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節足動物ベクターのトランスジェニックマニピュレーション:ベクター媒介性疾患を研究するためのツール

2023年12月15日

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蚊、ダニ、サンドフライなどの血液を摂食する節足動物は、医学的に関連するいくつかの病原体を伝染させますが、その多くは十分に研究されておらず、適切な治療法がありません。したがって、病気の伝染を防ぐには、節足動物を標的にする必要があることがよくあります1。たとえば、統合ベクター管理 (IVM) は、殺虫剤などの従来のベクター制御方法を遺伝子制御などのより革新的な方法で強化することにより、その有効性を高めることを目的とした包括的なフレームワークです2。この特別コレクションは、ベクター媒介性疾患の研究と制御のために生成されている多様なトランスジェニック節足動物と、そのような遺伝子組み換え生物の開発に必要な技術的および創造的スキルに焦点を当てています。

節足動物-病原体-宿主の関係は、影響を受けるすべての種の遺伝学を形作るために長年にわたって進化します3,4,5。モデルシステムは、生物学と行動が種特異的であるため、血液摂食節足動物を研究するには通常不十分です。分子昆虫学者は、個々の種を制御された条件下で実験室で日常的に維持および研究できるように、血液の摂食と繁殖を可能にする複雑な環境を再現する必要があります。食血性節足動物の飼育には、生物学的専門知識と「熟練した個人の細心の注意」の両方が必要です6。このため、ベクター生物学が遺伝子イノベーションの最前線にあるのも不思議ではありません。

この特集号では、さまざまな属にわたるトランスジェニック節足動物の生成を取り上げていますが、このプロセスには細部への鋭い注意、生物の生物学に対する鋭い理解、そして独創的な考え方が必要であるという中心的なテーマが浮かび上がります。Louradour et al.7 は、非常に小さな卵を産む リーシュマニア 寄生虫 (すなわちサンドフライ) のベクターに胚マイクロインジェクション技術を適応させるという課題を強調しています。産みたての卵は、カバーガラス付きの顕微鏡スライド上の個々の黒色濾紙に移され、マイクロインジェクションのために慎重に並べられます。湿度レベル、準備された材料の品質、およびプロセスを実行する際の注意は、技術が成功するかどうかを決定する変数のほんの一部です。硬いダニの卵の顕微注射には、胚の厚い外部ワックス層、硬い絨毛膜、および高い楕円内圧8 という明確な一連の課題があります。Sharmaらは、ワックス層を除去し、絨毛膜を軟化させ、卵を乾燥させることによってこれらの障害を克服する肩 甲硬蜱 の手順を説明しています8。これらには、産卵する雌からジェネの器官(ワックス腺)を切除し、産卵後24時間以内に卵を収集し、次に卵を1%(w / v)塩化ナトリウム溶液に約1時間入れてからマイクロインジェクション8が含まれます。

遺伝子を編集または沈黙させる機械を蛹または成虫に注射することにより、胚性マイクロインジェクションを回避することが可能です。ベネッタらは、寄生性ジュエルスズメバチNasonia vitripennis9における2つの卵巣送達方法(受容体を介した貨物の受容体介在卵巣形質導入(ReMOTコントロール)または分岐両親媒性ペプチドカプセル(BAPC)と2つの注射戦略(フェムトジェットまたは吸引チューブのいずれか)を使用して、この技術について説明しています蛹を並べて接着剤で顕微鏡スライドに取り付けて、注射プロセスを容易にし、死亡率を減らしました9。一方、成人は氷上で麻酔をかけ、腹部注射中に鉗子で女性を支えることができるようにしました。

本号では、CRISPR/Cas9を介した遺伝子編集に加えて、部位特異的φC31リコンビナーゼやGAL4-UASなど、節足動物に用いられる他の遺伝子工学技術を取り上げます。前者は、Adolfiらによって記述され、マラリアベクターAnopheles gambiaeおよびAnopheles stephensi10における単一統合またはリコンビナーゼ媒介カセット交換のためのattB側面トランスジェニック貨物の部位特異的統合を達成する。この技術は、以前に確立されたドッキングラインへのサイト特異的挿入を可能にし、安定した遺伝系統10に必要な位置効果および下流の交配スキームを回避することにより、検証を簡素化する。もう1つの技術である二者GAL4-UASシステムは、Poultonらによって使用されており、深刻な適応コストを犠牲にしてでも、時空間的、組織特異的な方法で導入遺伝子カセットを発現するトランスジェニックAnopheles gambiaeを生成するために使用されています11。このシステムは、その柔軟性により、研究者が表現型をスクリーニングし、他の方法では不可能な遺伝子機能を推測することができます。

