方法論記事

木掘り昆虫に関連する観察性ダニの飼育

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DOI：

10.3791/69039

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2025年9月2日

 ,  , 
1Tropical Research and Education Center, University of Florida IFAS, 2Fort Lauderdale Research and Education Center, University of Florida IFAS

この記事について

サマリー

ここでは、実験または応用研究のためのカスタマイズ可能な食料源とスケーラブルな方法を備えた飼育ユニットを使用して、捕食性種と食真菌性種の両方を含む木掘削昆虫に関連する葉ダニの実験室培養を確立および維持するためのプロトコルを提示します。

要約

Phoreticダニは、甲虫目:CurculionidaeやCerambycidaeなどの幅広い木材掘削昆虫の一般的な仲間です。葉ダニは、宿主の繁殖地にアクセスできる数少ない生物グループの1つです。これらの生物は微小であり、木材を掘削する昆虫のギャラリー内で生物的および非生物的条件との密接な関連性と親和性を確立しています。ギャラリー内でのカブトムシの存在は、カブトムシの行動と繁殖に大きな影響を与える可能性があります。一部の種は、カブトムシとその相利共生菌類の自然な拮抗薬として作用し、カブトムシの成功を保証する共生関係を破壊する可能性があります。これらの特性により、葉ダニは木材掘削害虫を標的とする生物防除プログラムの有望な候補となります。しかし、これらのダニを飼育するための再現性のある方法が、ダニの基礎生物学と生態学を研究し、生物防除剤としての可能性を評価するために必要です。その重要性にもかかわらず、現在、飼育下でホメティックダニの個体数を維持するための詳細なプロトコルはありません。この研究は、2つのグループの葉ダニ、食菌動物/食腐動物(アカリ:乱視)(すなわち、 Histiogaster arborsignis)と捕食者(アカリ:メソスティグマタ)(すなわち、 Proctolaelaps spp.)を飼育するための実用的でアクセスしやすいアプローチを提示します。これらのダニの栄養源として、それぞれロールした大麦粒と線虫を使用することを提案します。これらの食料源は実用的で広く入手可能であり、最小限のメンテナンスで済みながら、対象ダニグループの栄養要件に合わせた標準化された食事を提供します。石膏木炭ベースの基材は、湿度調節マトリックスとして使用されます。この組み合わせは、これらのダニの長期的な維持と繁殖のための食料資源と適切な微小生息地の両方を提供します。説明されている方法はスケーラブルであり、研究者はコロニーのサイズと実験要件に比例して飼育単位を拡張できます。このプロトコルは、葉ダニの生態学的役割に関する研究を進めるための重要なツールを提供します。この実験的に検証されたシステムは、実験室条件下で他のダニ分類群を飼育するための適応性を維持しながら、数か月および複数世代にわたる長期的なコロニー生存率を保証します。

概要

多くの木材を掘削する昆虫は、ライフサイクルのほとんどを木の中で完了し、そこで餌を食べ、植物病原体の媒介者として機能することが多く、農業や森林の生態系に深刻なリスクをもたらします1,2。最も被害の大きいグループの中には、Buprestidae、Cerambycidae、Bostrichidae、およびCurculionidae科の侵入性カブトムシがあり、これらは世界中で広範な樹木の枯死と経済的損失に関連しています3。フロリダには35種以上のアンブロシアカブトムシ(甲虫目:Curculionidae)が生息しており、少なくとも15種がアボカドの木に寄生することが知られています4,5。果樹園で一般的な種には、Xyleborinus saxesenii Ratzeburg、Xyleborus affinis(Eichhoff)、X. bispinatus Eichhoff、X. ferrugineus(Fabricius)、X. volvulus(Fabricius)、X. gracilis(Eichhoff)、およびXylosandrus crassiusculus(Motschulsky)があり、多くの場合、同じ木に共存します4,6。これらのカブトムシは主に共生菌を媒介しているため、その一部は植物に病原性があります7。最も深刻な病原体は、月桂樹萎凋病の原因物質であるHarringtonia lauricolaで、2002年頃に主要なベクターであるXyleborus glabratus Eichhoffとともに米国に導入されました8,9。月桂樹萎凋病はフロリダのアボカド産業と在来の月桂科植物を壊滅させ、50億本以上の木を枯らしました10,11。さらに、 H. lauricola 現在、複数のアンブロシアカブトムシ種に関連して発生しており、X. glabratusがまれなアボカドシステムで代替ベクターとして機能します4,12。

