュレーションに参加し、肺モデルを使用した専門家は、信頼性、パラメータの理解、および肺力学の構成要素の理解度が高いと報告していることが観察されました8,11,12。

テスト肺、ベローズ、およびピストンを使用してMVを研究およびトレーニングするためのモデルは、さまざまな圧力と体積、およびさまざまな肺力学条件をシミュレートできます13,14,15。計算モデルとソフトウェアモデルは、MV11の原理を医療従事者に教えるために使用できるシミュレーションを生成することにより、心肺相互作用の研究にも貢献します16,17。

計算モデルでは肺ヒステリシスの表現が困難になるかもしれないが16、肺とベローズ13、14、15の試験モデルでは、生理学的曲線に似た圧力-体積曲線を生成し、肺動態を示すことができる。利点として、 ex vivo ブタの肺は人間と同様の解剖学的構造を示し18、MV曲線、肺ヒステリシスを生成し、肺力学分析中にアクリルボックス内の肺の視覚的フィードバックを提供します。ビジュアルモデルは重要であり、想像しにくいコンポーネントや概念を理解するのに役立ちます。したがって、 ex vivo 肺モデルは、実践的な教育方法を表しています。

陽圧と陰圧のMV19,20,21、エアロゾル分布の分析22,23、小児シミュレーション24、肺灌流25など、ex vivoブタ肺を用いた研究は、MVに関する知識を向上させることができる。陽圧と陰圧のモデルを分析した最近の研究では、陽圧換気は、陰圧圧と比較して、局所的な変形、膨張、ヒステリシス曲線の違い、および組織病変の可能性を伴う突然の動員につながる可能性があることが示されています19,20,21。それにもかかわらず、患者はMV圧力19、20、21の間に陽圧下にあるため、陽圧モデルが必要です。前臨床試験用の肺モデルの開発は、MVの教育やトレーニングなど、新しい研究や応用の可能性を開きます。

ここでは、研究とトレーニングの目的でex vivo ブタ肺モデルを紹介します。私たちの主な目的は、陽圧MV下でこの ex vivo ブタ肺モデルを生成するための手順を説明することです。将来的には、肺の力学を研究し、教えるために使用できます。

プロトコル

このプロトコルは、当機関の動物研究倫理委員会によって承認されました(プロトコル番号1610/2021)。

1.麻酔と動物の調製

  1. 最初に、動物を体重計に乗せ、体重をチェックして、処置に必要な薬と鎮静を調整します。
  2. ケタミン 5 mg/kg とミダゾラム 0.25 mg/kg を筋肉内に投与します。
  3. 20 Gの静脈カテーテルで辺縁耳静脈に穿刺し、麻酔導入のために静脈内プロポフォール(5 mg / kg)を投与します。.
  4. 心肺の抽出と灌流を支援するために、辺縁耳静脈へのアクセスに3 mLのヘパリンを静脈内投与します。.
  5. 麻酔後、6.5mm口腔カニューレ(OTC)で口腔気管挿管を行い、OTCを粘着テープで固定し、処置中のずれを避けるためにしっかりと固定したままにします。
    注:鎮静の深さは、血行動態パラメーターを監視し、平均動脈圧、心拍数、吸気/呼気イソフルラン濃度などのガス分析装置を使用してチェックされます。

2.術中の機械的換気

  1. OTCを介して動物をMVに接続し、酸素(FiO2)の吸入画分の50%で1.5%イソフルランとフェンタニル10 mcg / kgボーラス+ 10 mcg / kg / hの連続注入で鎮静を維持します。
    1. 機械式人工呼吸器の画面をタップして、容積制御換気(VCV)モードを選択し、一回換気量(TV)ボタンを選択して、一回換気量値が8 mL / kgになるまでスクロールホイールを回します。
    2. 人工呼吸器の画面をタップします。FiO2 を選択し、50%の値に達するまでスクロールホイールを回します。
    3. 人工呼吸器の画面をタップし、呼吸数(RR)を選択します。理想的な値に達するまでホイールを回して、人工呼吸器に結合されたカプノグラフィーによって測定された35〜45 mmHgのエンド期限切れCO2 を維持します。
      注:鎮静の深さは、血行動態パラメーターを監視し、平均動脈圧、心拍数、吸気/期限切れのイソフルラン濃度などのガス分析装置を使用してチェックされます。

