Method Article

気道内の真菌胞子の空間動態を保存するマウス肺の効率的なイメージング法

DOI:

10.3791/67556

⸱

December 13th, 2024

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1Department of Medicine, New Jersey Medical School, Rutgers - The State University of New Jersey

In This Article

Summary

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蛍光顕微鏡による分析のために、肺気道内の真菌胞子の自然な位置を保持する真菌病因モデルの方法を提示します。

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

真菌は、環境胞子が肺に吸い込まれると人間に感染します。肺は不均一な器官です。気管支や細気管支を含む伝導性気道は、ガス交換が起こる肺胞空域で終了するまで分岐します。細気管支または肺胞に由来する感染症は、明確な宿主反応と疾患症状を引き起こします。したがって、特に感染直後に、胞子が肺のどこに自然に位置するかを正確に理解することで、宿主と病原体の相互作用を研究する機会が広がります。ここでは、 Coccidioides posadasii cts2/ard1/cts3Δ arthroconidiaに感染したマウスの肺のin-situ分析について詳しく説明します。組織学的保存のための従来の方法は、固定液で気道を液体で膨らませることを含み、吸引された真菌粒子の自然な位置を移動させ、胞子を近位細気管支から終末空域に押し出します。

逆に、血液血管系灌流固定による空気膨張のこの方法は、細気管支内の真菌胞子の生理学的位置を維持します。さらに、肺標本の凍結保存、埋め込み、イメージングの簡単なアプローチについても説明します。また、オープンソースのQuPathプログラムを通じて、肺内の真菌胞子の空間分布を解析するハイスループット計算技術も共有しています。ここで紹介する方法は、シンプルで迅速で、最小限の機器で実施でき、多くの呼吸器真菌感染症モデルでの使用に容易に適応できます。

Introduction

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人間は、さまざまな環境真菌から1日あたり最大数十億の胞子を吸い込むことができます1。これらの吸入胞子に対するバリア防御を理解するには、これらの胞子が気道と肺実質内に着地する正確な微小解剖学的環境を理解する必要があります。気道の細胞組成(すなわち、上皮細胞)は、気管、気管支、細気管支、および肺胞に沿って大きく変化します。これらの異なる領域のそれぞれは、病理学的感染を防ぐための防御の武器庫を利用する個別の機能を持つ異なる細胞タイプで構成されています。

肺真菌胞子沈着の正確な位置は、円柱上皮に裏打ちされた細気管支の気道内腔、肺胞管、または肺胞2の間で異なる可能性があります。臨床的に関連するほとんどの真菌種は、直径1μmから10μmの胞子を生成します3。これらの胞子粒子の肺への沈着は、空気力学、密度、電荷、光力などのいくつかの要因に依存し、吸入後の沈降のメカニズムに影響を与える可能性があります4。一般に、大きな粒子(>6μm)は上気道に沈着し、中型の粒子(2〜6μm)はより小さな気道に沈着し、小さな粒子(<2μm)は肺胞領域5に到達します。アスペルギルス属の胞子(2-3μm)は肺胞腔に到達することが報告されていますが、臨床病理学の報告では、気管支および細気管支疾患の重大な負担も示されています6。また、軟性気管支鏡検査の人気が高まっているため、Aspergillus fumigatus、Coccidioides immitis、Candida species、Cryptococcus neoformans、Histoplasma capsulatum、およびZygomycetesの気管支内真菌感染症の認識も高まっています7。マウスのアスペルギルス感染症の顕微鏡イメージングの最近の進歩は、気管支や細気管支などのより近位の空域が病的真菌増殖に対して最も高い負担を負う可能性があることも明らかにしています8。肺真菌感染症に対する宿主応答に関する研究は、細気管支上皮細胞と肺胞上皮細胞の両方が免疫センチネルとして重要な役割を果たしていることを示しており、胞子沈着と上皮相互作用の正確な部位を解明することは、将来の研究にとって不可欠です2,9,10。

