方法論記事

ポリオールベース技術を用いた化粧品用途向けのフェノール化合物および酸化防止剤のマイクロ波支援抽出

DOI：

10.3791/67033

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2024年8月23日

 ,  ,  , 
1School of Cosmetic Science, Mae Fah Laung University, 2College of Public Health Sciences, Chulalongkorn University

この記事について

サマリー

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

このプロトコルは、フェノール化合物と天然酸化防止剤を抽出するためのポリオールベースのマイクロ波支援抽出法の利用を詳述しており、すぐに使用できる抽出物の開発に対する実用的で環境的に持続可能なアプローチを表しています。

要約

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ポリオールは、植物原料から生理活性化合物を抽出するためのグリーン溶媒として、その安全性と植物生理活性化学物質との不活性な挙動から注目されています。この研究では、グリセリン、プロピレングリコール(PG)、ブチレングリコール(BG)、メチルプロパンジオール(MPD)、イソペンチルジオール(IPD)、ペンチレングリコール、1,2-ヘキサンジオール、ヘキシレングリコール(HG))などのポリオールベースの溶媒を用いたマイクロ波支援抽出法を使用して、コーヒーシルバースキンからフェノール化合物と天然抗酸化物質を持続的に抽出する方法を調査しています。総フェノール含有量(TPC)、総フラボノイド含有量(TFC)、1,1-ジフェニル-2-ピクリルヒドラジルラジカル捕捉アッセイ(DPPH)、2,2′-アジノ-ビス(-3-エチルベンゾチアゾリン-6-スルホン酸)ラジカル捕捉アッセイ(ABTS)、鉄還元酸化防止パワーアッセイ(FRAP)などの抗酸化活性活性などのパラメーターを含む、MAEの生理活性化合物への影響に焦点を当てて、従来型および非従来型の溶媒抽出について比較分析を行いました。最も高い値は、水性 1,2-ヘキサンジオール抽出による TPC(52.0 ± 3.0 mg GAE/g サンプル)、水性 1,2-ヘキサンジオール抽出による TFC(20.0 ± 1.7 mg QE/g サンプル)、DPPH 水性 HG 抽出(13.6 ± 0.3 mg TE/g サンプル)、ABTS 水性ペンチレングリコール抽出(8.2 ± 0.1 mg TE/g サンプル)、FRAP 水性 (21.1 ± 1.3 mg Fe (II) E/g サンプル) で観察されました。この研究は、天然植物成分による環境に優しい抽出技術を推進し、危険な化学物質の使用を最小限に抑えながら時間とエネルギー消費を削減することで持続可能性を促進し、化粧品への応用の可能性を秘めています。

概要

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

今日、美容業界では環境意識への世界的な傾向があり、メーカーは持続可能な代替品を使用して植物成分を抽出するためのグリーンテクノロジーに焦点を当てるようになりました1。通常、エタノール、メタノール、ヘキサンなどの従来の溶媒は、植物フェノール成分と天然抗酸化物質を抽出するために使用されます2。それにもかかわらず、植物抽出物中の溶媒残留物の存在は、人間の健康に潜在的なリスクをもたらし、特に化粧品への意図された用途に関して、皮膚や眼の炎症を誘発します3。その結果、抽出物からこのような溶媒残留物を除去することは困難であり、このプロセスには時間、エネルギー、および人的資源に多大な投資が必要です4。近年、過熱水、イオン液体、深部共晶溶媒、およびバイオ由来溶媒が、グリーン溶媒抽出の有望なアプローチとして浮上しています5。しかし、水系プロセスでの製品分離により、その使用は依然として制限されています。これらの課題に対処するために、すぐに使用できる抽出物の開発が実行可能な解決策として浮上しています6。

ポリオールは、その優れた極性と環境からの水分を保持する能力があるため、保湿剤として化粧品の配合物によく使用されます7。さらに、グリセリン、プロピレングリコール、ブチレングリコール、メチルプロパンジオール、イソペンチルジオール、ペンチレングリコール、1,2-ヘキサンジオール、ヘキシレングリコールなどのポリオールを植物抽出に利用できます。それらは、植物抽出8に使用するための無毒で、生分解性で、環境にやさしく、非反応性で、安全な溶媒と考えられています。さらに、ポリオールは沸点と極性が高いため、マイクロ波支援抽出(MAE)中に発生する熱に耐えることができます9。これらのポリオールは、米国食品医薬品局(FDA)によって一般に安全(GRAS)化学物質として認められています。エタノールやメタノールなどの従来の溶媒とは異なり、ポリオールは、その潜在的に有害な影響のために抽出物からの厳密な除去を必要とする場合があり、溶媒除去プロセスに関連するエネルギー、時間、およびコストを最小限に抑えるという利点を提供する10。これにより、抽出プロセスが合理化されるだけでなく、抽出方法の全体的な効率と持続可能性も向上します。これまでの研究では、 Camellia sinensis の花10 およびコーヒーパルプ11からの生理活性化合物の抽出において、プロピレングリコールやブチレングリコールなどのポリオールを溶媒として使用しており、植物抽出プロセスにおける持続可能な代替溶媒としての役割に大きな可能性が明らかになっている。したがって、ポリオール-水溶媒システムの継続的な開発と最適化は、グリーンケミストリーと持続可能な産業慣行の大幅な進歩の可能性を秘めています。

一般に、植物に見られる生理活性化合物は二次代謝産物として合成されます。これらの化合物は、テルペンとテルペノイド、アルカロイド、およびフェノール化合物の3つの主要なグループに分類できます12。植物から特定の生理活性化合物を単離するために、さまざまな抽出方法がさまざまな条件下で利用されます。植物材料からの生理活性化合物は、従来の技術または非従来の技術のいずれかを使用して抽出できます。従来の方法には、浸軟、還流抽出、および水蒸留が含まれますが、非従来型の方法は、超音波支援抽出、酵素支援抽出、マイクロ波支援抽出(MAE)、パルス電界支援抽出、超臨界流体抽出、および加圧液体抽出13で構成されます。これらの従来とは異なる方法は、より安全な溶剤と助剤を利用し、エネルギー効率を改善し、生物活性成分の劣化を防ぎ、環境汚染を減らすことにより、安全性を高めるように設計されています14。