3. 組織解剖とOTC交換

  1. 胸腔にアクセスするために、胸骨の上2 cmから胸骨の剣状突起の下2 cmまで内側胸骨切開を行います。リブリトラクターを配置し、手順中に視野を広げます。
  2. メスを使用して、輪状軟骨の高さ(最初の気管輪のすぐ近く)に水平気管切開を行い、新しい気管カニューレを導入するのに十分な幅にします。
  3. 気道の内側にあるOTCカフをしぼませ、ゆっくりと引っ張って取り外します。その間、古いOTCを除去した後、気管に作られた切開部に新しいOTCを挿入します。カフの収縮により漏れが発生する可能性があり、新しいOTCを再配置すると停止します。
  4. 20 mLのシリンジをパイロットバルーンに接続して、新しく挿入された気管チューブカフを膨らませます。シリンジは圧力下で空気を供給し、パイロットバルーンとカフを膨らませます。カフが膨らんだら、シリンジを取り外します。
  5. 新しい気管カニューレを2-0ポリエステルで気管に直接結び付けて、肺をプレキシガラスの換気ボックスに入れながら、漏れや動きを防ぎます。
  6. メスで組織を解剖し、胸部から心肺器官を取り除きます。

4.動物の安楽死

  1. イソフルラン濃度を5%に上げ、19.1%塩化カリウム10mLを投与します。続いて、バイタルサインがないことを確認します。
    注:この手順は、National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animalsに従って実施されました。

5.心肺摘出

  1. 安楽死後、呼吸靭帯を解剖して肺を切除します。
  2. 組織解剖後、吸気終了時に適切なケリー鉗子でOTCをクランプし、肺を膨らませたままにします。
  3. OTCを人工呼吸器から外しますが、クランプしたままにします。
  4. 大動脈を切片化し、吸引器を胸腔内に配置して血管外漏出した血液を除去し、解剖を終えている間は空洞の視覚化を維持し、胸腔から取り出す臓器を解放します。
    注意: 肺裂傷を避けるために、下肺靭帯を慎重に解放する必要があります。
  5. OTCをクランプした状態で胸郭から心臓と肺を分離せずに取り出し、トレイに置きます。

6.心肺の準備

  1. 肺をトレイに載せた状態で、大口径のシングルルーメンカテーテルで肺動脈をカニューレ挿入し、輸液セットに接続して、2,000 mLの冷たい0.9%生理食塩水(SS)を継続的に投与するか、大動脈から透明な液体が流れるまで投与します。
    注:SSは通常の割合で投与する必要があり、静脈内(IV)バッグを絞らないでください。.
  2. 流れをきれいにした後、大動脈を2-0ポリエステルで縫合し、さらに100 mLの0.9%SSを投与します。
  3. OTCのクランプを解除すると、肺が収縮して閉じたままになり、MVとARMを受け取る準備が整います。

7.アクリル箱の中のMV

  1. 準備が終わったら、アクリルの箱を開けて、箱の中に肺を垂直に置きます。蓋の穴にOTCを通し、気管カニューレを人工呼吸器に接続します。
    注意: 気管カニューレが気管にしっかりと固定されていることを確認してください。
  2. [ 換気の開始 ] ボタンを選択します。
    1. 機械式人工呼吸器の画面をタップし、VCV用の機械式人工呼吸器を選択します。
    2. VCVモード設定画面をタップし、TVボタンを選択し、6 mL / kgの値に達するまでホイールを回します。PEEPを5cmH2Oに、FiO2を21%に、RRを毎分15呼吸に、吸気一時停止時間を10%に調整します。