標準的な肺固定および切片調製技術により、上皮が並ぶ気道のこれらの近位位置から胞子を移動させ、遠位終末肺胞領域に押し出すことができるため、これらの近位気道の病因動態を研究することは困難です。一般的に、10%ホルマリンまたは4%パラホルムアルデヒドを使用して肺を膨らませ、肺全体を固定剤に急速にさらします。凍結切片のために肺を準備するとき、一部のグループは、凍結切片の性能を改善するために、最適な切断温度(OCT)化合物を肺に投与します11。これらの慣行は、正しい文脈では有用であるが、我々の研究室や他のグループによって、胞子や粒子を近位位置から移動させることが分かっており、それによって胞子に曝露された細胞型とその後の宿主応答に関する解釈に干渉することがわかっている12。

吸入した真菌胞子の微小解剖学的局在を正確に確立するために、マウスの気道における真菌胞子の位置を保存するための迅速で低資源の方法を開発しました。Thomas et al. (2021) のマウス空気膨張血管灌流固定法を採用し、満足のいく結果を達成するために必要な機器、時間、および技術的スキルの量を削減しました13。ここで説明した方法から、 Coccidioides posadasii cts2/ard1/cts3Δ arthroconidia(サイズ3-5 μm)は、以前に示したよりも近位、すなわち末端肺胞ではなく遠位細気管支および気管支-肺胞接合部に蓄積することが観察されました。この情報は、肺のこれらの領域に関連する重要な細胞型と、吸入された真菌胞子に対する初期の応答に対するそれらの影響に関する生物学的な問題に焦点を当てることができます。

Protocol

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このプロトコルに記載されているすべての方法は、ラトガース大学生物医学健康科学の施設動物管理および使用委員会(IACUC)によって承認されています。

1. 細胞内蛍光による胞子の標識

  1. カルボキシフルオレセインスクシンイミジルエステル(CFSE)、Cell Tracker Orange、またはCell Tracker Red(または任意の細胞内色素)で1 x 106 個の胞子を5 μMで30分間、30°Cで染色し、PBSで洗浄し、胞子を12,000 x gで回転させます 。 この洗浄を一度繰り返します。
  2. 25 μLが1匹のマウスに適切な胞子用量を含むように、適切な濃度で胞子接種物を調製します。

2. イソフルラン麻酔を用いた吸引吸入によるマウス胞子の接種

注意:イソフルランは揮発性麻酔薬であり、ダクト付きバイオセーフティキャビネットまたはヒュームフード内で使用する必要があります。

  1. イソフルラン曝露ジャーを調製するには、折りたたんだナプキンを 1 L のスクリュートップ Nalgene ジャーに入れ、マウスのプラットフォームとしてナプキンの上にプラスチックメッシュの円を置きます。ナプキンに2mLのイソフルランを加え、瓶を閉じ、ガスが容器内で平衡化するのを1〜2分待ちます。

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図1:イソフルランオープンドロップ法による胞子接種の装置。 折りたたまれたナプキンを1Lスクリュートップジャーの底に置き、次に円形のプラスチックメッシュを挿入してマウスのプラットフォームとして機能します。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

  1. マウスを麻酔にさらす前に、25 μLの接種物を含むピペットを準備します。マウスをイソフルラン容器に入れ、容器を傾けて、マウスが意識を失い、逆さまになっている立ち上がり反射の喪失を監視します。これには通常約 10 秒かかります。
  2. 呼吸数 (RR) が安定して 50-80 呼吸/分 (bpm) に減速するまで、安静時 RR の約 50% まで監視します。通常、これにはさらに 10 秒かかります。このとき、マウスをイソフルランジャーから取り出します。
    注:これは高濃度のイソフルランであり、麻酔の迅速な導入を引き起こし、マウスは非常に注意深く監視する必要があります。イソフルランの濃度は変動する可能性があり、イソフルランに対する用量反応曲線は非常に急であるため、致命的なイソフルランの過剰摂取はリスクです。.呼吸数が50 bpmを下回ったり、不規則な場合は、マウスをイソフルランから取り出し、3〜5分間回復させてから、再試行してください(最大2回の繰り返し試行)。
  3. つま先の挟み込みに対する反応の欠如により、麻酔の深さを確認します。次に、マウスを片手で仰臥位に置き、マウスが3〜5回定期的に息を吐き、速度(50〜60 bpmから開始)と活力を増加させます。これが始まると、ピペットの先端をマウスの中咽頭の後部に配置し、吸入中に接種物を放出します。
    注:口からのこれらのあえぎは、呼吸のための付属筋肉の動員により、頭を劣って揺さぶります。これらのあえぎの間にピペットを挿入すると、あえぎごとに口が開くはずです。口が開かない場合、マウスの麻酔が不十分であり、中咽頭から内容物を吸い込まない可能性があります。ピペットは舌を押し下げ、接種物の嚥下を防ぐために口の底と前に向かって押します。ピペットが口の中にあり、マウスが適切に麻酔されているとき、マウスはあえぎごとに口を開けます。
  4. マウスを握った手と親指で、マウスの胸部の後面と前面にパチパチという音を感じて、接種物の吸入を確認します。