さらに、MAEは、植物から生理活性化合物を抽出するための洗練されたグリーンテクノロジーの1つです。従来の抽出手順では、かなりの時間、エネルギー、および高温が必要であり、時間の経過とともに熱に敏感な生理活性化合物を劣化させる可能性があります13。従来の熱抽出とは対照的に、MAEは、サンプル内に局所的な加熱を発生させ、細胞構造を破壊し、物質移動を促進することにより、生理活性化合物の抽出を促進し、それによって化合物抽出の効率を高めます。熱は、植物成分13内の水分子に作用するマイクロ波によって植物細胞内部から伝達される。さらに、MAEは、活性化合物の抽出と分離を改善し、製品の収率を高め、抽出効率を高め、必要な化学物質を減らし、生理活性化合物の破壊を防ぎながら時間とエネルギーを節約するために進歩しました15。

この研究では、さまざまな種類のポリオールを溶媒として使用したマイクロ波支援抽出(MAE)による植物フェノール化合物と天然抗酸化物質の抽出に焦点を当てています。ポリオールベースのMAE抽出物の総フェノール含有量(TPC)、総フラボノイド含有量(TFC)、および抗酸化活性(DPPH、ABTS、FRAP)が決定されます。さらに、ポリオールベースのMAEは、水やエタノールなどの従来の溶媒を使用してMAEと比較されます。この研究は、化粧品業界での潜在的な用途のために、有害化学物質への依存を減らし、処理時間を短縮し、原材料生産におけるエネルギー消費を最小限に抑えることにより、持続可能性を促進し、天然成分の環境的に持続可能な抽出技術の開発に貢献することが期待されています。

プロトコル

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

本試験で使用した試薬および装置の詳細は、 材料表に記載されています。

1. 実験の準備

  1. 植物サンプル調製
    1. 淹れたてのコーヒーシルバースキン(Coffea arabica)を集め、トレイドライヤーで60°Cで72時間11分乾燥させます。
    2. 乾燥したコーヒーシルバースキン(CS)をグラインダーを使用して微粉末に挽き、さらなる分析のために室温で保存します11。
      注:この研究では、新鮮なCS(C.arabica)がタイのチェンライにあるメースアイ地区のバーンドイチャンから収集されました。CSは、籾摺り加工中に得られる副産物で、サクランボが外側の果実層16を除去するために加工された後、乾燥コーヒー豆から羊皮紙層を除去する。
  2. 化学薬品
    1. 実験の溶媒を除き、分析グレードの品質の化学試薬を使用してください。
      注:実験では化粧品グレードの溶媒を使用しました。
    2. MAEによるCSの抽出には、溶媒(水、エタノール、グリセリン、プロピレングリコール、ブチレングリコール、ヘキシレングリコール、イソペンチルジオール、1-2ヘキサンジオール、ペンチレングリコール、メチルプロパンジオール)を使用してください。

2.抽出プロセス

  1. サンプルと溶媒の調製
    1. MAE手順用のサンプルと溶媒を、以前に報告されたプロトコル9 に従って調製し、いくつかの変更を加えます。
    2. 各溶媒を60 mLを蒸留水で希釈し、容量を100 mLに調整して三重抽出することにより、各溶媒を60%濃度で調製します。
      注意: 水の抽出には100%蒸留水を使用してください。
    3. 0.67 g の CS を秤量し、各抽出溶媒 20 mL と 1:30 の比率で MAE の反応容器 (図 1A) で混合します。
      注:各容器の最大固液量は、2 gのサンプルと20 mLの溶媒です。
    4. 各容器にマグネチックスターラーバーを追加して、サンプル内の熱と溶媒が均一に分布するようにすることで、抽出プロセスの効率を高め、抽出収率を向上させます。
      注:抽出プロセスに非極性溶媒を適用する場合は、マグネチックスターラーバーの代わりにテフロンスターラーバーを使用して、マイクロ波システムを介して効果的な加熱を提供できます。
    5. 各容器を特別な工具(図2)でしっかりと閉じ、すべての容器をMAEチャンバーに入れます(図1B)。
  2. マイクロ波支援抽出装置と手順のセットアップ
    1. いくつかの変更を加えた参照プロトコルに従って抽出手順を実行する9。
    2. モニター画面を開き、トップバーの ツールボックス アイコンをクリックし、アクセサリセクションで SK eTローター を選択してメソッドを設定します(図3A、B)。
    3. スター ラー セクションをクリックして 20% と入力し、スターラーバーの攪拌速度を選択します(図4A)。
      注:攪拌速度は0%から100%まで選択できます。
    4. ドアロックセクターをクリックし、80°Cを超える温度でアクティブになるように設定します(図4B)。
      注:この設定により、内部温度が80°Cを超えたときにチャンバードアが自動的に閉じられます。
    5. トップバー(図5A)のテーブルアイコンをクリックし、温度勾配(T1)を抽出時間を10分、マイクロ波電力を1800W、温度を120°Cに設定します。
    6. 緑色のライトが表示されるまで スターラー ボタンをクリックして、スターラーをアクティブにします。
    7. ブロワーファンの速度をレベル3(最大)に設定します(図5B)。
    8. 抽出時間を保持するには、抽出時間を15分、マイクロ波電力を1800W、温度を120°Cに設定して、目的の抽出温度(T2)を選択します。
    9. セクション2.2.6および2.2.7に記載されているように、スターラーとファンの速度を設定します(図5A、B)。
      注:最大温度とマイクロ波電力は260°Cと1800Wです。
    10. 画面の左下隅にある 冷却 ボタンをクリックし、 10分間 の時間を選択して、冷却時間を設定します(図6)。
    11. 画面の右上隅にある 保存 アイコンをクリックして、メソッドを保存します(図7A)。
    12. メソッド条件を保存した後、抽出条件グラフが右下隅の再生ボタンで画面に表示されることを確認します(図7B)。
    13. 使用する容器の数を選択して、抽出プロセスを開始します(図7C)。
      注:1回の抽出で最大15個の容器を使用でき、必要な数の容器を使用する場合は、チャンバー内の容器をバランスよく配置してください。
    14. 抽出後、抽出物を4°C、9072 x gで、冷蔵遠心分離機を使用して15分間遠心分離します。
    15. 上清を10 mLのガラス製ピペット(図8)で収集し、-20°Cで冷凍庫に保存してさらに研究します。
      注:植物残渣の粒子サイズと密度に応じて、抽出物はより長い遠心分離時間(20〜30分)を必要とします。