8.アーム

  1. 募集を開始するには、PEEPを5cmH2Oから6cmH2Oに増やし、次いで14cmH2Oに達するまで2cmH2Oずつ段階的に増やしていく。ホイールを回して値を増やします。
    1. 各PEEPについて、機械式人工呼吸器画面に表示されるピーク圧力、プラトー圧力、動的コンプライアンス、および気道抵抗の値を書き留めます。プラトー圧力値からその時点で調整したPEEP値を引いた駆動圧力を書き留めます。
  2. 14cmH2Oに達した後、6cmH2Oに達するまで2cmH2Oの段階的な減少でPEEPを減少させ、次いでそれを5cmH2Oに減少させる。ホイールを回して値を下げます。
    1. 各PEEPについて、機械式人工呼吸器画面に表示されるピーク圧力、プラトー圧力、動的コンプライアンス、および気道抵抗の値を書き留めます。プラトー圧力値からその時点で調整したPEEP値を引いた駆動圧力を書き留めます。
      メモ: 各 PEEP 値は、インクリメント中は 10 分間、デクリメント中は各ステップで 5 分間維持します。

9.心肺の維持

  1. リクルート段階の終わりに、吸気中に気管カニューレをクランプで静かにクランプし、肺を膨らませたままにします。アクリルボックスを開けます。
  2. アクリルの箱から肺を取り出し、ガラス容器に慎重に入れます。
    注意: 気管カニューレが気管にしっかりと固定されていることを確認してください。
  3. 500 mLの0.9%SSを注ぎます。
  4. プラスチックで包まれたガラス容器に入れて、2〜8°Cの温度で冷蔵庫に24時間保管してください。
  5. 手順 7、8、9 を 5 日間連続して繰り返します。

心肺ブロック抽出のフローチャート;肺力学の評価;保管/周囲条件。
図1:研究フローチャート。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。

結果

体重23.4〜26.9kgの雌豚5頭を使用し、心肺摘出と肺力学解析のプロトコルに従った。私たちの意図は、このモデルが、機械式人工呼吸器スクリーンから直接収集されたピーク圧力、プラトー圧、抵抗、駆動圧力、および動的コンプライアンス変数を分析することにより、肺力学の研究に役立つことです。モデルのフローチャートを 図1に示します。

肺を5日間連続して分析し、プロトコルの項目7.2、8.1、8.2、9.1、9.2、および9.3に記載されているプロセス全体を繰り返しました。我々は、肺変数が募集前と募集後にどのように振る舞うかを示し、確立された期間における ex vivo 肺モデルの耐久性を検証しようとしました。

ARM前とARM後のすべての変数について有意差(p < 0.05)が観察された。操縦後、ピーク圧力、プラトー圧(図2)、駆動圧(図3)は低下したが(p = 0.0005)、動的コンプライアンス(p = 0.0007)は増加し(図4)、開放虚脱肺胞と肺面積の増加が示された。抵抗値(図5)もリクルート後に増加した(p = 0.0348)。どの変数も、その日によって有意な影響を受けませんでした。

これらの結果から、ARMによる視覚肺力学の変化 の実証(図6) や、肺力学の研究・教育 (図7)に有効であることを示しました。また、5日以上連続して使用できるモデルであることも示しました。この期間を超えてモデルを評価しなかったため、肺モデルの最終的な耐久性は確認できません。

ピークおよびプラトー圧力グラフ、cmH2O 対日数、p=0.0005 比較、呼吸分析。
図2:圧力。 (A)ピーク圧力。ARM Ppeak導入前は2.3 cmH 2 O±21 ± 3.2〜23 cmH2Oの範囲であったが、ARM Ppeak導入後のPpeakは5つの肺で9 ± 0.6〜12.6 ± 1.4 cmH2Oの範囲であった。二元配置分散分析統計分析を使用して、有意と見なされた 0.0005 の p 値を計算しました。(B)プラトー圧。ARM Pplateau以前のPplateauは、21 ± 3.2から22 ± 2.3 cmH2Oの範囲でしたが、ARM Pplateau後のPplateauは、5つの肺で8.8±0.4から11.6±1.6 cmH2Oの範囲でした。二元配置分散分析統計分析を使用して、有意と見なされた 0.0005 の p 値を計算しました。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。