ダニ(アカリ)は、幅広い生態学的ニッチを占める非常に多様な節足動物です。その中でも、いくつかのグループは、捕食行動、高い繁殖率、土壌、植物表面、保管製品などのさまざまな環境で繁栄する能力により、生物防除剤としての可能性がますます認識されています。温室、苗床、農地での害虫の発生を抑制する能力は、統合害虫管理 (IPM) プログラムにおけるその重要性を強調しています13,14。たとえば、Phytoseiidae科には、生物学的防除において非常に重要ないくつかの種、特にNeoseiulus californicus BerleseとPhytoseiulus persimilis Athias-Henriotが含まれており、温室作物や畑作物のハダニ(Acari:Tetranychidae)とアザミウマの抑制に広く利用されています15。同様に、ラエラピッドダニStratiolaelaps scimitusは、真菌のブヨの幼虫やアザミウマの蛹などの土壌に生息する害虫を標的とする生物学的防除剤であり、統合害虫管理プログラムに広く組み込まれています16。この文脈では、葉ダニは有望なグループを表しています。これらのダニは、分散のために宿主との一時的な結合に依存しており、樹皮やアンブロシアカブトムシなどの木を掘る昆虫のギャラリーまたはひな室内で頻繁に見られます17,18,19。

葉ダニの多様性は、形態と生態の両方に及びます。真菌性および食性の摂食行動を示すものもあれば、捕食性であるものもあります。宿主との近さを考慮すると、葉ダニは、卵や幼虫を捕食したり、物理的に損傷を与えたり、間接的に木掘り昆虫の共生関係を破壊したりすることによって、昆虫の個体数を直接抑制する可能性があります20,21,22,23。

ダニとその潜在的な生物学的防除剤への関心が高まっているにもかかわらず、ダニの飼育プロトコルの開発は依然として限られています。いくつかの研究では、自由生活の捕食性ダニ(Acari:Mesostigmata)を培養する方法が報告されています24,25;しかし、説明にはダニコロニーの最初の確立に関する指示が欠けていることが多く、新しいアカロロジストにとって課題となっています。現在、実験室でのコロニーを長期的に維持したり、実験用にホレティックダニを飼育したりするための確立されたプロトコルはありません。この研究で提示されたプロトコルは、捕食性ダニ(すなわち、メソスティグマタ)と食菌性/デトリプト動物(すなわち、乱視)ダニの両方を飼育するための実用的でスケーラブルで再現性のある方法を提供することにより、このギャップに対処します。このプロトコルは、葉ダニの文脈で説明されていますが、他のダニにも広く適用でき、多様な研究目的に合わせて容易に適応できます。たとえば、この方法で飼育された乱視ダニは、捕食性ダニの人為的な獲物として機能する可能性があります26,27。

この研究は、広く適用可能な基質と飼料の組み合わせが、多様なダニ分類群(中柱頭と乱視)にわたる持続的な生存と繁殖をサポートできるという仮説の下で、葉ダニの標準化された飼育プロトコルを開発および評価することを目的としていました。

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プロトコル

ここで説明するプロトコルは、土壌節足動物の大量飼育技術の以前の説明のアップグレードされた適応です24,25。また、オートクレーブ可能なビニール袋を使用して、食菌性/デトリトリウムの緑ダニ(すなわち、乱視)を大量飼育するための新しい方法も含まれています。使用する試薬と機器は、材料表に記載されています。

