方法論記事

植物組織からの活性光化学系I-Light Harvesting Complex Iの精製

DOI：

10.3791/65037

⸱

2023年2月3日

 , 
1School of Molecular Sciences, Arizona State University, 2Biodesign Center for Applied Structural Discovery, Arizona State University

この記事について

サマリー

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

このプロトコルは、植物組織からの光化学系I(PSI)-光収集複合体I(LHCI)の単離について説明しています。PSIは、PSIIとともに、酸素性光独立栄養生物における光の化学エネルギーへの変換に関与しており、量子効率は~1であるため、光駆動型エネルギー移動の研究のターゲットとなっています。

要約

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

この方法は、光化学系I(PSI)とそのネイティブアンテナである集光複合体I(LHCI)を植物から分離するために使用されます。PSI-LHCIは、数百種類の光収集因子と電子輸送因子を配位する大きな膜タンパク質複合体であり、自然界で最も効率的な光収集システムです。LHCIを構成する4つのLHCAアンテナタンパク質に吸収された光子は、励起子相互作用を介してPSIコア反応中心に伝達され、チラコイド膜を横切る光駆動電荷分離を促進するために使用され、光独立栄養生物の炭素固定に還元力とエネルギーを提供します。PSIの高い量子効率により、この複合体は光駆動型エネルギー伝達を研究するための優れたモデルになります。このプロトコルでは、植物組織を機械的に均質化し、葉緑体を濾過および遠心分離によってバルク細胞残骸から分離します。次に、単離された葉緑体を浸透圧で溶解し、遠心分離によってチラコイド膜を回収し、界面活性剤n-ドデシル-ベータ-マルトシドを使用して可溶化します。可溶化した材料を陰イオン交換カラムにロードして、ほとんどのクロロフィル含有錯体を収集します。より大きな錯体を溶液から沈殿させ、少量で再懸濁し、ショ糖勾配にロードして主要なクロロフィル含有錯体を分離します。得られたショ糖勾配画分は、PSI-LHCIを含む目的のバンドを同定するために特徴付けられます。このプロトコルは、植物PSI-LHCIの結晶化に使用されるプロトコルと非常によく似ていますが、いくつかの簡略化が加えられており、Nathan Nelsonの研究室で長年にわたって開発された方法に依存しています。

概要

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酸素光合成は、地球上で最も重要な化学反応の1つです。光の化学エネルギーへの変換は、光化学系I(PSI)と光化学系II(PSII)1の2つの光化学系の反応中心で発生します(図1A)。PSIは、35億年以上前に進化した、大きくて高度に保存されたマルチサブユニット色素-タンパク質複合体です2,3。この錯体は、約100個のクロロフィル分子と約20個のカロテノイドを含み、光合成電子伝達鎖1,4,5の末端電子受容体として作用するプラストシアニンからフェレドキシンへのチラコイド膜を介した電子の移動を促進します(図1B、C).植物では、この光による電荷分離は、PSIコアアンテナ顔料と集光複合体I(LHCI)の周辺アンテナ顔料の両方からPSI反応中心に光エネルギーが伝達された結果です(図1D)。LHCIは、4つのクロロフィルa/b結合LHCAアンテナタンパク質6,7で構成されるチラコイド膜内のPSI特異的アンテナ複合体である。

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図1:光合成電子伝達鎖とPSI-LHCI複合体の全体構造 (A)光合成電子伝達鎖は、4つの主要な膜結合光合成錯体と3つの可溶性電子キャリアを含む。輸送鎖を通る電子の流れ(赤い矢印)と内腔へのプロトンポンピング(黒い矢印)は、還元力(NADPH)を生成し、炭素固定のためのATPを生成するために使用されます37,38,39,40。Biorender.com で作成。(B)植物PSI-LHCIの内腔側からの構造。PsaAとPsaBはPSIの最大のサブユニットであり、複合体の中核を構成しています。LHCIは、PSIに関連する集光アンテナ複合体であり、LHCA1-4の4つのアンテナで構成されています。(C)PSI-LHCI複合体は、150以上の配位子を配位します。ここに示されているのは、クロロフィル(緑)、カロテノイド(ピンク)、キノン(紫)、脂質(オレンジ)、および反応中心のFeSクラスター(黄色/オレンジ色)です。(D)PSIの反応中心は、P700から始まり、反応中心の特別なクロロフィルペアであるP700から始まり、2つの付属クロロフィル(A-1A / B)に続いて別のクロロフィルのペア(A0A / B)に分岐します。これらのクロロフィルの後には、各枝にフィロキノン(A1A/Bまたは一部の出版物ではQA/B)が続き、鉄-硫黄クラスターFxで結合し、続いてさらに2つのクラスターFAとFBがPsaCサブユニットによって調整されます。この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