5日間の運転圧力チャート。cmH2O対日数;p値0.0005の統計データ。
図3:駆動圧力ARM前の駆動圧力は16±3.2〜17±2.3cmH2Oの範囲でしたが、ARM後の駆動圧力は3.±8〜0.4〜6.6±1.6cmH2Oの範囲でした。二元配置分散分析統計分析を使用して、有意と見なされた 0.0005 の p 値を計算しました。この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。

動的なコンプライアンスグラフ。mL/cmH2O 対日数;統計結果 p=0.0007;データ分析。
図4:動的なコンプライアンス。 ARM以前のダイナミックコンプライアンスは、2.6 mL/cmH2O±9.1±1.2〜10.2 Oの範囲でしたが、ARM後のダイナミックコンプライアンスは、5つの肺で23.6〜3.5〜43.8±±11.3 mL / cmH2Oの範囲でした。二元配置分散分析統計分析を使用して、有意と見なされた 0.0007 の p 値を計算しました。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。

5日間の抵抗変化。折れ線グラフ;ARM 測定前後の測定。p値分析。
図5:抵抗 ARM前の抵抗は1.4±1.0から7±3.2 cmH2O/L/segの範囲でしたが、ARM後の抵抗は5つの肺で2.4±0.4から6.6±5.1 cmH2O/L/segの範囲でした。二元配置分散分析統計分析を使用して、有意と見なされた 0.0348 の p 値を計算しました。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。

肺膨張の比較実験;6つのステージ。呼吸器研究;解剖学的分析。
図6:肺モデル。 (A)PEEPが5cmの肺。 (B)PEEPが6cmの肺。 (C)PEEPが8cmの肺。 (D)PEEPが10cmの肺。 (E)PEEPが12cmの肺。 (F)PEEPが14cmの肺。 この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。

体積圧曲線、呼吸数グラフ、一回換気量データを備えた人工呼吸器モニタリング画面。
図7.機械換気チャート。この図の拡大版をご覧になるには、ここをクリックしてください。

ディスカッション

記載されたプロトコルは、陽圧MV下で ex vivo ブタ肺モデルを作成するのに有用である。これは、デバイスの画面に投影された曲線と値のリクルートと分析中に肺からの視覚的なフィードバックを通じて、肺力学の研究と教育に使用できます。この結果を得るためには、胸郭の外側の肺の挙動を理解し、適応の必要性を特定するためのパイロット研究が必要である。

人工呼吸器を接続した際に可視化された胸膜内の気泡、瘻孔、病変の形成が臨界点であり、吸気されたテレビと期限切れのテレビの違いや体積曲線の変化が見られました。したがって、最初のプロトコル変更の1つは、胸部の広い外科的開口部を使用し、心肺器官の解剖中の手順の開始時に横隔膜切開を行うことでした、これは構造の視覚化を改善し、下肺靭帯の慎重な解放を助け、肺の完全性を維持します。さらに、構造を解剖した後のパイロット肺の手動膨張は、この膨張が圧力限界を超え、水疱や瘻孔の形成に寄与することを示しました。ex vivo肺を用いたいくつかの研究では、漏出にフィブリン接着剤を使用する可能性が示され、肯定的な結果が得られました。この研究ではこのアプローチを使用しませんでしたが、モデルを改善するための代替手段になる可能性があります26,27。また、パイロット研究では肺を切除して完全に収縮させ、臓器の準備からMV開始まで肺を完全に潰し続けたため、肺をMVに開くことが困難になり、瘻孔形成の可能性が高まったことも関連しています。そこで、OTCをクランプし、SSが投与されるまで解剖中は肺を膨らませたままにしておくことにしました。その後、OTCを放出し、収縮させ、肺を人工呼吸器に接続してARMを開始し、肺力学の分析を行って肺ヒステリシス曲線を実証しました。これは、麻酔された患者が無気肺を起こし、MV28、29、30、31の間も肺コンプライアンスを低下させたため、肺の動員または肺力学の分析を損なうことはありませんでした。