1. 飼育単位基質の準備

  1. 1〜5匹のダニで培養を開始する場合は、コロニー確立中のダニの視覚化を容易にするために、5 mLのねじ込み式蓋ジャーを使用します。開始ジャーのサイズを知るには、容器容量30mLあたり約20匹のダニを計算します。
    注:たとえば、5〜20匹のダニで培養を開始する場合は、30 mL以下のねじ込み式蓋透明ジャーを使用します。20〜40匹のダニで培養を開始する場合は、次のジャーサイズ(60 mL)を使用します。
  2. 90 gのパリ石膏と10 gの粉末活性炭(9:1)を500 mLのオートクレーブ可能なビーカーで乾燥混合物調製します。オートクレーブ滅菌する前に、完全に混ざるまで粉末をかき混ぜます。
  3. オートクレーブ滅菌プロセス中に容器に水が入らないように、ビーカーをアルミホイルで覆います。
  4. 有機樹皮片と ミズゴ ケ(2:1)の混合物をオートクレーブ可能なビーカーで準備します。飼育容器の約半分を覆うほど準備します。
    注:たとえば、120 mLの容器を調製する場合は、約60 mLの基質を調製します。
  5. オートクレーブ滅菌プロセス中に容器に水が入らないように、ビーカーをアルミホイルで覆います。
  6. オートクレーブ可能なビーカーに500mLの蒸留水を注ぎます。
  7. ビーカーをアルミホイルで覆います。
  8. ドライミックス、樹皮と苔の混合物、および蒸留水を別々の蓋付きのビーカーにオートクレーブします。オートクレーブを121°C、15psiで30分間、乾燥時間30分間に設定します。
  9. 材料を室温(25°C)まで約1時間冷却します。冷却中は、すべての材料をホイルで覆ったままにします。
  10. 冷めたら、活性炭と石膏の混合物に一度に50 mLのオートクレーブ滅菌蒸留水を注ぎ、さらに水を加えるたびにブレンドを混合します。クリーミーな粘稠度が得られるまでこのプロセスを繰り返します(理想的な粘稠度はマヨネーズに似ています)。
  11. すぐに混合物を瓶の底に注ぎ、平らな面に数回軽くたたいて気泡を取り除きます。混合物の1cmの層を作成するのに十分な量を注ぎます。
    注:30 mL未満のジャーを使用する場合は、層の厚さをジャーの高さの約25%に調整します。
  12. 混合物が完全に乾くまで待ちます(約6時間)(図1A、B)。
  13. 濃い灰色になるまで最下層に蒸留水を加えます。表面を濡らさずにこの層を飽和させるのに十分な水を加えます。過剰な量の水を注ぐ場合は、ペーパータオルを使用して余分な水分を吸収してください。
  14. 有機樹皮片と ミズゴ ケ(2:1)のオートクレーブ混合物を飼育ユニットに加えます。飼育ユニットの半分以下を覆うのに十分な量を追加します(図1C)。
    注:1〜5匹のダニで培養を開始する場合は、コロニー確立中のダニの視覚化を容易にするために、樹皮の小さな部分および/またはミ ズゴ ケのストランドを1本追加します(図2A)。

2.換気蓋の準備

  1. 瓶の蓋の中央に穴を開けます。30 mLのジャーの場合は、直径1 cmの穴を開けます。容器が大きい場合は、容器の容量が30mL増加するごとに直径約2mmの割合で穴のサイズを大きくします(つまり、60mL容器の場合は直径1.2mm、90mL容器の場合は1.4mmなど)。
    注:30 mL未満のジャーを使用する場合、基材がすぐに乾燥するため、蓋に穴を開けることはお勧めしません(図2B)。空気交換のために容器が2日ごとに開けられていることを確認してください。
  2. ホットグルーを使用して、穴の上にダニ防止メッシュ(開口部80μm以下)を貼り付けます。蓋の両側の穴の周りにホットグルーを塗布して、すべての隙間が覆われていることを確認します(図1D)。