1966年に植物からPSIが初めて単離されたことで、PSIとPSIIとの間の集光色素含有量の違いが明らかになり、PSIはPSIIに比べてβ-カロチンが非常に豊富であること、およびシトクロムfおよびb6(シトクロムb6f複合体の一部)がPSIに密接に結合していないが、チラコイド膜内で緩やかに結合していることが示された8.9年後、SDS処理による単離されたPSIの部分変性により、小さなPSIサブユニットの解離がPSIによるNADP+光還元を抑制し、P700シグナルとほとんどのクロロフィルが残りの高分子量PSI粒子内に留まることが示され、完全な生物学的機能のためのPSIの小さなサブユニットの一部の必要性とPSI反応中心の場所が特定されました9.PSIコアとLHCIとの関連に関する研究は、1980年代初頭に初めて発表され、クロロフィルAとP700の異なる比率を含む異なるサイズのPSI種の分離が観察され、PSIとクロロフィル含有周辺アンテナシステムとの関連が示唆された10,11,12,13。しかし、植物PSIの最初の結晶構造が発表されたのは2003年のことでした14。PSI-LHCIという植物の結晶構造は、PSIコアとシアノバクテリアとの間の顕著な保存性を浮き彫りにし、PSIコアとLHCIアンテナ内のクロロフィル配列を初めて示し、PSI-LHCI複合体14内のエネルギー伝達経路の理解を深めました。過去10年間で、より多くのプラントPSI-LHCI構造が決定され、超複合体15,16,17,18,19の構造記述に原子レベルの詳細が追加されました。

PSIは、量子効率が1に近いだけでなく、自然界で最も負の還元電位を誇っています20,21。PSI-LHCIとその特性を完全に理解することは、光駆動型エネルギー伝達を理解し、バイオインスパイアードソリューションを将来の光収集技術に適用するために不可欠です。PSI-LHCIとその多くのサブユニットがこのような効率的なエネルギー変換をどのように達成できるかについての理解を深めるためには、研究のために分離された錯体は活性で完全でなければなりません。このプロトコルは、この活性状態22,23における複合体の穏やかな精製を可能にする。

この方法では、植物組織を機械的に破壊し、光合成電子伝達鎖を含む葉緑体を遠心分離によって単離します。チラコイド膜は、低張性葉緑体溶解後に分離され、次いで界面活性剤n-ドデシル-β-マルトシド(β-DDM)を用いて可溶化される。可溶化クロロフィルを含む膜錯体を陰イオン交換クロマトグラフィーを用いて分離し、PSI-LHCIをスクロース勾配遠心分離を用いてさらに分離します。グラジエントから除去し、分光法とドデシル硫酸ナトリウムポリアクリルアミドゲル電気泳動(SDS-PAGE)の両方による特性評価を行った後、複合体をさらなる実験のために調製することができます。この手順は、アフィニティータグを使用せずに植物からPSI-LHCI複合体を精製するために使用されます。わずかな変更で、他の生物からの複合体の調製に適合させ、代替PSI複合体または光合成電子伝達鎖の他の複合体を安定化することができる。同様のプロトコルを使用して、高分解能構造解析23、24、25、26、27、28、29、30に適したPSI複合体を得た。