パイロット研究では、5cmH2Oの初期PEEPが使用され、5cmH2O刻みで25cmH2Oまで増加しました32,33。しかしながら、ピークおよびプラトー圧力は、瘻孔形成を伴い、それぞれ40および30cmH2Oを超える値に達した。したがって、2cmH2O増分の漸進的な増加は、経時的な圧力の挙動をよりよく分析し、ex vivo肺モデルにおけるPEEP限界を理解するために行われました。持続的なインフレーションと漸進的なインフレーションの間に死亡率に差はなかったが、インクリメンタルインフレーションが最も使用され、肺力学の段階的な分析を容易にすることができる34。陰圧20,21の使用に関しては、MVの患者は陽圧にさらされるため、モデルは陽圧下でのみテストされました。将来的には陰圧の使用を排除するものではありませんが、アクリルケースの変更が必要になります。

文献には、胸郭をシミュレートした密閉された箱に入れられた試験肺、ピストン、およびex vivoモデル13,14で製造されたいくつかのモデルが示されています。私たちのモデルは従来のアクリルボックスに入れられていましたが、負圧をかける可能性が低くなるにもかかわらず、モデルの製造を容易にすることができます。前臨床試験18のために作成された別のモデルは、私たちのものと似ていますが、肺は水平に配置され、私たちの肺は垂直に維持され、臓器や胸郭の支持なしに重力の作用を受けました。これらの肺は、安楽死後48時間以内の実験中に使用されました18、19、20、21、35。私たちのモデルは、実験の24時間の間、2〜8°Cの温度に保たれ、合計120時間使用され、代表的な結果のセクションに記載されている肯定的な結果を示しました。

教育とトレーニングのギャップは、この最初の瞬間には対処されませんでしたが、このモデルは肺の力学の分析に効果的であり、研究と教育のツールとして使用できます。また、灌流溶液の研究を目的としたわけではありませんが、ステップ6.1でSSを注入したのと同様に、灌流液や保存液を使用することができ、提示された同じモデルでの研究に新たな可能性が開かれました。

この技術にはいくつかの制限があります:1)肺が適切に除去されていることを確認するための動物の解剖学の知識。2)モデルは5日を超えて評価されませんでした。3)モデルは換気を教えるのに適しているように見えますが、教育の文脈でテストされていません。4)動物モデルであるため、ヒトへの適用限界を考慮することが重要です。

開示事項

著者は利益相反がないことを宣言します。

謝辞

私たちは、この ex vivo ブタ肺モデルプロトコルの構築に貢献し、サポートしてくれたすべての同僚と専門家に感謝します。

この研究には資金源がなかった。

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
0.9% 生理食塩水2500ml
麻酔器 - PrimusDrägerREF 8603800-18手術で使用される麻酔ワークステーション
胸部からの血液吸引用
ベッドサイドモニター - ライフスコープ日本光電BSM-7363手術中に使用されるマルチパラメータモニター
ボニー組織鉗子任意の組織鉗子が適しています
使い捨てスカルパー、#23任意のスカルパーが適しています
使い捨てシリンジ針、18G x 1 1/2 インチ、23G x 1インチBD302814広く利用可能な
使い捨てシリンジ、10ml広く利用可能な
電気外科ユニット-SS-501WEM切断および凝固用胸部切開
フェンタニル10 mcg/kg ボーラス + 10 mcg/kg/時間 連続注入
フィノキエット・リトラクター任意のフィノキエット・リトラクターが適している
ヘパリン3ml
輸液セットどの輸液セットも適している
イソフルラン1.5%
ケリー鉗子 湾曲任意のケリー鉗子が適しています
ケタミン5mg/kg
乳酸リンガー溶液500ml
機械換気装置 - サーボ IMaquetREF 6449701手順で使用される機械換気装置
メッツェンバウムはさみ (直線および湾曲)任意のメッツェンバウムはさみが適しています
ミダゾラム0.25mg / kg
口腔気管挿管カニューレ、#6.5ラッシュ112282広く入手可能な
プレキシガラスメイドのプレキシガラスボックス:30x45x60cm
ポリエステル縫合糸、2-0広く入手可能な
胆汁10ml、19.1%塩化カリウム。
プロポフォール5mg/kg
三方活栓広く利用可能な
静脈カテーテル、G20 x 1インチBD38183314広く入手可能
カスタムカリウム