3. 食料源とホメティックダニの移動

  1. 飼育ユニットに獲物/餌の小さなパッチ(表面の約20%)を別々に提供します。
    注:飼育されているダニの摂食習慣に基づいて食料源を決定します。捕食性ダニ(すなわち、メソスティグマタ)については、線虫および/または乱視ダニの幼虫と卵(すなわち、 Aleuroglyphus ovatus またはThyreophagus entomophagus)を提供します27。捕食性ダニの餌となる最もアクセスしやすく、培養しやすい線虫は、ミクロワーム(Panagrellus spp.)です。(線虫:Panagrolaimidae)、魚の稚魚の食料源として使用するために市販されています。あるいは、Steinernema spp. や Heterorhabditis spp.28 などの市販の昆虫病原性線虫を利用します。食菌動物/食腐動物(つまり、乱視)には、大麦粒とオーツ麦を丸めて提供します。
  2. 細い絵筆を使用してダニを飼育ユニットに移します。
  3. カルチャにラベルを付けます。学名と一般名(利用可能な場合)、日付、収集場所、およびホストを記述します。
  4. 24時間後、実体顕微鏡でダニを観察して、ダニが好む獲物/食物を判断します。
  5. 培養物は完全な暗闇で25〜27°Cの温度範囲に保ちます。

4.宿主とホレティックダニの収集

  1. 葉の宿主を選択して見つけます。多くの木を掘るカブトムシやその他の昆虫は、ダニの泳井宿主として機能します。スカウトエリアと、phoretic hostが占める特定の生態学的ニッチ。
  2. 餌付け、捕獲、ネット収集、および/またはハンドピッキングなど、収集後も葉ダニが生き続けることができる方法を使用して宿主を収集します。殺傷剤の使用は避けてください。
    注:収集方法は、呼び込みホストによって異なります。たとえば、樹皮およびアンブロシアカブトムシは、リンドグレン漏斗トラップを使用して、丸太を手動で掘削することによって、または感染した丸太を出現室として機能する容器に入れることによって収集できます29。
  3. 葉巻宿主を実験室に移します。
  4. 実体顕微鏡(40-200倍)を使用して、宿主の体の葉ダニを見つけます。
    注:熱ダニは、通常、カブトムシの羽(鞘翅)、柔らかいキューティクル(つまり、脚と体の部分の間)、胸部、および鞘翅の下に付着します。
  5. 飼育ユニットを準備した後(ステップ2、ステップ3、ステップ4に続き)、細い絵筆を使用して宿主の体からダニを慎重に抽出します。
  6. 採取した個体を実体顕微鏡(40-200×)で調べ、飼育ユニットに追加されたすべてのダニが形態学的に均一であることを確認します。複数の形態型が検出された場合は、それらを分離し、異なる形態型ごとに個別の飼育単位を確立します。
  7. 細い絵の具ブラシを使用して、ホレティックダニを飼育ユニットに移します。

5. 文化の維持

  1. 2日ごとに実体顕微鏡(40-200×)で培養物を観察します。胞子体(カビ)、他のダニ、細菌による汚染の兆候がないか確認してください。
  2. 鉗子などの滅菌ツールを使用して、手動で汚染を除去します。小さなカビの成長は、70% EtOH をペイント ブラシで菌糸に直接優しく塗布することで管理できます。認識できないダニを駆除します。
    注:一部のダニのライフステージは、形態学的に他のライフステージとは異なって見えます。たとえば、多くの乱視ダニは、他のライフステージと類似していないフォレティックdeutonymphs(hypopi)を生成します。飼育されているダニのライフステージ間の形態学的違いについて文献を調べます。
  3. 食料源を補充します。飼育ユニットの汚れを避けるために、次の培養メンテナンスの前に消費するのに十分な量の食物を追加します。
  4. 蒸留水を実験ユニットの底に加え、湿度を高く保ちます(>75%)。ピペットを使用して、1 mL刻みで水を追加します。表面を濡らす(光沢のある)ことなく、この層を飽和させるのに十分な水を加えます。表面が過度に湿った場合は、ペーパータオルを使用して、表面が不透明になるまで余分な水分を吸収します。
    注:層が水を吸収すると、濃い灰色に変わります。
  5. 週に一度、基質の圧縮を避けるために飼育ユニットを軽く振ってください。このステップは、500 mLを超える容器に保管される培養物にとって重要です。