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プロトコル

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1. ホウレンソウの葉からのチラコイド膜の調製

  1. この準備では、氷の上で作業し、可能な限り光にさらされないようにしてください。高いクロロフィル濃度が維持されている場合は、低照度環境で十分です。また、サンプルをできるだけ覆うように注意を払います。特に指定がない限り、すべての遠心分離ステップを4°Cで行ってください。
  2. ほうれん草の葉(500g)から茎をハサミで取り除き、葉をブレンダーにそっと押し込み、氷冷したスクロース、トリシン、NaCl(STN)緩衝液で完全に覆います(表1)。STNバッファーで植物組織を10秒間2回(合計20秒)均質化し、パルス設定を使用して過熱を防ぐためにパルス間に10秒を残します。
    注:葉に対する緩衝液の一般的な比率は、ほうれん草の葉500gに対してSTN緩衝液1Lです。
  3. チーズクロスの層を大きな冷やしたビーカーまたはその他の容器に固定し、ブレンドされた混合物を布に注ぐことにより、8層のチーズクロスを通して細胞の破片をろ過します。ガラス棒またはスプーンを使用して、フィルター内の細胞破片を攪拌し、ライセートが流れるようにします。
  4. 細胞溶解物からペレット葉緑体を1000 x g で9分間遠心分離します。葉緑体を1Lの低張緩衝液に再懸濁します(表1)。葉緑体を再懸濁するには、緩衝液中のピペットまたはスワール葉緑体ペレットを使用し、適切なサイズのティッシュグラインダーまたは同様のホモジナイザーに移します。
    注:低張液への曝露とティッシュグラインダーでの再懸濁は、葉緑体を溶解します。
  5. 500 x g で2分間遠心分離し、デンプン(白色ペレットとして収集)を除去します。ペレット状になった緑色の物質は、ピペットまたは小さなペイントブラシを使用して上清にゆっくりと再懸濁しますが、でんぷんの再懸濁はできるだけ避けてください。溶液を12,000 x g で10分間遠心分離し、チラコイド膜をペレット化します。
  6. ペレット化されたメンブレンを、メンブレンを再懸濁するのに十分な量の高塩再懸濁バッファー(表1)で再懸濁し、ピペットまたは小さなペイントブラシを使用して再懸濁し、ステップ1.4のようにホモジナイザーを使用して均質化します。8000 x g で10分間遠心分離します。
  7. 前回と同様に、最小限の量のSTN2バッファー(表1)で再懸濁し、メンブレンを再懸濁し、UV-Vis分光光度計を使用してクロロフィル含有量を測定するのに十分な量で再懸濁します。サンプルを80%アセトン溶液で1/1000に希釈し、Porra et al.31の方法を使用して、クロロフィル濃度を測定します。
  8. STN2バッファーとアリコートを2本または3本の遠心チューブに均等に加えることにより、所望のクロロフィル濃度(通常は3 mg/mL)に調整します。葉500gからの収量はクロロフィル200mg程度と期待されていますが、出発物質の状態によるばらつきが予想されます。膜可溶化の準備ができるまで-80°Cで凍結します。この段階で凍結したメンブレンは、少なくとも6ヶ月間安定しています。

2. 膜可溶化

  1. チラコイド膜をβ-DDMで可溶化します。10% β-DDM ストックから十分な界面活性剤を添加して、β-DDM とクロロフィルの比率を 6:1 にします。氷上で30分間インキュベートします。チューブを数回ゆっくりと反転させることにより、5〜10分ごとに穏やかに混合します。
  2. 超遠心分離機を使用して120,000 x g で30分間遠心分離し、不溶性物質を除去します。ペレットを廃棄し、上清は後続のステップのために保存してください。