参考文献

  1. Roberto, C., Carvalho, R., Toufen Jr, C., Franca, S. A. Mechanical Ventilation: Principles, graphic analysis and ventilation modalities. Jornal Brasileiro de Pneumologia. 33 (2), 54-55 (2007).
  2. Barbas, C. S. V., et al. Brazilian recommendations for mechanical ventilation 2013. Part I. Revista Brasileira de Terapia Intensiva. 26 (2), 89-121 (2014).
  3. Walter, J. M., Corbridge, T. C., Singer, B. D. Invasive mechanical ventilation. Southern Medical Journal. 111 (12), 746-753 (2018).
  4. Faustino, E. A. Concepts and monitoring of pulmonary mechanics in patients under ventilatory support in the intensive care unit. Revista Brasileira de Terapia Intensiva. 19 (2), 161-169 (2007).
  5. Holanda, M. A., Vasconcelos, R. S., Ferreira, J. C., Pinheiro, B. V. Patient-ventilator asynchrony. Jornal Brasileiro de Pneumologia. 44 (2), 321-333 (2018).
  6. Rezoagli, E., Laffey, J. G., Bellani, G. Monitoring lung injury severity and ventilation intensity during mechanical ventilation. Seminars in Respiratory and Critical Care Medicine. 43 (3), 346-368 (2022).
  7. Tallo, F. S. Evaluation of self-perception of mechanical ventilation knowledge among Brazilian final-year medical students, residents, and emergency physicians. Clinics. 72 (2), 65-70 (2017).
  8. Schroedl, C. J., et al. Impact of simulation-based mastery learning on resident skill managing mechanical ventilators. American Thoracic Society Scholar. 2 (1), 34-48 (2021).
  9. Wilcox, S. R., et al. Academic emergency medicine physicians' knowledge of mechanical ventilation. The Western Journal of Emergency Medicine. 17 (3), 271-279 (2016).
  10. Cox, C. E., et al. Effectiveness of medical resident education in mechanical ventilation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 167 (1), 32-38 (2003).
  11. Keegan, R., Henderson, T., Brown, G. Use of the virtual ventilator, a screen-based computer simulation, to teach the principles of mechanical ventilation. Journal of Veterinary Medical Education. 36 (4), 436-443 (2009).
  12. Spadaro, S., et al. Simulation training for residents focused on mechanical ventilation: A randomized trial using mannequin-based versus computer-based simulation. Simulation in Healthcare. 12 (6), 349-355 (2017).
  13. Chase, J. G., Yuta, T., Mulligan, K. J., Shaw, G. M., Horn, B. A novel mechanical lung model of pulmonary diseases to assist with teaching and training. BMC Pulmonary Medicine. 6 (21), 1-11 (2006).
  14. Kuebler, W. M., Mertens, M., Pries, A. R. A two-component simulation model to teach respiratory mechanics. Advances in Physiology Education. 31 (2), 218-222 (2007).
  15. Heili-Frades, S., Peces-Barba, G., Rodríguez-Nieto, M. J. Design of a lung simulator for learning lung mechanics in mechanical ventilation. Archivos de Bronconeumología. 43 (12), 674-679 (2007).
  16. Ngo, C., Dahlmanns, S., Vollmer, T., Misgeld, B., Leonhardt, S. An object-oriented computational model to study cardiopulmonary hemodynamic interactions in humans. Computer Methods and Programs in Biomedicine. 159, 167-183 (2018).
  17. Lazzari, C. D., Genuini, I., Pisanelli, D. M., D'Ambrosi, A., Fedele, F. Interactive simulator for e-Learning environments: a teaching software for health care professionals. Biomedical Engineering Online. 13 (172), 1-18 (2014).
  18. Perinel, S., et al. Development of an ex vivo human-porcine respiratory model for preclinical studies. Scientific Reports. 7, 1-6 (2017).
  19. Aboelnazar, N. S., et al. Negative pressure ventilation decreases inflammation and lung edema during normothermic ex-vivo lung perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 37 (4), 520-530 (2018).