6. 捕食性ホレティックダニ培養のスケールアップ

  1. 培養の確立から2〜4週間後、または培養物がダニで飽和したら、上記の手順に従って獲物を備えたより大きなサイズの瓶を準備します。必要な瓶のサイズを知るには、移送されるダニの数を見積もり、30 mLあたり20匹のダニのルールを利用します。
    注:培養物がダニで飽和すると、ダニは蓋だけでなく基質の上を這い始めます。これは通常、文化をより大きなコンテナにスケールアップする時期です。
  2. ダニのいるすべての基質を古い瓶から新しい瓶に移します。
  3. 古い瓶を新しい瓶の上に逆さまにし、底を軽くたたいて、古いアリーナから新しい飼育ユニットにダニを追い払います。
  4. 古い瓶にかなりの数のダニが残っている場合は、細い絵の具ブラシを使用して手動でダニを移します。

7. ビニール袋の大量飼育への食菌・食腐動物の培養のスケールアップ

注:食菌性/食腐性ダニが穀物を消費すると、そのフラスと腐敗した有機物が飼育基質をすぐに汚し、ダニにとって有害な状態になる可能性があります。したがって、真菌性ダニの小さなコロニーを維持するには、最大120 mLの瓶までの小さな飼育ユニットが推奨されます。真菌性ダニのスケールアップや大量飼育には、大麦を丸めたオートクレーブ袋をお勧めします。

  1. 100 gのロール大麦またはオーツ麦を、19 cm x 19 cm x 32 cmのろ過済みオートクレーブバッグ(キノコ栽培に一般的に使用されます)に加えます(図3)。
  2. 穀物に蒸留水25mLを加えます。
  3. オートクレーブ内で破裂しないように、バッグをゆるく閉じます。
  4. 液体30サイクル(121°C)を使用してバッグをオートクレーブします。
  5. ダニを導入する前に、穀物が完全に冷えるのを待ちます。
    注:オートクレーブ滅菌後、穀物は柔らかく湿っている必要があります。最初の水の量は、加工方法の違いにより、穀物の種類やブランドによって異なる場合があります。穀物に添加される水の量は、プロトコルの推奨事項(25 mL)から5〜10 mL増減することによって調整できます。たとえば、穀物が完全に乾燥しているように見える場合は、オートクレーブ滅菌する前にさらに5〜10mLの水を追加します。袋の底に目に見える水がある場合は、オートクレーブ滅菌前に追加する水の量を5〜10mL減らしてください。
  6. ダニを飼育ジャーからバッグに移します。小さじまたは同等のものを使用して、すべてのライフステージの混合物を表面からすくい取ります。穀物基質でダニだけを移します。樹皮や ミズゴ ケの破片はカビ汚染の原因となるため、移送しないでください。
  7. 加熱ビニール袋シーラーを使用して袋を密封します。
  8. 培養物は25〜27°Cの温度範囲、できれば暗所に保管してください。

8. ビニール袋での食菌・食腐動物の培養維持

  1. ダニが穀物を消費すると、穀物は粉末になり、圧縮される傾向があります。袋を週に2回かき混ぜて、食品基材が通気され、混合されるようにします。
  2. 穀物のほとんど(>75%)が消費された場合、または真菌や細菌による汚染がある場合は、手順8に従って新しい袋を準備します。
  3. ダニを新しいバッグに移します。ダニの濃度が最も高いため、粉末基材を必ず移送してください。
    注:ダニを新しいダニに移す前に袋に入れておくべき時間は、問題のダニの種類、最初に導入されたダニの数、およびダニが保管される温度によって異なります。ほとんどの場合、バッグは交換が必要になるまで約 3 週間持続します。