3. ジエチルアミノエチル(DEAE)カラムによる溶出

  1. 可溶化サンプル中の全クロロフィル 1 mg に対して 1.5 mL のベッド容量を使用して陰イオン交換カラムを調製します。カラムを調製し、4°Cで泳動します。 リングスタンドに固定されたカラムにレジンを注ぎます。レジンが沈殿するのを待ってから、水またはカラムの低塩分バッファーを添加して、カラムが乾くのを防ぎます。カラムに気泡がなく、上部が平らで水平であることを確認してください。
  2. 2カラム容量(CV)のカラム低塩バッファー(表1)を使用してカラムを洗浄し、ステップ2.2の上清をカラムにロードします。上清が列に完全にぶつかるのを待ってから、次に進みます。
  3. カラムを1CVのカラム低塩緩衝液で洗浄します。
  4. 低塩および高塩カラムバッファー(5-250 mM NaCl; 表1)合計容量6CVで調製しました(つまり、カラムベッドの容量が30 mLの場合、90 mLの低塩緩衝液と90 mLの高塩緩衝液を使用します)。
    1. 2つのビーカーに低塩と高塩の緩衝液を入れます。低塩分バッファーをカラムに滴下しながら、水で満たされたチューブを使用して高塩分バッファーと低塩分バッファーの間に塩ブリッジを作成し、それらを徐々に混合します。攪拌子を使用して、低塩分バッファーに移動する高塩分バッファーがカラムに滴下される前に混合されていることを確認します。これにより、NaClグラディエントが線形であることが保証されます。分数の収集を開始します。
  5. 4 mLの画分(約35 mgのクロロフィルで始まる一般的な実験用)を回収し、グラジエントの最後の3分の1付近で溶出する濃い緑色の画分を組み合わせます(図2A)。

4. ポリエチレングリコール(PEG)の沈殿

  1. 組み合わせたクロロフィル画分に、PEG6000をゆっくりと加えて最終濃度を8%にします。PEG濃度は少し異なる場合があります。8%に達しても降水量が見られない場合は、降水量が見られるまでPEG濃度を2%刻みで増やします(溶液は曇ります)。
  2. 3,214 x g で5分間遠心分離します。上清を完全に捨てます。すべての残留PEGを完全に除去することは、次のステップで良好な可溶化を達成するために不可欠です。緑色の沈殿物を2〜5 mLのポストカラム再懸濁バッファーに再懸濁します(表1)。
  3. チラコイドのPEGが完全に洗浄されたことを確認するには、再懸濁した材料の少量アリコートをベンチトップ遠心分離機で18,407 x g 、4°Cで5分間回転させ、材料が可溶性であることを確認します。この段階では小さな緑色の沈殿物が許容されますが、すべてではないにしても、ほとんどのクロロフィルが溶液中に残るべきです。可溶性画分を保持します。

5. ショ糖勾配の調製

  1. ショ糖勾配緩衝液を用いて、5層(10%、15%、20%、25%、30%層)で10%〜30%の不連続なショ糖勾配を調製します(表1)。ショ糖の勾配を組み立てるには、ポリアロマー遠心チューブ内でショ糖画分を30%層から10%層まで慎重に重ねます。チューブの上部にサンプルの必要なボリュームをロードするのに十分なヘッドスペースがあるように、すべてのレイヤーのボリュームを調整します。
  2. ステップ4.2の可溶性材料からサンプルをショ糖勾配にロードします。170 μgのクロロフィルを1つのチューブに、420 μgのクロロフィルを別のチューブに十分なサンプルをロードして、各バンドの均質性を評価するための異なる濃度のグラジエントを取得します(図3A)。
    注:添加するサンプルの量は任意ですが、通常は約150〜500μgのクロロフィルの範囲が適切です。
  3. グラジエントを100,000 x g で16時間遠心分離し、サンプル内の異なる複合体を分離します。

6. ショ糖画分とPEG沈殿物の除去

  1. 遠心分離後、ローターから勾配を取り除き、デジタルカメラまたは携帯電話を使用してチューブの写真を撮ります。下部のチューブに針を刺し、内容物をゆっくりと排出して、フラクションを分離します。遠心分離チューブにさまざまなクロロフィル含有画分を回収します。
    注:サンプルは、必要に応じてその後の分析のために分注および凍結することができます。
  2. 一部のアプリケーションでは、スクロースの除去が望ましいです。スクロースを除去するには、PEG沈殿(またはゲルろ過)の2番目のステップを使用します。PSI-LHCI画分のNaCl濃度を120 mMに調整し、最終濃度を10%にPEG6000を加えます。
  3. ベンチトップ遠心分離機でサンプルを18,407 x g 、4°C、5分間遠心分離します。グリーンペレットを30 mM Tricine-NaOH pH 8.0、50 mM NaCl、および0.05% β-DDMに再懸濁します。
  4. ベンチトップ遠心分離機でサンプルを18,407 x g 、4°Cで5分間遠心分離し、すべての材料が溶液中に残っていることを確認します。