3. フェノール化合物の定量

  1. 総フェノール含有量の測定
    1. CS抽出物の総フェノール含有量を、いくつかの修飾を含むプロトコルを参照することにより決定する17。
    2. 蒸留水で希釈して、サンプルを10倍希釈して調製します。
    3. 希釈したサンプル10 μLを希釈したFolin-Ciocalteu試薬20 μLと混合し、3分間反応させます。
    4. 次に、100μLの7.5%Na2CO3 溶液を96ウェルプレートの各ウェルの混合物に加えます。
    5. 没食子酸の標準濃度範囲( 表1 および 表2を参照)に対して、蒸留水で希釈することにより、異なる濃度を調製します。
    6. これらを20 μLのFolin-Ciocalteu試薬と混合し、3分間反応させます。
    7. 次に、100μLの7.5%Na2CO3 溶液を96ウェルプレートの各ウェルの混合物に加えます。
    8. 反応を室温の暗所で30分間インキュベートします。
    9. マイクロプレートリーダーを使用して、765 nmでの反応溶液の吸光度を測定します(図9A)。
    10. 765 nm での標準試料と吸光度の濃度を使用して、標準試料の検量線をプロットします(図 10A)。
    11. 結果をサンプルの g あたりの没食子酸当量(GAE)の mg として表し、次の式18 を使用して計算します。
      注:サンプル1gあたりの没食子酸当量(GAE)のmg=[((A765-c )/ m))(没食子酸換算μg×反応ウェルの総容量(mL)x乾燥サンプルの希釈×重量(1g)x抽出物の結果容量(mL)]/[(各ウェルに添加されたサンプルの量(mL)x乾燥サンプルの実際の重量(g)×μgからmg(1000)への変換係数]
      ここで、c = y 切片、m = 傾き
  2. 総フラボノイド含有量の決定
    1. いくつかの変更を加えたプロトコルに従って、CS抽出物の総フラボノイド含有量を決定する17。
    2. 蒸留水で希釈することにより、サンプルを5倍希釈して調製します。
    3. 希釈したサンプル50 μLを5% NaNO2 15 μLに加え、暗所で5分間インキュベートします。
    4. 10% AlCl3 溶液15 μLを反応液と混合し、室温で6分間保存します。
    5. 次に、100 μLの1 M NaOH溶液を反応液に加え、さらに10分間インキュベートします。
    6. 510 nmでの混合物の吸光度を測定します(図9B)。
    7. ケルセチン標準液(表3および表4を参照)を15 μLの5% NaNO2に添加し、暗所で5分間インキュベートすることにより、異なる濃度のケルセチン標準液を調製します(表3および表4を参照)。
    8. 15 μLの10% AlCl3 溶液を反応液と混合し、室温で6分間保存します。
    9. 100 μLの1 M NaOH溶液を反応液に加え、さらに10分間インキュベートします。
    10. 510 nm での標準試料の吸光度を測定します(図 9B)。
    11. 標準試料の濃度と 510 nm での吸光度を使用して、標準試料の検量線をプロットします(図 10B)。
    12. 結果をサンプルの g あたりのケルセチン当量(QE)の mg として表し、式19 で次のように計算します。
      注:サンプル1gあたりのケルセチン当量(QE)のmg=[((A、510-c )/m))、μgケルセチン当量×反応ウェルの総容量(mL)x希釈×乾燥サンプルの重量(1g)x抽出物の結果容量(mL)]/[(各ウェルに添加されたサンプルの量(mL)x乾燥サンプルの実際の重量(g)×μgからmg(1000)への変換係数]
      ここで、c = y 切片、m = 傾き

4.抗酸化活性の測定

  1. 1,1-ジフェニル-2-ピクリル-ヒドラジル(DPPH)ラジカル捕捉アッセイ
    1. いくつかの変更を加えたプロトコルに従って、CS抽出物のDPPHラジカル捕捉活性を決定します17。
    2. サンプルを蒸留水で希釈することにより、サンプルを10倍に希釈して調製します。
    3. 希釈したサンプル20 μLを0.1 mM DPPH溶液135 μLと混合します。
    4. 135 μL の 0.1 mM DPPH 溶液と混合して、Trolox 標準濃度範囲 ( 表 5 および 6 を参照) の異なる濃度を調製します。
    5. 混合物を室温で暗所で30分間インキュベートします。
    6. 517 nmで得られた結果の吸光度を測定します(図9C)。
    7. 標準試料の濃度と阻害率(%)を使用して、標準試料の検量線をプロットします(図 10C)。
    8. DPPHアッセイの阻害率を次のように計算します。
      抑制率 = [(コントロールの吸光度 − サンプルの吸光度)/コントロールの吸光度] × 100
    9. 結果を、次の式20で計算した、サンプルのgあたりのTrolox等価抗酸化能力のmgとして表します。
      注:サンプル1gあたりのトロロックス当量(TE)のmg=[((%阻害-c)/ m)(μgトロロックス当量)×反応ウェル内の総容量(mL)x乾燥サンプルの希釈×重量(1g)x抽出物の結果容量(mL)]/[(各ウェルに添加されたサンプルの量(mL)x乾燥サンプルの実際の重量(g)×μgからmg(1000)への変換係数]
      ここで、c = y 切片、m = 傾き
  2. 2,2′-アジノ-ビス-3-エチルベンズチアゾリン-6-スルホン酸(ABTS)ラジカル消去法
    1. CS抽出物のABTSラジカル消去活性を、いくつかの変更を加えたリファレンス17のプロトコルを使用して決定します。
    2. 7 mM ABTSと2.45 mM過硫酸カリウム(1:2)を混合してABTS·+ストック溶液を調製し、室温で16時間暗所でインキュベートします。
    3. 5 mLのABTS·+ストック溶液と100 mLの脱イオン水を混合して、作業溶液を調製します。
    4. 160 μL の ABTS·+ ワーキング溶液を、10 倍希釈サンプルまたは Trolox 標準試料 10 μL と異なる濃度で混合します ( 表 7 および 表 8 を参照)。
    5. 反応を暗所で室温で30分間インキュベートします。
    6. 734 nmでの混合物の吸光度を測定します(図9D)。
    7. 標準試料の濃度と阻害率(%)を使用して、標準検量線をプロットします(図 10D)。
    8. 次の式を使用して、ABTSアッセイの阻害率を計算します。
      % 阻害率 = [(コントロールの吸光度 - サンプルの吸光度) / コントロールの吸光度] × 100。
      1. 結果を、サンプルの g あたりの Trolox 等価抗酸化能力の mg として表し、次の式21 を使用して計算します。
        注:サンプル1gあたりのトロロックス当量(TE)のmg=[((%阻害-c)/ m))μgトロロックス当量×反応ウェルの総容量(mL)x乾燥サンプルの希釈×重量(1g)x抽出物の結果容量(mL)]/[(各ウェルに添加されたサンプルの量(mL)x乾燥サンプルの実際の重量(g)×μgからmg(1000)への変換係数]
        ここで、c = y 切片、m = 傾き
  3. 鉄還元酸化防止剤パワーアッセイ(FRAP)
    1. CS抽出物の鉄還元抗酸化活性を、いくつかの変更を加えたプロトコルに従って決定します17。
    2. 40 mM HCl 中の 10 mM TPTZ 溶液と 20 mM FeCl3.6H 2O 溶液を 10:1:1 の比率で混合した pH 3.6 の 30 mM アセテート緩衝液を使用して FRAP 試薬を調製します。
    3. 必要になるまで、FRAP試薬を琥珀色のボトルに入れます。
      注:FRAP試薬が茶色であることを確認してください。金属イオンやその他の反応性化合物で汚染されると、試薬は紫色に変わり、廃棄する必要があります。調製したばかりの試薬のみを使用してください。
    4. サンプルを蒸留水で希釈することにより、サンプルを5倍に希釈して調製します。
    5. 希釈したサンプル10 μLまたはFeSO4.7H 2Oの20 μLを異なる標準濃度(表9 および 表10)でFRAP溶液180 μLに加えます。
    6. 反応を室温で4分間インキュベートします。
    7. 593 nmでの混合物の吸光度を評価します(図9E)。
    8. 593 nm での標準試料と吸光度の濃度を使用して、標準試料の検量線をプロットします(図 10E)。
    9. 結果をサンプルのgあたりのFeSO4のmgとして表し、次の式21を使用して計算します。
      注:mg FeSO4 相当量(Fe(II)E)/gサンプル= [((A593 - c)/ m)) μg FeSO4 相当量 × 反応ウェルの総容量(mL)×希釈×乾燥サンプルの重量(1 g)×抽出物の結果容量(mL)]/[(各ウェルに添加されたサンプルの量(mL)×乾燥サンプルの実際の重量(g)×μgからmg(1000)への変換係数]
      ここで、c = y 切片、m = 傾き
  4. 各サンプルのすべてのアッセイ(TPC、TFC、DPPH、ABTS、FRAP)を3回に分けて実施します。この研究では、ほとんどのアッセイで水がブランクとして使用されましたが、DPPHではエタノールがバックグラウンド吸光度に対処するためのブランクとして機能しました。