9. 毎月のコロニー検査

  1. 月に一度、Hoyerの培地30を使用して、コロニー内の5〜10匹の成虫ダニの顕微鏡スライドを準備します。
  2. 顕微鏡(400〜1000倍)で標本をチェックし、飼育されているダニ種が汚染物質に置き換わっていないことを確認します。

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結果

この原稿に記載されているプロトコルは、2つの捕食性ダニ種、 Lasioseius safroi (Mesostigmata:Blattisociidae)と Proctolaelaps sp.(Mesostigmata:Melicharidae)、および食菌性/デトリティボア種の成長と繁殖を効果的にサポートしました、 Histiogaster arborsignis (乱視:Acaridae)、実験室条件下で。ダニ種ごとに10のコロニー(複製)を調製しました。各コロニーは、最初の7日間は5 mLアリーナ(ステップ2、3、4、および5で説明したように)に保持された5つの個体で開始され、その後、さらなる増殖をサポートするためにより大きな120 mLアリーナに移されました(ステップ6で説明)。アリーナは完全な暗闇の中で25°Cに保たれ、その個体数は14日間にわたって監視されました。

ダニの数は、すべての種で大幅な個体数の増加を示しました。7日目までに、平均個体数は5匹から約29匹(± 3匹)に増加しました H . arbors...

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ディスカッション

本研究は、提案された飼育プロトコルが、制御された実験室条件下で捕食性ダニ(Lasioseius safroi および Proctolaelaps sp.)と食菌性/食腐性種(Histiogaster arborsignis)の両方の生存と繁殖を効果的にサポートしたことを示しています。14日間で大幅な個体数増加が記録され、mLアリーナから120mLアリーナへの移行後、平均コロニーサイズは200個体を超えました。これらの結果は、プロトコルの堅牢性を確認し、多様なダニ分類群を維持するための適応性を強調しています。さらに、観察された拡張性は、生態学的研究や経済的に重要な害虫を対象とした生物防除プログラムの開発への潜在的な適用可能性を浮き彫りにしています。

飼育プロトコルの重要な要素は、活性炭とパリ石膏で構成されるベース層であり、この組み合わせは、さまざまな土壌に生息する節足動物の飼育にすでに広く使用されています24,31<...

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開示事項

著者には宣言すべき利益相反はありません。

謝辞

この研究は、USDA の社内プロジェクト (5010-22410-024-00-D) および USDA NIFA 助成金 2024-51181-43302 の下で、National Plant Disease Recovery System によって部分的に支援されました。