7. PSIのP700含有量の測定

注:この方法は、PSIを迅速にアッセイするために使用できます。

  1. サンプルをOD680 1〜1.5に希釈し、暗所で10 mMアスコルビン酸と1時間インキュベートして、P700を完全に低減します。
  2. UV-Vis分光計を使用してサンプルの吸収スペクトルを測定します。P700含有量をアッセイするために、0.50 nmのデータ間隔と60 nm/minのスキャン速度で、わずか650 nmから750 nmまでの吸光度を測定します。
  3. サンプルを明るい光(350 μmols photons/m2/s)にさらし、露光中にスペクトルを再度測定します。
  4. 光スペクトルからダークスペクトルを差し引くと、植物で約702nmのP700の漂白が観察されます。
  5. 700 nmでの吸収と64/mM/cmの吸光係数を使用して、P700含有量を決定します(Hiyama and Ke 32,33,34)。
  6. Porra et al.31に記載されている方法を使用して、総クロロフィル量(クロロフィルAおよびクロロフィルB)を測定します。これらの濃度を使用して、クロロフィルとP700の比率を決定します。

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結果

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このプロトコルは、植物組織から活性PSI-LHCIを3日間にわたって単離し、特性評価するために使用されます。PSI-LHCIは、最初に植物チラコイド膜を単離し、次にβ-DDMで可溶化することによって精製されます。膜調製段階からの典型的な収量は、500gの葉から200mgのクロロフィルです。これは、最初に使用する材料によって異なる場合があります。

実験の2日目と3日目は、陰イオン交換クロマトグラフィーとショ糖勾配遠心分離を使用して、チラコイド膜内のさまざまなタンパク質複合体を分離します。可溶化および超遠心分離後、小さな暗い不溶性ペレットが正常であり、通常、クロロフィルの80%以上が溶液中に残ります。

DEAEカラムへのクロロフィル含有複合体の結合はほぼ完了しており、通常、カラム洗浄ステップの完了後、カラムの約50〜70%が目に見えて緑色になります。NaCl勾配のフロースルーと初期の画分は、カロテノイドの存在により橙色/黄色に透明です(図2)。このカラムの溶出プロファイル...

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ディスカッション

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このプロトコルを使用して、植物組織からのPSI-LHCI複合体を活性状態で精製できます。ここではほうれん草の葉が使用されましたが、これらの方法はさまざまな植物からの調製物に適用できます23,40。いずれの場合も、このプロトコルを実行する際には、複合体を損傷から保護するように注意する必要があります。この調製は、暗所または緑色のライトの下で、事前に冷却したバッファーを使用した氷上で行い、すべての再懸濁ステップを穏やかに実行する必要があります。

チラコイド単離中、効率的で慎重な遠心分離および再懸濁ステップは、濃縮された膜と破壊されない複合体を得るために重要です。デンプン除去中に、少量の緑色材料が同時にペレット化され、デンプン顆粒が後続のステップで繰り返しペレット化されることは珍しくありません。緑色の膜は、柔らかいペイントブラシとホモジナイザーの穏やかな塗布を使用して、不溶性デンプンから穏やかに懸濁すること...

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開示事項

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著者には、開示すべき利益相反はありません。

謝辞

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Y.M.は、全米科学財団(National Science Foundation)が第2034021号に、米国エネルギー省、科学局、基礎エネルギー科学局、化学科学・地球科学・生物科学部門が第1号に授与されたことに感謝します。DE-SC0022956。CGは、全米科学財団の賞第00036806号でサポートされています。

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材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
15 mL ファルコン チューブVWR62406-200チラコイドの保管に使用
バイオ ラッド エコノ カラム 1.5 X 30 cmバイオラッド7374153
チーズクロス グレード 50、綿 100%アークライト LLCB07D1FZZMBアマゾン
ガラス ロッドミリポア シグマBR135825同様のロッドで十分です
ロー プロファイル 64 オンス バイタミックス ブレンダーVitamix
NaClSigma-AldrichS7653
オープントップ ポリアロマー遠心分離チューブSeton Scientific5030
Optima XE 超遠心分離機beckman coulterA94471
ポリエチレングリコール 6,000Hampton ResearchHR2-533
Potter-Elvehjen ティッシュグラインダー、30 ml.WHEATON358049
SucroseSigma-AldrichS7903
SW 40 Tibeckman Coulter331301
TOYOPEARL DEAE-650CTosoh Bioscience7988
TricineSigma-AldrichT0377
β-DDMGlycon - Biochemicals GmbHD97002-20 °Cで10%の在庫として保管。ハ