5. 統計分析

  1. SPSSソフトウェアを使用して、実験データの統計分析を実行します。
  2. Shapiro-Wilk 検定を使用して正規性検定を実施します。
  3. ポリオールベースのMAE CS抽出物と従来の溶媒ベースのMAE CS抽出物の生理活性物質と抗酸化活性を、一元配置分散分析とDuncanのマルチレンジテストを使用して比較します。
  4. すべてのデータを平均± SD(n = 3)として表し、 p < 0.05 の有意水準を定義します。

結果

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

総フェノール含有量、総フラボノイド含有量、DPPH、FRAP、およびABTS抗酸化アッセイに対するポリオール溶媒および従来型溶媒の影響
溶媒の極性は、植物からの生理活性物質の抽出効率を改善するために、標的活性分子の極性と一致するべきである22。各種溶媒(水、エタノール、グリセリン、プロピレングリコール、ブチレングリコール、メチルプロパンジオール、イソペンチルジオール、ペンチレングリコール、1,2-ヘキサンジオール、ヘキシレングリコール)を用いて、MAEコーヒーシルバースキン抽出物の生理活性や抗酸化活性への影響を評価しました。

ポリオール溶媒と従来型溶媒が総フェノール含有量に及ぼす影響
異なる溶媒を用いた各抽出物の総フェノール含有量を分析しました。フェノール含有量が最も高かったのは、水性 1,2-ヘキサンジオールを含むサンプル(52.0 ± 3.0 mg GAE/g サンプル)で得られ、TPC が最も低かったのは水抽出サンプル(31.4 ± 4.3 mg GAE/g サンプル)で明らかになり、これらの値は他のすべての条件の値と有意に異なっていました。ペンチレングリコール水溶液を含むサンプルは 2 番目に高い TPC 値を示し、次いでブチレングリコール水溶液、メチルプロパンジオール、およびその他の溶媒系サンプルを示しました(図 11A)。従来の溶媒(水および水系エタノール系)とポリオール系溶媒との比較では、TPC値に大きな差が見られます(p < 0.05)。

ポリオール溶媒と従来型溶媒が総フラボノイド含有量に及ぼす影響
異なる溶媒を使用した各抽出の総フラボノイド含有量を分析しました。フラボノイド含有量が最も高かったのは、水性-1,2-ヘキサンジオール水溶液(20.0 ± 1.7 mg QE/g サンプル)のサンプルで得られ、他のすべての抽出物と有意な差が見られました。イソペンチジオール水溶液を含むサンプルは、最も低いTFC値(8.8 ± 0.7 mg QE/gサンプル)を示し、これはメチルプロパンジオール水溶液およびエタノール水抽出物と有意差がありませんでした。さらに、2番目に高いTFC値は、ペンチレングリコール水溶液を含むサンプルで見られ、次いでヘキシレングリコール水溶液、プロピレングリコール水溶液、ブチレングリコール水溶液、グリセリン水グリセリンがそれに続きました(図11B)。

ポリオール溶媒および従来型溶媒が抗酸化アッセイに及ぼす影響
ポリオールと従来の溶媒を使用した抽出物の抗酸化活性は、DPPH、ABTS、およびFRAPアッセイを使用して評価されました。DPPH アッセイの最高値は、ヘキシレングリコール水溶液を含むサンプル(13.6 ± 0.3 mg TE/g サンプル)で測定され、エタノール水溶液を含むサンプル(4.5 ± 0.2 mg GAE/g サンプル)で最も低い値を測定し、これらの値は他の抽出物と有意に異なりました(p < 0.05)。2番目に高いDPPH値は、水性-1,2-ヘキサンジオールを含むサンプルで観察され、次いでペンチレングリコール水溶液、水性メチルプロパンジオール、およびその他の溶媒系で観察されました(図11C)。

ABTS 値の最高値は、ペンチレングリコール水溶液を含むサンプル(8.2 ± 0.1 mg TE/g サンプル)で測定され、最も低い ABTS 値は水を含むサンプル(5.6 ± 0.04 mg GAE/g サンプル)で測定され、これらの値は他の抽出物と有意に異なりました(p < 0.05)。2番目に高いABTS値は、ブチレングリコール水溶液と1,2-ヘキサンジオール水溶液で検出され、次いでグリセリン水溶液、メチルプロパンジオール水溶液、およびその他の溶媒系のサンプルが検出されました(図11D)。