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参考文献

  1. Global review of forest pests and diseases. FAO For Pap. 156, FAO. https://openknowledge.fao.org/server/api/core/bitstreams/6ff74325-97d5-402d-8bc6-a13209a84005/content. (n.d.) (2025).
  2. Linnakoski, R., Forbes, K. M. Pathogens-the hidden face of forest invasions by wood-boring insect pests. Front Plant Sci. 10, 90(2019).
  3. Haack, R. A. Intercepted Scolytidae (Coleoptera) at U.S. ports of entry:1985-2000. Integr Pest Manag Rev. 6, 253-282 (2001).
  4. Carrillo, D., Duncan, R. E., Peña, J. E. Ambrosia beetles (Coleoptera: Curculionidae: Scolytinae) that breed in avocado wood in Florida. Fla Entomol. 95, 573-579 (2012).
  5. Gomez, D. F., Rabaglia, R. J., Fairbanks, K. E. O., Hulcr, J. North American Xyleborini north of Mexico: A review and key to genera and species (Coleoptera, Curculionidae, Scolytinae). ZooKeys. 768, 19-68 (2018).
  6. Atkinson, T. H., Carrillo, D., Duncan, R. E., Peña, J. E. Occurrence of Xyleborus bispinatus (Coleoptera: Curculionidae: Scolytinae) . Eichhoff in southern. 3669, 96-100 (2013).
  7. Hulcr, J., Dunn, R. R. The sudden emergence of pathogenicity in insect-fungus symbioses threatens naïve forest ecosystems. Proc R Soc B. 278, 2866-2873 (2011).
  8. Fraedrich, S. W., et al. A fungal symbiont of redbay ambrosia beetle causes a lethal wilt in redbay and other Lauraceae in the southern United States. Plant Dis. 92, 215-224 (2008).
  9. Harrington, T. C., Fraedrich, S. W., Aghayeva, D. N. Raffaelea lauricola, a new ambrosia beetle symbiont and pathogen on the Lauraceae. Mycotaxon. 104, 399-404 (2008).
  10. Evans, E. A., Crane, J., Hodges, A., Osborne, J. L. Potential economic impact of laurel wilt disease on the Florida avocado industry. HortTechnology. 20 (1), 234-238 (2010).
  11. Ploetz, R. C., et al. Recovery plan for laurel wilt of avocado, caused by Raffaelea lauricola. Plant Health Prog. 18, 51-77 (2017).
  12. Carrillo, D., et al. Lateral transfer of a phytopathogenic symbiont among native and exotic ambrosia beetles. Plant Pathol. 63, 54-62 (2014).
  13. Carrillo, D., De Moraes, G. J., Peña, J. E. Prospects for biological control of plant feeding mites and other harmful organisms. Prospects for Biological Control of Plant Feeding Mites and Other Harmful Organisms. , Springer International Publishing. Cham, Switzerland. 81-123 (2015).
  14. Knapp, M., van Houten, Y., van Baal, E., Groot, T. Use of predatory mites in commercial biocontrol: current status and future prospects. Acarologia. 58 (Suppl), 72-82 (2018).
  15. Barber, A., Campbell, C. A. M., Crane, H., Lilley, R., Tregidga, E. Biocontrol of two-spotted spider mite Tetranychus urticae on dwarf hops by the phytoseiid mites Phytoseiulus persimilis and Neoseiulus californicus. Biocontrol Sci Technol. 13, 275-284 (2003).
  16. Moreira, G. F., De Moraes, G. J. The potential of free-living laelapid mites (Mesostigmata: Laelapidae) as biological control agents. Prospects for Biological Control of Plant Feeding Mites and Other Harmful Organisms. Carrillo, D., De Moraes, G., Peña, J. , Springer. Cham. 81-123 (2015).
  17. Binns, E. S. Phoresy as migration-some functional aspects of phoresy in mites. Biol Rev. 57 (4), 571-620 (1982).
  18. Chaires-Grijalva, M. P., et al. Acarine biodiversity associated with bark beetles in Mexico. Acarol Stud. 1, 152-160 (2019).
  19. Hofstetter, R. W., Moser, J., Blomquist, S. Mites associated with bark beetles and their hyperphoretic ophiostomatoid fungi. Biodiversity Series. 12, 165-176 (2014).
  20. Vissa, S., Hofstetter, R. W. The role of mites in bark and ambrosia beetle-fungal interactions . Insect Physiology and Ecology. , IntechOpen. (2017).
  21. Cardoza, Y. J., et al. Multipartite symbioses among fungi, mites, nematodes, and the spruce beetle, Dendroctonus rufipennis. Environ Entomol. 37 (4), 956-963 (2008).