参考文献

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  1. Nelson, N., Junge, W. Structure and energy transfer in photosystems of oxygenic photosynthesis. Annual Review of Biochemistry. 84, 659-683 (2015).
  2. Fischer, W. W., Hemp, J., Johnson, J. E. Evolution of oxygenic photosynthesis. Annual Review of Earth and Planetary Sciences. 44 (1), 647-683 (2016).
  3. Yoon, H. S., Hackett, J. D., Ciniglia, C., Pinto, G., Bhattacharya, D. A molecular timeline for the origin of photosynthetic eukaryotes. Molecular Biology and Evolution. 21 (5), 809-818 (2004).
  4. Busch, A., Hippler, M. The structure and function of eukaryotic photosystem i. Biochimica et Biophysica Acta - Bioenergetics. 1807 (8), 864-877 (2011).
  5. Rochaix, J. D. Regulation of photosynthetic electron transport. Biochimica et Biophysica Acta - Bioenergetics. 1807 (3), 375-383 (2011).
  6. Croce, R., Morosinotto, T., Castelletti, S., Breton, J., Bassi, R. The Lhca antenna complexes of higher plants photosystem I. Biochimica et Biophysica Acta-Bioenergetics. 1556 (1), 29-40 (2002).
  7. Croce, R., Van Amerongen, H. Light-harvesting in photosystem I. Photosynthesis Research. 116 (2-3), 153-166 (2013).
  8. Anderson, J. M., Boardman, N. K. Fractionation of the photochemical systems of photosynthesis I. Chlorophyll contents and photochemical activities of particles isolated from spinach chloroplasts. Bibliotek for Laeger. 112 (3), 403-421 (1966).
  9. Bengis, C., Nelson, N. Purification and properties of the photosystem I reaction center from chloroplasts. Journal of Biological Chemistry. 250 (8), 2783(1975).
  10. Lam, E., Ortiz, W., Malkin, R. Chlorophyll a/b proteins of Photosystem I. FEBS Letters. 168 (1), 10-14 (1984).
  11. Kuang, T. Y., Argyroudi-Akoyunoglou, J. H., Nakatani, H. Y., Watson, J., Arntzen, C. J. The origin of the long-wavelength fluorescence emission band (77°K) from photosystem I. Archives of Biochemistry and Biophysics. 235 (2), 618-627 (1984).
  12. Mullet, J. E., Burke, J. J., Arntzen, C. J. A developmental study of Photosystem I peripheral chlorophyll proteins. Plant Physiology. 65 (5), 823-827 (1980).
  13. Mullet, J. E., Burke, J. J., Arntzen, C. J. Chlorophyll a/b proteins of Photosystem I. Plant Physiology. 65 (5), 814-822 (1980).
  14. Ben-Shem, A., Frolow, F., Nelson, N. Crystal structure of plant photosystem I. Nature. 426 (6967), 630-635 (2003).
  15. Mazor, Y., Borovikova, A., Nelson, N. The structure of plant photosystem I super-complex at 2.8 A resolution. eLife. 4, 07433(2015).
  16. Qin, X., Suga, M., Kuang, T., Shen, J. R. Photosynthesis. Structural basis for energy transfer pathways in the plant PSI-LHCI supercomplex. Science. 348 (6238), New York, N.Y. 989-995 (2015).
  17. Mazor, Y., Borovikova, A., Caspy, I., Nelson, N. Structure of the plant photosystem I supercomplex at 2.6 resolution. Nature Plants. 3, 17014(2017).
  18. Pan, X., et al. Structure of the maize photosystem I supercomplex with light-harvesting complexes I and II. Science. 360 (6393), New York, N.Y. 1109-1113 (2018).
  19. Wang, J., et al. Structure of plant photosystem I−light harvesting complex I supercomplex at 2.4 Å resolution. Journal of Integrative Plant Biology. 63 (7), 1367-1381 (2021).
  20. Jensen, P. E., et al. function, and regulation of plant photosystem I. Biochimica et Biophysica Acta - Bioenergetics. 1767 (5), 335-352 (2007).
  21. Nelson, N. Plant photosystem I - The most efficient nano-photochemical machine. Journal of Nanoscience and Nanotechnology. 9 (3), 1709-1713 (2009).