3. マウスの安楽死

  1. 犠牲時点の10分前に、200 mg / kgケタミンと24 mg / kgキシラジンのカクテルをマウス腹腔内に注射します。.
  2. マウスが麻酔の手術面に入るまで、注射後10分待ちます。これは、つま先のつま先つまみに対する反応の欠如によって確認されます。

4. PBSとホルマリンによる肺の灌流

  1. 麻酔をかけたマウスに70%エタノールを噴霧します。はさみを使用してマウスの皮膚を切り取り、皮膚を引き離して腹膜を四方に露出させます。マウスの上半分から皮膚を頭の上に引っ張り、皮膚から腕を引き抜きます。
  2. 胸骨と胸郭の下面に沿って腹膜を切断し、腹膜を露出させます。肝臓を下に変位させ、横隔膜を明らかにします。はさみを使用して、肺の実質から離れて横隔膜を慎重に穿刺し、肺自体に穴を開けないようにします。
    注:誤って肺に穴を開けると、その後の空気の膨張が不可能になります。
  3. 横隔膜に穴を開けると、空気が胸部に入り、肺が崩壊します。左側の胸郭を切って心臓を露出させます。50Gの針で5〜10mLのPBSを5秒あたり1mLの割合で右心室に注入し(血管の損傷を防ぐため)、肺を急速に白くします。
    注意: ホルマリンは危険な揮発性物質であり、ダクト付きのバイオセーフティキャビネットまたはヒュームフード内で取り扱う必要があります。
  4. 終了したら、針を取り外し、新しい針を使用して、5 mLの10%中性緩衝ホルマリン(NBF)を同じ速度で右心室に注入します。

5.灌流された肺を空気で膨らませる

  1. 胸郭の前半分を取り外します。気管を露出させるには、首の左右にある上肋骨と鎖骨をカットします。気管が横たわる正中線付近で切断しないように注意してください。鉗子で、首の正中線に残っている上部の肋骨と鎖骨をつかみ、気管が露出するまで上方向に引っ張ります。
  2. 長さ10cmの縫合糸を用意し、気管の下に引っ張り、露出した気管の下端で緩い結び目をあらかじめ結びます。18Gのカテーテルで1mLの空気のシリンジを準備します。18Gの針を使用して、露出領域の上端にある気管に穴を開けます。
  3. カテーテルをその穴に挿入し、空気が逃げるのを防ぐために比較的しっかりとフィットするようにします。1 mLの空気を10秒間ゆっくりと肺に注入し、すべての葉の肺の膨張を監視します。.完全に膨張すると、肺が心臓をわずかに包み込み、穿刺されていない横隔膜で肺が占める体積が満たされます。
  4. 気管の周りの結び目をしっかりと引っ張り、カテーテルを取り外します。気管を保持し、鈍いハサミを使用してマウスから肺を取り出し、肺に穴を開けないように注意してください。