最も高い FRAP 値は、ヘキシレングリコール水溶液を含むサンプル(21.1 ± 1.3 mg Fe (II) E/g サンプル)、水抽出サンプルで最も低い (11.5 ± 0.2 Fe (II) E/g サンプル) で観察され、これらの値は残りの溶媒で有意に異なりました (p < 0.05)。さらに、2番目に高いFRAP値は、ペンチレングリコール水溶液を含むサンプルで見られ、次いでブチレングリコール水溶液、グリセリン水系、およびその他の溶媒系でした(図11E)。

サンプルの抗酸化活性を従来の溶媒(水およびエタノール水)と比較すると、ポリオールを含むサンプルは、すべての抗酸化アッセイ(DDPPH、ABTS、FRAP)で有意に高い抗酸化活性を示しました（p < 0.05)。

figure-results-1
図1:実験容器とMAEチャンバーでの反応。 (A)抽出前に、テフロン容器の白い層間容器にサンプルと溶媒を添加します。(B)各容器は、抽出を開始する前にマイクロ波チャンバー内に置かれます。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

figure-results-2
図2:反応容器を閉じるための特別なツール。 テフロン容器にサンプルと溶媒を加えた後、容器の上部に蓋をして容器ホルダーに入れ、工具でしっかりと固定します。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

figure-results-3
図3:抽出方法(A)抽出方法、方法セクションを入力して作成。(B)SK eTアクセサリーはMAEプロセスに適用されます。この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

figure-results-4
図4:攪拌速度とドアロック機能の設定(A)各容器内のマグネチックスターラーバーは、攪拌速度を選択することで作動させることができます。(B)ドアロック機能により温度が制限され、抽出後にチャンバーを開くことができます。この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

figure-results-5
図5:抽出条件の設定。 (A)テーブルアイコンを入力し、時間、温度、マイクロ波電力などの抽出条件を設定します。(B)スターラーボタンを開き、ブロワー速度を選択します。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

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図6:冷却時間の設定。 冷却時間を適用してMAEチャンバー内の温度を下げます。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

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図7:抽出プロセスの開始 (A)抽出用に作成したメソッドの保存(B)再生アイコンをクリックして、抽出プロセスを開始します。(C)抽出を開始する容器の数を選択します。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

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図8:MAEを使用して抽出した後の最終抽出物の写真。 遠心分離後の上清の入手。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

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図9:抽出物のTPC、TFC、DPPH捕捉活性、ABTS捕捉活性、およびFRAPアッセイを測定するための96ウェルプレート。 (A)没食子酸標準プレートのTPCを、濃度2.5〜75μg/mLおよびサンプル抽出物から決定します。(B)2.5〜50μg/mLの濃度からケルセチン標準プレートのTFCを決定し、サンプル抽出物を測定するためのTFCアッセイ。(C)0.25〜12.5μg / mLの濃度からTrolox標準プレートのDPPH捕捉活性を測定し、サンプル抽出物のDPPH捕捉活性検出プレート。(D)0.25-5 μg/mL の濃度とサンプル抽出物の ABTS 掃気活性検出プレートからの Trolox 標準プレートの ABTS 掃気活性の測定。(E)0.25〜10μg/ mLの濃度からのFeSO4標準プレートのFRAPアッセイとサンプル抽出物のFRAPアッセイ検出プレートの決定。この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

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図 10:TPC、TFC、DPPH スカベンジング活性、ABTS スカベンジング活性、および FRAP アッセイの標準検量線。 (A)没食子酸標準試料の濃度と A765 での吸光度によってプロットされた TPC を決定するための標準曲線。(B)A510におけるケルセチン標準試料と吸光度の濃度によってプロットされたTFCを決定するための標準曲線。(C)DPPH捕捉活性を決定するための標準曲線(Trolox標準の濃度と阻害率によってプロット)。(D)ABTS 掃気活性を決定するための標準曲線を、Trolox 標準の濃度と % 阻害によってプロットしたものです。(E)A593における硫酸第一鉄標準試料の濃度と吸光度によってプロットされた、FRAPアッセイを測定するための標準曲線。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

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図11:コーヒーシルバースキンのMAEにおけるTPC、TFC、DPPH清掃活性、ABTS清掃活性、およびFRAPアッセイに対する溶媒タイプの影響。(B)総フラボノイド含有量に対する溶媒の種類の影響。(C)DPPH掃気活性に対する溶剤の種類の影響。(D)ABTSスカベンジング活性に対する溶剤タイプの影響。(E)FRAPアッセイに対する溶媒の種類の影響。値は、平均 ± SD (n = 3) として示されます。上付き文字が異なる値は、統計的に有意な差を表します (p < 0.05)。この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

表1:没食子酸標準曲線の調製。 96ウェルプレートに2.5-75 μg/mLの標準濃度範囲を調製します。B = ブランク、1-7 = 96 ウェルプレート上のウェル数。 この表をダウンロードするには、ここをクリックしてください。

表2:没食子酸標準の最終濃度計算。 2.5-75 μg/mLの標準濃度範囲を調製します。没食子酸の最終濃度(μg/mL)は、それに応じて計算されます。最終濃度(μg / mL)=(初期濃度(mg / mL)×初期容量(μL)/最終容量(μL))×(1000μg / 1mg)。 この表をダウンロードするには、ここをクリックしてください。

表3:ケルセチン標準曲線の調製。 96ウェルプレートで2.5-50 μg/mLの標準濃度範囲を調製します。B = ブランク、1-7 = 96 ウェルプレート上のウェル数。 この表をダウンロードするには、ここをクリックしてください。

表4:ケルセチン標準の最終濃度計算表。 2.5-50 μg/mLの標準濃度範囲を調製します。それに応じて、ケルセチンの最終濃度(μg/mL)が計算されます。最終濃度(μg/mL)=(初期濃度(mg/mL)×初期容量(μL)/最終容量(μL))×(1000μg/1mg)。 この表をダウンロードするには、ここをクリックしてください。

表5:0.25〜12.5μg/ mLの濃度範囲でのTrolox標準曲線調製。 96ウェルプレートで0.25〜12.5μg/mLの標準濃度範囲を調製します。B = ブランク、C = コントロール、1-7 = 96 ウェルプレート上のウェル数。 この表をダウンロードするには、ここをクリックしてください。