  20. Sattari, S., et al. Introducing a custom-designed volume-pressure machine for novel measurements of whole lung organ viscoelasticity and direct comparisons between positive- and negative-pressure ventilation. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 1-12 (2020).
  21. Sattari, S., et al. Positive- and negative-pressure ventilation characterized by local and global pulmonary mechanics. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 207 (5), 577-586 (2023).
  22. Montigaud, Y., et al. Development of an ex vivo preclinical respiratory model of idiopathic pulmonary fibrosis for aerosol regional studies. Scientific Reports. 9 (1), 17949(2019).
  23. Montigaud, Y., et al. Aerosol delivery during invasive mechanical ventilation: development of a preclinical ex vivo respiratory model for aerosol regional deposition. Scientific Reports. 9 (1), 17930(2019).
  24. Montigaud, Y., et al. Development of an ex vivo respiratory pediatric model of bronchopulmonary dysplasia for aerosol deposition studies. Scientific Reports. 9 (1), 5720(2019).
  25. Buchko, M. T., et al. A low-cost perfusate alternative for ex vivo. lung perfusion. transplantation proceedings. 52 (10), 2941-2946 (2020).
  26. Kondo, N. Development of an effective method utilizing fibrin glue to repair pleural defects in an ex-vivo pig model. Journal of Cardiothoracic Surgery. 15 (1), 110(2020).
  27. Gasek, N., et al. Development of alginate and gelatin-based pleural and tracheal sealants. Acta Biomaterialia. 131, 222-235 (2021).
  28. Li, X., et al. Effects of individualized positive end-expiratory pressure combined with recruitment maneuver on intraoperative ventilation during abdominal surgery: a systematic review and network meta-analysis of randomized controlled trials. Journal of Anesthesia. 36 (2), 303-315 (2022).
  29. Hu, M. C., Yang, Y. L., Chen, T. T., Lee, C. I., Tam, K. W. T. Recruitment maneuvers to reduce pulmonary atelectasis after cardiac surgery: A meta-analysis of randomized trials. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 164 (1), 171-181 (2020).
  30. Hu, M. C., et al. Recruitment maneuvers in patients undergoing thoracic surgery: a meta-analysis. General Thoracic and Cardiovascular Surgery. 69 (12), 1553-1559 (2021).
  31. Zeng, C., Lagier, D., Lee, J. W., Melo, M. F. V. Perioperative pulmonary atelectasis: Part I. Biology and mechanisms. Anesthesiology. 136 (1), 181-205 (2022).
  32. Niman, E., et al. Lung recruitment after cardiac arrest during procurement of atelectatic donor lungs is a protective measure in lung transplantation. Journal of Thoracic Disease. 14 (8), 2802-2811 (2022).
  33. Calvo, R. N., et al. Comparison of the efficacy of two alveolar recruitment maneuvers in improving the lung mechanics and the degree of atelectasis in anesthetized healthy sheep. Research in Veterinary Science. 150 (5), 164-169 (2022).
  34. Pensier, J., et al. Effect of lung recruitment maneuver on oxygenation, physiological parameters and mortality in acute respiratory distress syndrome patients: a systematic review and meta-analysis. Intensive Care Medicine. 45 (12), 1691-1702 (2019).
  35. Mariano, C. A., Sattari, S., Quiros, K. A. M., Nelson, T. M., Eskandari, M. Examining lung mechanical strains as influenced by breathing volumes and rates using experimental digital image correlation. Respiratory Research. 23 (1), 92(2022).

再版と許可

タグ

ex vivo
Ex Vivo(エクス・ビボ )肺力学の研究と教育のためのブタ実験モデル
お問い合わせ
図書館に推薦する

プライバシー

利用規約

ポリシー

著作権 © 2026 MyJoVE Corporation. 無断転載を禁じます。