  22. Amunts, A., Toporik, H., Borovikova, A., Nelson, N. Structure determination and improved model of plant photosystem I. Journal of Biological Chemistry. 285 (5), 3478-3486 (2010).
  23. Gorski, C., et al. The structure of the Physcomitrium patens photosystem I reveals a unique Lhca2 paralogue replacing Lhca4. Nature Plants. 8 (3), 307-316 (2022).
  24. Perez-Boerema, A., et al. Structure of a minimal photosystem I from the green alga Dunaliella salina. Nature Plants. 6 (3), 321-327 (2020).
  25. Toporik, H., et al. The structure of a red-shifted photosystem I reveals a red site in the core antenna. Nature Communications. 11 (1), 5279(2020).
  26. Toporik, H., Li, J., Williams, D., Chiu, P. L., Mazor, Y. The structure of the stress-induced photosystem I-IsiA antenna supercomplex. Nature Structural and Molecular Biology. 26 (6), 443-449 (2019).
  27. Caspy, I., et al. Structure and energy transfer pathways of the Dunaliella Salina photosystem I supercomplex. Biochimica et Biophysica Acta - Bioenergetics. 1861 (10), 148253(2020).
  28. Naschberger, A., et al. Algal photosystem I dimer and high resolution model of PSI:plastocyanin complex. Nature Plants. 8 (10), 1191-1201 (2022).
  29. Furukawa, R., et al. Formation of a PSI-PSII megacomplex containing LHCSR and PsbS in the moss Physcomitrella patens. Journal of Plant Research. 132 (6), 867-880 (2019).
  30. Gisriel, C. J., et al. High-resolution cryo-electron microscopy structure of photosystem II from the mesophilic cyanobacterium, Synechocystis sp. PCC 6803. Proceedings of the National Academy of Sciences. 119 (1), 2116765118(2021).
  31. Porra, R. J., Thompson, W. A., Kriedemann, P. E. Determination of accurate extinction coefficients and simultaneous equations for assaying chlorophylls a and b extracted with four different solvents: verification of the concentration of chlorophyll standards by atomic absorption spectroscopy. Biochemica et Biophysica Acta. 12 (2), 103-107 (2004).
  32. Bassi, R., Simpson, D. Chlorophyll-protein complexes of barley photosystem I. European Journal of Biochemistry. 163 (2), 221-230 (1987).
  33. Hiyama, T., Ke, B. Difference spectra and excitation coefficients of P700. Biochimica et Biophysica Acta. 267 (459), 160-171 (1972).
  34. Anderson, J. M. P-700 content and polypeptide profile of chlorophyll-protein complexes of spinach and barley thylakoids. Biochimica et Biophysica Acta. 591 (1), 113-126 (1980).
  35. Caspy, I., et al. Dimeric and high-resolution structures of Chlamydomonas Photosystem I from a temperature-sensitive Photosystem II mutant. Communications Biology. 4 (1), 1-10 (2021).
  36. Caffarri, S., Kouřil, R., Kereïche, S., Boekema, E. J., Croce, R. Functional architecture of higher plant photosystem II supercomplexes. EMBO Journal. 28 (19), 3052-3063 (2009).
  37. Su, X., et al. Structure and assembly mechanism of plant C2S2M2-type PSII-LHCII supercomplex. Science. 357 (6353), 815-820 (2017).
  38. Malone, L. A., et al. Cryo-EM structure of the spinach cytochrome b 6 f at 3.6 Å resolution. Nature. 575 (7783), 535-539 (2019).
  39. Guo, H., Rubinstein, J. L. Structure of ATP synthase under strain during catalysis. Nature Communications. 13 (1), 2-10 (2022).
  40. Mazor, Y., Borovikova, A., Caspy, I., Nelson, N. Structure of the plant photosystem I supercomplex at 2.6 Å resolution. Nature Plants. 3, 17014(2017).

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