表6:DPPHアッセイのTrolox標準液の最終濃度計算。 Troloxの最終濃度(μg/mL)を含む0.25-12.5μg/mLの標準濃度範囲を調製します。最終濃度(μg/mL)=(初期濃度(mg/mL)×初期容量(μL)/最終容量(μL))×(1000μg/1mg)。 この表をダウンロードするには、ここをクリックしてください。

表7:0.25-5 μg/mLの濃度範囲でのTrolox標準曲線調製。 96ウェルプレートに0.25-5 μg/mLのストック標準濃度範囲を調製します。B = ブランク、C = コントロール、1-7 = 96 ウェルプレート上のウェル数。 この表をダウンロードするには、ここをクリックしてください。

表8:ABTSアッセイのTrolox標準の最終濃度計算。 Troloxの最終濃度(μg/mL)を含む0.25-5μg/mLの標準濃度範囲を調製します。最終濃度(μg/mL)=(初期濃度(mg/mL)×初期容量(μL)/最終容量(μL))×(1000μg/1mg)。 この表をダウンロードするには、ここをクリックしてください。

表9:FeSO4標準の最終濃度計算表。FeSO4の最終濃度(μg/mL)を含む、2.5-100 μg/mLの標準濃度範囲の調製。最終濃度(μg/mL)=(初期濃度(mg/mL)×初期容量(μL)/最終容量(μL))×(1000μg/1mg)。この表をダウンロードするには、ここをクリックしてください。

表10:FeSO4 標準曲線の準備。 96ウェルプレートに0.25-10 μg/mLの標準濃度範囲を調製します。B = 空白。 この表をダウンロードするには、ここをクリックしてください。

ディスカッション

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MAEの成功には、植物成分の植物化学含有量、抽出時間、温度、マイクロ波電力、固液比、溶媒濃度など、さまざまな要因が重要な役割を果たします13。植物は通常、植物化学物質のさまざまなプロファイルを示します。したがって、抗酸化物質とフェノール化合物が豊富な天然植物の選択が不可欠です23。さらに、異なる生理活性成分は、使用する溶媒に応じてさまざまな極性を示します。同様に、溶媒は異なる極性を示します。溶媒の極性が原材料からの生理活性化合物抽出の有効性を決定する上で重要な役割を果たすことを考えると、溶媒の極性が標的の生理活性分子の極性と一致することが不可欠である24。

本研究では、MAEを用いてコーヒーシルバースキンからポリフェノールと抗酸化物質を抽出するために、種々のポリオールを用いた。ポリフェノールは主に極性であり、極性が高い溶媒は通常、フェノール化合物の収率を高めます25。水とエタノールを含むサンプルと比較して、異なるポリオールを使用したサンプルは、TPC、TFC、およびDPPH、ABTS、FRAPなどの抗酸化アッセイを含むすべての測定応答でより高い効率を示しました。以前の研究は、水性ポリオール混合物が水性エタノール混合物と比較して生理活性化合物の抽出収率を向上させることができるという発見を裏付けています9,10,11。異なるポリオールを比較すると、特定の水性ポリオール系のサンプルでは、最高値が得られませんでした。しかし、興味深いことに、1,2-ヘキサンジオール水溶液を含むサンプルは、TPCおよびTFCアッセイで最も高い値を示しました。一方、ヘキシレングリコール水溶液を添加したものはDPPHおよびFRAPアッセイで最も高い値を示し、ペンチレングリコール水抽出物はABTSアッセイで最も高い値を示しました。水性ポリオールシステム内のTPC、TFC、DPPH、ABTS、FRAPなどのさまざまなアッセイから得られる値の変動は、使用するポリオールの特徴的な特性など、いくつかの要因に起因する可能性があります。ポリオールは、粘度、極性、沸点に違いがあり、植物材料から生理活性化合物を抽出する際の有効性に直接影響します26。1つの潜在的な説明は、「類似物は同類を溶解する」という原理に起因する可能性があり、そこでは、特定の溶媒系が特定の生理活性化合物の物質移動を促進するために最も適切である27。このことは、標的とする生理活性化合物の極性と一致する極性を持つ溶媒を選択することの重要性を強調しています。

別の考えられる理由は、溶媒中に存在するヒドロキシル基(−OH)の数の違いがフェノール化合物の収率に大きく影響するという事実であり得る28。これらのポリオールのうち、グリセリンのみが3つの-OH基を含んでおり、この研究の残りのポリオールは2つの-OH基を含んでいます。-OH基の数が多い溶媒は、29基が少ない溶媒と比較して粘度が高くなる傾向があります。粘度が上昇すると、抽出プロセス中の活性化合物の効率的な移動が妨げられ、全体的な収率が低下する可能性があります。さらに、溶媒の誘電率は、その極性に密接に関連しており、極性または非極性溶質を溶解する能力を決定する上で重要な役割を果たします。誘電率が高い溶媒は極性溶質の溶解に長けており、低い溶媒は非極性溶質に適しています30。ポリオールの中で、グリセリンは41.14と比較的高い誘電率を示しますが、ヘキシレングリコール、ペンチレングリコール、および1,2-ヘキサンジオールは、それぞれ25.86、17.31、および15.45の31,32と低い誘電率を示します。この研究の結果は、サンプル中の生理活性化合物が低極性成分を包含している可能性があることを示唆しています。

抽出効率は、溶媒の選択と組成を最適化することで向上させることができ、最適な溶媒システムを特定するためにさらなる実験が必要になる場合があります。この調査は可能性を示していますが、ポリオールによるマイクロ波支援抽出のみに焦点を当てており、抽出時間、温度、溶媒濃度、固液比、抽出力などの他の変数の評価が制限されているため、制限があります。さらに、ポリオールがさまざまな誘電率によってどのように機能し、極性または非極性溶質の溶解度に直接影響を与えるかを理解するには、メカニズム研究が必要です。ポリオール間の誘電率の違いは、生理活性化合物の抽出におけるポリオールの特異的なメカニズムを調査することの重要性を浮き彫りにしています。このような研究は、溶媒と溶質の相互作用に関する貴重な洞察を提供し、効率的な抽出プロセスのための溶媒システムの最適化と選択を支援します。