6.浸漬固定と脱水

  1. 20 mLの10%NBFで満たされた50 mLの円錐形チューブの上端に肺を置きます。.縫合糸を円錐の外側に保ち、キャップをねじ込み、円錐を反転させて、肺が20mLのNBFで逆さまに吊り下げられるようにします。4°Cで24〜48時間置きます。
  2. PBSで肺をすすぎ、次に30%ショ糖PBS(w / v)溶液に4°Cで72〜96時間入れて、凍結保存の準備として肺を脱水します。ショ糖から肺を取り出し、肺を最適な切断温度(OCT)培地のクライオモールドに入れ、試料を-80°Cで凍結します。

7.クライオセクショニング

  1. OCTクライオブロック内の試料をクライオスタットの-20°C温度まで平衡化してから、切片化に1時間かかります。20-100 μmの厚さでブロックを切片にします。
    注:空気の膨張は試料の脆弱性を増大させる可能性があり、厚さを増して切断すると、切片作成中の組織の破損を防ぐことができます。
  2. 切片をスライドガラスに集め、30分から1時間乾燥させて、スライドへの組織の付着を確認します。
    注:この段階では、スライドを-80°Cで保持できます。

8. スライドの準備とブロッキング

  1. スライドをPBSバス(皿またはCoplinジャー)に室温(RT)で30分間入れて、スライドからOCTを取り除きます。
    注:厚いセクション(40〜100μm)は、薄いセクションと同様にスライドガラスに付着しない可能性があるため、Coplinジャーに横に置くのではなく、皿の中で平らで直立させておくのが最善です。
  2. OCTが組織から溶解した後、スライドを乾燥させます。ワイプを使用して、組織標本の周りのスライドの周囲から余分な液滴を乾かします。
  3. 疎水性のパップペンを使用して標本の周囲に周囲を描き、5分間乾燥させます。
  4. 0.3% Tween-20および1:100 Fc Blockを含むアニマルフリーブロッキング溶液のブロッキングバッファーを調製します。これは、スライドあたり300 mLです。
    注:細胞内標的には、1%Tween-20を使用できます。通常、300 μLの容量で十分ですが、組織を完全に覆うために必要な容量は、疎水性マーカーの周囲サイズによって異なります。この時点から組織は乾燥してはいけません。
  5. ブロッキング溶液をスライド上にRTで1時間放置します。

9. 免疫染色

  1. 液体をピペッティングで取り除き、300〜500μLのPBSを加えてスライドを洗浄します。一度洗濯を繰り返します。
  2. 0.33% Tween-20 (または細胞内標的の場合は 1%) のアニマルフリーブロッカー溶液で、一次 AlexaFluor-647 標識ラット抗マウス EpCAM (クローン G8.8) 抗体 (気道上皮マーカー) を調製します。この溶液のスライドあたり300μLを加え、4°Cで一晩染色します。
    注:抗体は、染色濃度、時間、および温度について経験的に試験する必要があります。ほとんどの抗体について、薄い切片(8-20 μm)を37 °Cで30分間染色し、厚い切片(20-100 μm)を4 °Cで一晩染色します。非標識抗体を使用する場合は、2回洗浄し(上記の通り)、二次蛍光抗体を経験的に決定した時間と温度で塗布します。一般に、二次抗体の染色は、室温で1時間、希釈倍率1:1000で行います。
  3. 抗体溶液を検体から取り出し、スライドをPBS300 mLで5分間洗浄します。この洗浄を一度繰り返します。スライドを乾燥させ、試験片と周囲のガラスから余分な液体をすべて取り除きます。
  4. 各ティッシュペーパーにRTソフトセット封入剤(SlowFade Glassなど)を1滴加えます。泡が入らないように注意して、ボトルを逆さまにして落ち着かせ、一滴一滴をゆっくりとティッシュに落とします。適切なサイズのカバースリップを、サンプルと疎水性マーカーの周囲を超えて伸びるように配置します。