実際、トランスジェニック貨物は節足動物にフィットネスコストをもたらすことがよくあります。したがって、ウィリアムズらは、トランスジェニックネ ッタイシマカ の適応度コストを測定するための簡単なプロトコルを確立しました12.これらには、繁殖力、翼のサイズと形状、繁殖力、性比、生存率、発育時間、男性の寄与、および成体の寿命が含まれていました12。このような適応度測定は、研究全体で生成されたトランスジェニック蚊の健康状態を比較したり、数学モデルで導入遺伝子の固定率をモデル化したりするために使用できます。

これらの原稿の方法論の詳細は、複製を容易にするために視覚的に説明されています。さまざまな分子的および昆虫学的手法が提示されています:蛍光マーカーの蚊の蛹の性別鑑定とスクリーニング11,12;ドナーとヘルパーのφC31プラスミドミックス10を結合して精製する。成虫のジュエルスズメバチを腹腔内に注射する9;マイクロインジェクション7のためにサンドフライの卵を並べる。ダニワックス腺の除去8.この特集号で取り上げられている技術の幅広さを考えると、アマチュアと専門家の両方が、遺伝子組み換え節足動物を生成する基礎を垣間見るよう招待されています。これらの技術は、節足動物の生理学とベクターと病原体の相互作用を研究するための基礎であり、ベクター媒介性疾患を軽減する新しい戦略を開発するために不可欠です。

開示事項

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著者らは開示するものは何もない。

謝辞

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この研究は、NIH、助成金番号R01 AI130085、およびNIH学内研究プログラムの部門:AI001246によって資金提供されました。

参考文献

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  1. Luckhart, S., Lindsay, S. W., James, A. A., Scott, T. W. Reframing critical needs in vector biology and management of vector-borne disease. PLoS Neglected Tropical Diseases. 4 (2), e566(2010).
  2. Marcos-Marcos, J., et al. economic evaluation, and sustainability of integrated vector management in urban settings to prevent vector-borne diseases: a scoping review. Infectious Disease of Poverty. 7 (1), 83(2018).
  3. Titus, R. G., Ribeiro, J. M. The role of vector saliva in transmission of arthropod-borne disease. Parasitology Today. 6 (5), 157-160 (1990).
  4. Ribeiro, J. M. Blood-feeding arthropods: live syringes or invertebrate pharmacologists. Infect Agents and Disease. 4 (3), 143-152 (1995).
  5. McManus, K. F., et al. Population genetic analysis of the DARC locus (Duffy) reveals adaptation from standing variation associated with malaria resistance in humans. PLOS Genetics. 13 (3), 1006560(2017).
  6. Crampton, J. M., Beard, C. B., Louis, C. The molecular biology of insect disease vectors: a methods manual. 1, Chapman & Hall. 3-20 (1997).
  7. Louradour, I., et al. Sand Fly (Phlebotomus papatasi) embryo microinjection for CRISPR/Cas9 mutagenesis. Journal of Visualized Experiments. (165), e61924(2020).
  8. Sharma, A., Pham, M., Harrell, R. A., Nuss, A. B., Gulia-Nuss, M. Embryo injection technique for gene editing in the black-legged tick, Ixodes scapularis. Journal of Visualized Experiments. (187), e64142(2022).
  9. Benetta, E. D., Chaverra-Rodriguez, D., Rasgon, J. L., Akbari, O. S. Pupal and adult injections for RNAi and CRISPR gene editing in Nasonia vitripennis. Journal of Visualized Experiments. (166), e61892(2020).
  10. Adolfi, A., Lynd, A., Lycett, G. J., James, A. A. Site-directed φC31-mediated integration and cassette exchange in Anopheles vectors of malaria. Journal of Visualized Experiments. (168), e62146(2021).
  11. Poulton, B. C., et al. Using the GAL4-UAS system for functional genetics in Anopheles gambiae. Journal of Visualized Experiments. (170), e62131(2021).
  12. Williams, A., et al. Quantifying fitness costs in transgenic Aedes aegypti mosquitoes. Journal of Visualized Experiments. (199), e65136(2023).

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