MAEプロセスに関しては、いくつかの制限があります。MAEは急速な加熱を提供することができるが、正確な温度制御は困難であり、過熱や熱に敏感な化合物の劣化につながる可能性がある33。ただし、グラジエントと抽出温度のマイクロ波電力設定を同じマイクロ波電力に設定して、抽出中の温度フラストレーションを回避できます。さらに、MAEには、熱に弱いプラントコンポーネントに対する制限があります。しかし、先進のEthos X MAE技術は、誘電体加熱34を用いてより短い持続時間で効果的な加熱をサポートすることにより、劣化のリスクを最小限に抑えることができる。MAEチャンバーの各容器には、独自の制限された最大固体および液体容量があります。この制限を超える固液比もまた、抽出物11の濃度に大きく影響し得る。溶媒と溶質との間の溶解は、スターラーバーを使用して促進することができ、効果的な抽出とより高い収率につながる可能性があります35。さらに、抽出物中に抽出されたフェノール化合物およびフラボノイド化合物は、液体クロマトグラフィー三重四重極質量分析法(LC-QQQ)および液体クロマトグラフィー四重極飛行時間型質量分析法(LC-QTOF)などの追加分析を通じて検証することができ、特定の生理活性化合物の存在およびそれらのそれぞれの量を確立することができる36。

MAEを介した水性ポリオールを使用したコーヒーシルバースキンからのポリフェノールと酸化防止剤の抽出は、水および水性エタノール抽出物と比較して高い効率を示しました。CS抽出物のポリオールベースのMAEから得られた結果に基づいて、ヘキシレングリコール水系、1,2-ヘキサンジオール系、およびペンチレングリコール系の水性グリコール系の採用により、生理活性化合物の抽出収率と抗酸化能力が有意に向上することが観察されています。さらに、これらの知見は、そのような抽出された化合物をその後の調査分析に活用する可能性を強調しています。MAEを通じて植物材料から生物活性化合物を抽出するためのグリーン溶媒としてポリオールを利用することは、環境上の利点と生物活性化合物の収量の増加を約束し、化粧品用途での使用の可能性を秘めた持続可能なアプローチを提供します。

開示事項

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

著者は何も開示していません。

謝辞

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

この研究は、メーファールアン大学から資金提供を受けました。著者らは、コーヒーシルバースキンサンプルの取得に関して研究者と地元の農家とのつながりを促進してくれたメーファールアン大学の紅茶コーヒー研究所に感謝したいと思います。

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
1,2-ヘキサンジオールChanjao Longevity Co., Ltd.
2,2 -アジノビス 3 エチルベンゾチアゾリン-6-スルホン酸 ジアンモニウム塩 (ABTS)シグマA1888
2,2-ジフェニル-1-ピクリルヒドラジル (DPPH)シグマD9132
2,4,6-トリ (2-ピリジル)-s-トリアジン (TPTZ)シグマ93285
2-デジタル天びんオーハウス
4-デジタル天びんデンバーSI-234
6-ヒドロキシ-2,5,7,8 テトラメチルクロマン-2-カルボン酸 (Trolox)Sigma238813
96ウェルプレートSPL ライフサイエンス
無水エタノールRCI Labscan64175
酢酸RCI Labscan64197
塩化アルミニウムLoba Chemie898
自動ピペットLabnetBiopett
Butylene glycolChanjao Longevity Co., Ltd.
Ethos X advanced microwave extractionMilestone Srl, Sorisole, Italy
硫酸第一鉄Ajex Finechem3850
Folin-Ciocalteu's reagentLoba Chemie3870
Freezer SFSanyoC697(GYN)
没食子酸Sigma 398225
GrinderOUハードウェアプロダクツ株式会社
キシレングリコールChanjao長寿株式会社
塩酸(37%)RCI LabscanAR1107
塩化鉄(III)Loba Chemie3820
IsopentyldiolChanjao Longevity Co., Ltd.
メタノールRCI Labscan67561
メチルプロパンジオール Chanjao Longevity Co., Ltd. (チャンジャオ・ロングエビティ・カンパニー・リミテッド)
ペンチレングリコールChanjao Longevity Co., Ltd.
過硫酸カリウムLoba Chemie5420
プロピレングリコールChanjao Longevity Co., Ltd.
ケルセチンシグマQ4951
冷蔵遠心分離機Hettich
酸ナトリウムLoba Chemie5758
ナトリウムLoba Chemie5810
酸化ナトリウムRCI LabscanAR1325
硝酸ナトリウムLoba Chemie5954
SPECTROstar Nano マイクロプレートリーダーBMG- LABTECH
SPSS ソフトウェアIBM SPSS Statistics 20
トレイドライヤーFrance EtuvesXUE343
パイオニア ヘ酢炭酸水亜