10. 蛍光顕微鏡によるイメージング

  1. マルチチャンネル蛍光顕微鏡を使用して、個々の胞子と宿主細胞を分離するのに十分な解像度の対物レンズを使用して、肺切片全体を偏りなくスキャンします(例:NA = 0.8の20倍油対物レンズを使用したZeiss Axioscan 7など)。
    注意: レーザー出力とPMT電圧ゲインが、蛍光マイナス1(FMO)コントロールで決定されたバックグラウンドに対するターゲットの信号対雑音比を最大化するように設定されていることを確認してください。
  2. 肺葉全体をキャプチャするのに十分な画像タイルを収集します(例:サイズ400 μm x 400 μmのタイルを~200枚)。顕微鏡ソフトウェアプログラム(Zeiss ZEN 3.7など)を使用して、マージされたタイル画像をダウンストリーム処理用にエクスポートします。

11. QuPathによる空間解析

  1. 無料のオープンソースソフトウェアであるQuPath14で、プロジェクトファイルを作成し、蛍光画像をファイルに追加します。
  2. トップメニューオプションの [分類]をクリックし、[ ピクセル分類]>[しきい値の作成]をクリックして、EpCAM+ピクセルを上皮として分類します。ターゲット領域を最適に識別する解像度、チャネル、スムージング シグマ、およびしきい値を選択します。分類子を一意の名前で保存し、[ オブジェクトの作成] を選択します。
  3. 新しい [オブジェクトの作成 ] ウィンドウで、[ 新しいオブジェクト タイプ ] として [注釈] を選択します。肺上皮の場合、最小オブジェクトサイズと最小穴サイズを100 mm2に設定します。ここで [Split Objects ] を選択する必要はありません。 [OK]を選択すると、注釈が作成され、左上の領域にある ブラシ ツールを使用して目視で変更できます。
  4. 胞子を分類するには、胞子が捕捉されたチャネルを使用して 11.3 から 11.4 の手順を繰り返し、新しいオブジェクト タイプを [アノテーション] ではなく [検出] にします。最小オブジェクト サイズと最小穴サイズを 0 mm2 に設定し、[オブジェクトの分割]を選択します。
  5. 胞子の空間分析を行うには、トップ メニュー オプションの [分析] > [空間分析] > [注釈 2D までの符号付き距離を計算] を選択します。EpCAM+ 上皮までの距離は、検出された胞子ごとに計算されます。これらをトップメニューオプションの 「測定」>「測定値のエクスポート」からエクスポートします。

Results

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この方法では、最終的に生理学的な空気膨張を使用してマウスの肺の免疫蛍光画像を生成し、気道を乱さないようにします。重要なのは、途中の複数のチェックポイントによって、プロトコルのコンポーネントが正常に実行されたことを確認することです。接種中は、マウスの後胸壁に液体が気道に入ったことを示す「パチパチ音」を感じることで、接種物が吸引されたことを確認することが重要です。パチパチという音の感覚がない場合は、マウスが接種物を飲み込んだ可能性があります。マウスの肺にPBSを投与すると、肺に白い斑点が生じ、続いて肺全体が完全に白くなるはずです(図2A)。不完全な美白がある場合、その後のホルマリン灌流は肺実質のすべての領域に到達しません(図2B)。肺を空気で膨らませるとき、肺は生理学的なサイズに達するまでゆっくりと膨張する必要があります。気管縫合糸を結んで肺内の空気を確保した後、肺のサイズが収縮してはいけません。もしそうなら、手術中に肺が穿刺された可能性が高いです。

ここでは、空気膨張肺とホルマリン液体膨張肺の両方で、 標識されたCoccidioides posadasii cts2/ard1/cts3Δ 胞子(緑)およびEpCAM+柱状細気管支上皮(マゼンタ)を有する切片の代表的な画像を示します(それぞれ図3A、B )。これらの胞子は、主に遠位細気管支内と、それらの遠位細気管支のすぐ隣の肺胞腔(おそらく肺胞管内)に蓄積します。空気膨張式固定液を灌流した肺には、細気管支内に頻繁に出現し、細気管支に近い場所に集まる胞子が含まれています(図3A)のは、胞子が細気管支上皮からわずかに分散して現れる液体固定剤(図3B)ではありません。QuPath空間解析では、個々の胞子から最も近いEpCAM+細気管支上皮までの距離を測定し、細気管支から離れてより遠位の肺胞空間への胞子の分散レベルを示します。液体の膨張は、生理的な空気の膨張と比較して、胞子を細気管支からさらに離して分散させることを示しています(図4A、B)。空気膨張血管灌流は、遠位細気管支におけるこれらの胞子の自然な位置を維持し、気管内固定剤注入によるこれらの胞子のより遠位の肺胞腔への人工的な分散を防ぎます。