  22. Hofstetter, R. W., Moser, J. C. The role of mites in insect-fungus associations. Annu Rev Entomol. 59, 537-557 (2014).
  23. Moser, J. C. Mite predators of the southern pine beetle. Ann Entomol Soc Am. 68 (6), 1113-1116 (1975).
  24. Abbatiello, M. J. A culture chamber for rearing soil mites. Turtox News. 43 (7), 162-164 (1965).
  25. Freire, R. A. P., De Moraes, G. J. Mass production of the predatory mite Stratiolaelaps scimitus (Womersley) Acari: Laelapidae). Syst Appl Acarol. 12 (2), 117-119 (2007).
  26. Massaro, M., Martin, J. P. I., De Moraes, G. J. Factitious food for mass production of predaceous phytoseiid mites (Acari: Phytoseiidae) commonly found in Brazil. Exp Appl Acarol. 70, 411-420 (2016).
  27. Barbosa, M. F., De Moraes, G. J. Evaluation of astigmatid mites as factitious food for rearing four predaceous phytoseiid mites (Acari: Astigmatina; Phytoseiidae). Biol Control. 91, 22-26 (2015).
  28. Peters, A., Han, R., Yan, X., Leite, L. G. Production of entomopathogenic nematodes. Microbial Control of Insect and Mite Pests. Lacey, L. A. , Academic Press. Cambridge, MA. 157-170 (2017).
  29. Berto, M. M., et al. Beyond phoresy: interactions between Histiogaster arborsignis (Acari: Acaridae), ambrosia beetles and their fungal symbionts in Florida avocados. Symbiosis. 89 (2), 151-176 (2025).
  30. Dhooria, M. S. Acarine technology. Fundamentals of Applied Acarology. , Springer. New Delhi, India. 21-39 (2016).
  31. Fountain, M. T., Hopkin, S. P. Folsomia candida (Collembola): A "standard" soil arthropod. Annu Rev Entomol. 50 (1), 201-222 (2005).
  32. Moshkin, V. S., Brygadyrenko, V. V. Influence of air temperature and humidity on Stratiolaelaps scimitus (Acari, Mesostigmata) locomotor activity in a laboratory experiment. Biosyst Divers. 30 (2), 191-197 (2022).
  33. Gauthier, T. L. J., et al. Field-scale compression of Sphagnum moss to improve water retention in a restored bog. J Hydrol. 612, 128160(2022).
  34. Bateman, G. C. The Vivarium-being a practical guide to the construction, arrangement, and management of vivaria. , Read Books Ltd. (2017).
  35. Schausberger, P. Cannibalism among phytoseiid mites: A review. Exp Appl Acarol. 29, 173-191 (2003).
  36. Marquardt, T., Kaczmarek, S., Halliday, B. Ovoviviparity in Macrocheles glaber (Müller) (Acari: Macrochelidae), with notes on parental care and egg cannibalism. Int J Acarol. 41 (1), 71-76 (2015).
  37. Berndt, O., Meyhöfer, R., Poehling, H. M. Propensity towards cannibalism among Hypoaspis aculeifer and H. miles, two soil-dwelling predatory mite species. Exp Appl Acarol. 31, 1-4 (2003).
  38. Walter, D. E., Proctor, H. C. Mites in soil and litter systems. Mites: Ecology, Evolution & Behaviour: Life at a Microscale. , Springer. Dordrecht, Netherlands. 161-228 (2013).
  39. Ricci, M., et al. Development of a low-cost technology for mass production of the free-living nematode Panagrellus redivivus as an alternative live food for first feeding fish larvae. Appl Microbiol Biotechnol. 60, 556-559 (2003).
  40. Rueda-Ramírez, D., et al. Colombian population of the mite Gaeolaelaps aculeifer as a predator of the thrips Frankliniella occidentalis and the possible use of an astigmatid mite as its factitious prey. Syst Appl Acarol. 23 (12), 2359-2372 (2018).
  41. Navarro-Campos, C., Wäckers, F. L., Pekas, A. Impact of factitious foods and prey on the oviposition of the predatory mites Gaeolaelaps aculeifer and Stratiolaelaps scimitus (Acari: Laelapidae). Exp Appl Acarol. 70, 69-78 (2016).
  42. Mégevand, B., et al. Maintenance and mass rearing of phytoseiid predators of the cassava green mite. Exp Appl Acarol. 17 (1), 115-128 (1993).
  43. Hwang, H. -S., et al. Simple mass-rearing technique of a predatory mite Gaeolaelaps aculeifer (Canestrini) Acari: Laelapidae). Entomol Res. 49, 529-533 (2019).

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