参考文献

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wawoczny, A., Gillner, D. The most potent natural pharmaceuticals, cosmetics, and food ingredients isolated from plants with deep eutectic solvents. J Agric Food Chem. 71 (29), 10877-10900 (2023).
  2. Syukur, M., Prahasiwi, M. S., Yuliani, S., Purwaningsih, Y., Indriyanti, E. Profiling of active compounds of extract ethanol, n-hexane, ethyl acetate and fraction ethanol of star anise (Illicium verum hook. F.) and determination of total flavonoids, total phenolics and their potential as antioxidants. Sci Technol Indones. 8 (2), 219-226 (2023).
  3. Supjaroenporn, C., Khongcharoen, P., Myo, H., Khat-Udomkiri, N. Studying the optimization, characterization, and antioxidant activities of phenolic extracts extracted from Rhus chinensis Mill. Leaf using microwave-assisted extraction system with glycerol as a green solvent. Curr Bioact Compd. 20 (3), 68-82 (2024).
  4. Gasser, M. S., Abdel Rahman, R. O. Sustainability of solvent extraction techniques in pollution prevention and control. Handbook of advanced approaches towards pollution prevention and control. , Elsevier. 33-66 (2021).
  5. Płotka-Wasylka, J., Rutkowska, M., Owczarek, K., Tobiszewski, M., Namieśnik, J. Extraction with environmentally friendly solvents. TrAC, Trends Anal Chem. 91, 12-25 (2017).
  6. Queffelec, J., Beraud, W., Torres, M. D., Domínguez, H. Advances in obtaining ready-to-use extracts with natural solvents. Sustain Chem Pharm. 38, 101478(2024).
  7. Can Karaca, A., Erdem, I. G., Ak, M. M. Effects of polyols on gelation kinetics, gel hardness, and drying properties of alginates subjected to internal gelation. LWT. 92, 297-303 (2018).
  8. Nastasi, J. R., Daygon, V. D., Kontogiorgos, V., Fitzgerald, M. A. Qualitative analysis of polyphenols in glycerol plant extracts using untargeted metabolomics. Metabolites. 13 (4), 566(2023).
  9. Khat-Udomkiri, N., Gatnawa, G., Boonlerd, N., Myo, H. Valorization of Camellia sinensis flowers in cosmetic and pharmaceutical applications: Optimization of microwave-assisted glycerin extraction. Waste Biomass Valori. 15, 323-335 (2023).
  10. Myo, H., Yaowiwat, N., Pongkorpsakol, P., Aonbangkhen, C., Khat-Udomkiri, N. Butylene glycol used as a sustainable solvent for extracting bioactive compounds from Camellia sinensis flowers with ultrasound-assisted extraction. ACS omega. 8 (5), 4976-4987 (2023).
  11. Myo, H., Khat-Udomkiri, N. Optimization of ultrasound-assisted extraction of bioactive compounds from coffee pulp using propylene glycol as a solvent and their antioxidant activities. Ultrason Sonochem. 89, 106127(2022).
  12. Twaij, B. M., Hasan, M. N. Bioactive secondary metabolites from plant sources: Types, synthesis, and their therapeutic uses. Int J Plant Biol. 13 (1), 4-14 (2022).
  13. Bitwell, C., Sen, I. S., Luke, C., Kakoma, M. K. A review of modern and conventional extraction techniques and their applications for extracting phytochemicals from plants. Sci Afr. 19, e01585(2023).
  14. Chakrabortty, S., et al. Recent advances in food biotechnology. Kumar, A., Patruni, K., Singh, V. , Springer Nature Singapore. Singapore. 353-370 (2022).
  15. Fan, L., et al. Mechanochemical assisted extraction as a green approach in preparation of bioactive components extraction from natural products - A review. Trends Food Sci Technol. 129, 98-110 (2022).
  16. Bessada, S. M., C Alves, R., Pp Oliveira, M. B. Coffee silverskin: A review on potential cosmetic applications. Cosmetics. 5 (1), 5(2018).
  17. Myo, H., Nantarat, N., Khat-Udomkiri, N. Changes in bioactive compounds of coffee pulp through fermentation-based biotransformation using Lactobacillus plantarum TISTR 543 and its antioxidant activities. Fermentation. 7 (4), 292(2021).
  18. Molole, G. J., Gure, A., Abdissa, N. Determination of total phenolic content and antioxidant activity of Commiphora mollis (oliv). Engl. Resin. BMC Chem. 16 (1), 48(2022).
  19. Barku, V., Opoku-Boahen, Y., Owusu-Ansah, E., Mensah, E. Antioxidant activity and the estimation of total phenolic and flavonoid contents of the root extract of Amaranthus spinosus. Asian J Plant Sci Res. 3 (1), 69-74 (2013).
  20. Samarasiri, M., Chandrasiri, T., Wijesinghe, D., Gunawardena, S. Antioxidant capacity and total phenolic content variations against Morinda citrifolia L. fruit juice production methods. Int J Food Eng. 5, 293-299 (2019).
  21. Rumpf, J., Burger, R., Schulze, M. Statistical evaluation of DPPH, ABTS, FRAP, and Folin-Ciocalteu assays to assess the antioxidant capacity of lignins. Int J Biol Macromol. 233, 123470(2023).
  22. Lainez-Cerón, E., Ramírez-Corona, N., Jiménez-Munguía, M. T., Palou, E., López-Malo, A. Extraction of bioactive compounds from plants by means of new environmentally friendly solvents. Research and technological advances in food science. , Academic Press. 301-332 (2022).
  23. Yu, M., Gouvinhas, I., Rocha, J., Barros, A. I. R. N. A. Phytochemical and antioxidant analysis of medicinal and food plants towards bioactive food and pharmaceutical resources. Sci Rep. 11 (1), 10041(2021).
  24. Lefebvre, T., Destandau, E., Lesellier, E. Selective extraction of bioactive compounds from plants using recent extraction techniques: A review. J Chromatogr A. 1635, 461770(2021).
  25. Nandasiri, R., Eskin, N. M., Thiyam-Höllander, U. Antioxidative polyphenols of canola meal extracted by high pressure: Impact of temperature and solvents. J Food Sci. 84 (11), 3117-3128 (2019).
  26. Jha, A. K., Sit, N. Extraction of bioactive compounds from plant materials using combination of various novel methods: A review. Trends Food Sci Technol. 119, 579-591 (2022).
  27. Czarnecki, M. A., et al. Solvent effect on the competition between weak and strong interactions in phenol solutions studied by near-infrared spectroscopy and DFT calculations. Phys Chem Chem Phys. 23 (35), 19188-19194 (2021).
  28. Lu, W., Mackie, C. J., Xu, B., Head-Gordon, M., Ahmed, M. A computational and experimental view of hydrogen bonding in glycerol water clusters. J Phys Chem A. 126 (10), 1701-1710 (2022).
  29. Fan, C., Liu, Y., Sebbah, T., Cao, X. A theoretical study on terpene-based natural deep eutectic solvent: Relationship between viscosity and hydrogen-bonding interactions. Glob Chall. 5 (3), 2000103(2021).
  30. Liese, S., Schlaich, A., Netz, R. R. Dielectric constant of aqueous solutions of proteins and organic polymers from molecular dynamics simulations. J Chem Phys. 156 (22), 224903(2022).
  31. Noreland, E., Gestblom, B., Sjöblom, J. Dielectric relaxation studies of 1-hexanol and 1, 2-hexanediol in heptane. J Solution Chem. 18, 303-312 (1989).
  32. Wohlfarth, C. Permittivity (dielectric constant) of liquids. CRC Handbook of Chemistry and Physics. 6, http://webdelprofesor.ula.ve/ciencias/isolda/libros/handbook.pdf (1994).
  33. Dean, J. R. Extraction techniques for environmental analysis. , John Wiley & Sons. (2022).
  34. Nour, A. H., Oluwaseun, A. R., Nour, A. H., Omer, M. S., Ahmed, N. Microwave-assisted extraction of bioactive compounds. Microwave heating. Electromagnetic fields causing thermal and non-thermal effects. , https://www.intechopen.com/books/10089 1-31 (2021).
  35. David, F., Ochiai, N., Sandra, P. Stir bar sorptive extraction: A versatile, sensitive and robust technique for targeted and untargeted analyses. Evolution of solid-phase microextraction technology. , https://www.intechopen.com/books/10089. (2023).
  36. López-Fernández, O., et al. Determination of polyphenols using liquid chromatography-tandem mass spectrometry technique (LC-MS/MS): A review. Antioxidants. 9 (6), 479(2020).

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