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図2:肺灌流成功の適応症 (A)灌流に成功した肺は完全に白くなります。(B)不完全に灌流された肺は、外観がピンク色またはまだらに見えます。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

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図3:空気で膨らませたホルマリン灌流肺とホルマリン膨らませた肺の胞子分布の代表的な画像。細胞内蛍光胞子(緑)は、(A)ホルマリンで膨らんだ肺よりも(A)空気で膨らんだ肺で、EpCAM+細気管支上皮(マゼンタ)に近接して分布していることが見られます。画像は、各治療群のマウスの左葉の後面から深さ1.2mmの切片から、マルチチャンネル蛍光顕微鏡で20倍の倍率で取得し、顕微鏡ソフトウェアを使用してタイルをステッチしました。スケールバー = 800 μm. この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

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図4:空気膨張した肺とホルマリン膨張した胞子治療肺の胞子距離(mm)から細気管支上皮までの距離(mm)の比較。 治療群ごとに3匹のマウスから採取した肺を、1 x 106 Coccidioides posadasii cts2/ard1/cts3Δ arthroconidiaの接種後1.5時間採取、処理、画像化しました。左葉の後面から0.8 mm、1.2 mm、1.6 mm、2.0 mmの地点でマウス1匹あたり4切片をサンプリングし、染色し、マルチチャンネル蛍光顕微鏡でイメージングしました。各グループのすべての胞子をQuPathで検出し、空間解析して、(A)最も近いEpCAM+柱状細気管支上皮までの距離を決定し、(B)中央値と95%信頼区間をマイクロメートル単位で表示しました。空気膨張胞子、n = 11,673。液体膨張胞子、n = 9,837。マン・ホイットニーのt検定は正規性がないために実施され、p<0.0001でした。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

胞子の吸入と吸入された胞子の空間沈着の解析のためのパイプラインを確立しました。このパイプラインは、Coccidioides posadasii cts2/ard1/cts3Δ arthroconidia の吸入によって影響を受ける肺の関連する間質領域を決定するための貴重な情報を提供します。コクシジオイデスの胞子および同程度の大きさの不活性粒子(データは示さず)が、肺胞気道内腔全体に完全に分散するのではなく、遠位細気管支領域および気管支-肺胞接合部に蓄積することが観察された。このモデルでは、自然な肺の形態を維持しながら気道内容物の生理学的完全性を維持する免疫蛍光染色(または免疫組織化学[IHC]などの他の下流パイプライン)用の凍結切片を製造するには、比較的低いレベルの機器と技術的スキルが必要です。空気の膨張がなければ、肺胞の崩壊は細気管支13,15を取り巻く肺実質の自然な構造を歪めます。組織学的処理中の肺の空気量の喪失は、米国胸部学会と欧州呼吸器学会の共同公式研究方針声明によって「深刻な問題」として示されました 肺構造の定量的評価の基準を定義する際に16。さらに、固定剤の気管内注入は、ムチン、界面活性剤、および気道繊毛などの近位気道分子および細胞成分の性質および位置を混乱させる可能性がある17,18,19。ここで説明する方法は、肺の空気容積と、吸入された真菌胞子と相互作用する気道に沿った分子および細胞成分の両方を十分に保存します。

免疫蛍光顕微鏡は、肺成分の空間的ダイナミクスを調査するための強力なツールを提供し、十分にレビューされています20,21。これらの切片の免疫蛍光法で染色できる標的に制限はありませんが、ホルマリン固定に敏感なエピトープを持つ抗体は、その標的に十分に結合しない可能性があります。新しい抗体を使用する場合は、蛍光マイナス1(FMO)コントロールを調製して、抗体がバックグラウンド上でシグナルを産生するかどうかを判断するのが最善です。二次抗体を使用する場合は、一次抗体を含まない治療群を使用して、二次抗体のオフターゲット結合を制御します。一次標識モノクローナル抗体は非常に特異的であるため、高温(37°C)で短時間(30分)で染色するのが一般的であり、一般的には標的に特異的に結合します。一方、非標識ポリクローナル抗体は、抗原の検出感度は高いものの、特異性が低いため、低温(4°C)でのインキュベーション時間が長い(~16時間)と、S/N比が最適化されます。すべての抗体には経験的な最適化が必要です。

この研究で胞子の局在化に使用された空間分析モデルは、個々の胞子から最も近い細気管支上皮までの距離を測定します。これには、高いEpCAMシグナルと、チューブ状構造を覆う柱状上皮としての形態学的に異なる外観を使用して、細気管支上皮を適切に同定する必要があります。EpCAMは肺胞上皮によっても低レベルで発現できるため、QuPathでEpCAMシグナルを閾値化して、定義されたアノテーションを形態学的に確認された細気管支領域に限定することが重要です。細気管支には解剖学的な最小サイズがあるため、ステップ11.3で述べたように、これらの領域のQuPath定義を最小面積の100 mm2に制限できます。これにより、肺胞II型上皮細胞など、肺胞空間全体で分離された高EpCAM発現細胞またはアーティファクトがQuPathアノテーションから除外されます。これらのステップにより、細気管支上皮のみをQuPathアノテーションとして定義し、この定義された細気管支上皮への胞子の近接性を判断できます。

ここで説明する感染モデルは、イソフルラン麻酔を使用して、真菌胞子の吸引に対するマウスの口腔あえぎ応答を誘発します。イソフルランオープンドロップ法は、マウス9,22,23において短期間の麻酔を誘発するための迅速で低資源の技術として開発された。この方法を一貫して実行するには、ある程度の練習が必要です。麻酔下での時間は、マウスが咽頭内容物を吸引するために十分に麻酔をかけるのに十分な長さでなければなりません。マウスの麻酔が不十分な場合、マウスは接種物を吸引する代わりに飲み込むことができます。十分な麻酔の兆候は、マウスが約50〜60あえぎ/分の割合で活力を増す定期的な口腔あえぎを生成するときに到達します。仰臥位のマウスの頭は、あえぎごとに前進するはずです。不十分な麻酔は、あえぎの欠如やひげ、舌、または手足の動きによって判断できます。接種液を投与しながらピペットチップで舌を押さえて、嚥下を防ぐのがベストプラクティスです。イソフルランの過剰摂取はマウスの死につながる可能性があり、予防する必要があります。.これを防ぐための良い経験則は、マウスが立ち直り反射を失うのにかかったのと同じ時間後にマウスをイソフルランから取り除くことです。たとえば、マウスが右反射を失うのに10秒かかる場合は、さらに10秒後にマウスを取り外します。イソフルランガスが複数のマウス治療の過程で逃げるにつれて、この時間枠が長くなる可能性があります。私たちの手では、イソフルランを追加せずに6〜8匹のマウスを治療できます。

このプロトコルのコンポーネントにはいくつかの制限があります。接種手順では、25μLの液体PBS培地に懸濁した胞子を使用しますが、これはエアロゾル化された胞子の接種よりも生理学的ではありません。吸引液の使用が、空気中の胞子の吸入などの他の接種方法と比較して胞子/粒子の局在を変えるかどうかについては、未解決の問題が残っています。ただし、エアロゾル化された吸入には広範なリソース投資が必要であり、研究の性質やラボ環境によっては最適ではない可能性のある他の制限 (接種範囲の制限、ばらつきのある曝露、職業上のリスク) があります。このプロトコルの別の制限は、組織全体の空気の存在または気管内固定と比較して血管固定の有効性の低下のいずれかが原因である可能性がある凍結切片中に組織の脆弱性が発生する可能性があることです。この凍結切片の脆弱性は、60〜100μmの厚い切片を切断し、共焦点顕微鏡を使用して組織内の2次元(2D)平面を画像化することで克服できます。

この方法の簡便性と適応性により、他のグループが選択した吸入病原体と関心のある宿主応答に有用性を見出すことができると信じています。

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

著者は何も開示していません。

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

資金と支援は、NIHの助成金K22 AI153678-01とラトガース大学大学院を通じて獲得しました。Rutgers Biomedical Health Sciences Cellular Imaging and Histology CoreのFawad Yousufzai氏とLuke Fritzky氏には、免疫蛍光画像の取得に関する彼らの仕事と専門知識に感謝します。

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
18 g, 1 1/2 針 (305185)Fisher305185
1 L スクリュートップジャー (ナルジーン)フィッシャーサイエンティフィック11-823-33
エアタイトバルク非滅菌シリンジ 10 mL ルアーロックフィッシャー14-817-175
AnaSed 注射 (キシラジン滅菌溶液)Akorn59399-110-20
アニマルフリーブロッカーおよび希釈剤、R.T.U.ベクトルSP-5035-100
BD Insyte Autoguard Winged Shielded IV カテーテル BD Vialon カテーテル 材料 18 G x 1.88 インチBD381547
BD Pharmingen 精製ラット 抗マウス CD16/CD32 (マウス BD FC ブロック &貿易;)BD553142
CellTracker オレンジ CMRA 染料フィッシャー サイエンティフィNC0873640
CFSELabviva75003
Coccidioides posadasii cts2/ard1/cts3Δ BEI ResourcesNR-166
Corning 70 ミクロン ストレーナーVWR10054-456
EpCAM AlexaFluor647 モノクローナル抗体Biolegend118211
Exel International HYpodermic Needles 30 G x 1/2"LabvivaEN3012
Fisherbrand 滅菌シリンジ (1mL、Leur Slip)Fisher14-955-462
グルコース・モノハイドレートアゼル・サイエンティフィック ES17530-500G
高真空グリースVWR59344-055
Hoechst 33342 溶液 20 mM (5 mL)ThermoFischer62249
イソフルラン USPCovetrus29405
ケタミン塩酸塩Dechra1000001250
KIMWIPES 繊細なタスクワイパー (4.4 インチ x 8.4 インチ)VWR21905-026
レクサーベビーはさみFST14078-10
マイクロアドソン鉗子FST11018-12
中性緩衝ホルマリン(10%)(アゼルサイエンティフィック)フィッシャー22-026-350
ヌンクEasYFlask組織培養フラスコ、T75、フィルターキャップVWR15708-134
PBSVWR45000-446
ルアウェイ埋め込み金型SigmaE6032-1CS
QuPath 0.5.1 ソフトウェアオープンソースhttps://qupath.github.io/
Silk 縫合糸 糸サイズ 3/0FST18020-30
SlidesMicro Slides Superfrost Plus VWR48311-703
SlowFade ガラス ソフトセット 退色防止封入剤 (2 mL)ThermoFischerS36917
スクローシグマS0389-500G
Tissue-Tek O.C.T. コンパウンド、Sakura FinetekVWR25608-930
Tween 20ThermoFischerJ20605.AP
Vector Laboratories ImmEDGE 疎水性バリア ペン セット 2 個入りFisher ScientificNC9545623
VWR マイクロ カバー メガネ、長方形 (24 mm x 40 mm #1.5)VWR48393-230
白いプラスチック ワイヤー メッシュMAPORCH789862904922
酵母抽出Fisher BP9727-500
Zeiss AxioScan 7 Carl Zeiss Microscopy GmbHhttps://www.zeiss.com/microscopy/us/products/imaging-systems/axioscan-for-biology.htmlマルチチャンネル蛍光顕微鏡
ZEN 3.7 SoftwareCarl Zeiss Microscopy GmbHhttps://www.zeiss.com/microscopy/us/products/software/zeiss-zen.html顕微鏡ソフトウェア
ック ピース 物

References

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