このコンテンツを表示するには、JoVEへの購読が必要です。 または、無料トライアルをお申し込みください。

方法論記事

ラットの全層皮膚創傷の柔軟な電磁コイルパッチによる治癒促進

314 閲覧数

⸱

DOI：

10.3791/69605

⸱

2026年2月27日

 ,  ,  , 
1Wuxi School of Medicine, Jiangnan University, 2Engineering Research Center of the Ministry of Education for Wound Repair Technology, Jiangnan University, Affiliated Hospital of Jiangnan University

* These authors contributed equally

この記事について

サマリー

このプロトコルは、柔軟な銅コイルパッチを用いてラットに全層円形の皮膚創を作り、その治癒を促進する方法を示し、電磁場を脈動させる。

要約

慢性および大きな皮膚創は治癒の遅れと高い感染リスクにより、臨床的に大きな課題をもたらします。パルス電磁場(PEMF)療法は非侵襲的なアプローチであり、組織修復を促進することができます。本研究は、柔軟な印刷銅コイルパッチをカスタムPCBコントローラに接続し、全層の背側創傷に局所的なPEMF刺激を届ける再現可能なラット創傷モデルプロトコルを説明しています。対側の傷は未治療の対照群として機能しました。治癒の進行状況は定期的な写真撮影と創傷面積測定で評価されました。このプロトコルは、再生医療における局所的な適用とパラメータ調整に焦点を当て、さまざまな状態におけるPEMFベースの治療をin vivo で評価・最適化するための実用的かつ適応可能なシステムを提供します。パラメータ選択は、線維芽細胞増殖の直交CCK-8スクリーニングに基づいており、0.25〜1.3 mT、10〜40 Hz、1日あたり30〜90分を測定しました。主効果解析では、1.3 mT、30 Hz、60分/日が最適レベルと特定され、 in vivo 試験に採用されました。

概要

慢性的な皮膚創傷(糖尿病性潰瘍など)は健康上の問題が増しており、治癒の障害、感染、切断につながることもあります。従来の治療は時間がかかり費用もかかるため、組織修復を早める補助療法への関心が高まっています。電磁場療法はその一例であり、非侵襲的であり、前臨床および臨床の両方で治癒促進効果が示されています 2,3,4,5。極めて低周波(~100 Hz)帯のパルス電磁場(PEMF)は、血管新生や成長因子の放出を含む修復に重要な細胞プロセスを刺激できます。

例えば、PEMF曝露は糖尿病および健康な齧歯類において線維芽細胞成長因子2(FGF-2)を上方調節し、血管新生8を増加させることで創傷閉合を有意に加速させました。同様に、治癒障害モデル(例:糖尿病ラット)においても、PEMF治療は治癒速度を改善し、新たに形成された組織の引張強度を高めることが示されています。臨床的には、慢性創傷患者に対してPEMF療法が検討されています。糖尿病性足潰瘍患者を対象としたパイロットランダム化試験では、PEMF曝露下で微小循環血流の増加と創傷閉合の速さが報告されました10。一般的に、PEMFは他の創傷タイプでも有益な効果を示しており、例えばパルス磁場で治療された火傷の治癒改善が観察されました11。これらの研究は、創傷ケアにおける補完療法としての電磁刺激の可能性を強調しています。

従来の有線刺激器と比べて、磁気作動は経皮コネクターの必要性を排除し、ハードウェア関連の合併症のリスクを減らします。無線磁気システムは他の文脈でも組織特異的刺激を実現しており、例えば導電性神経誘導導管は交流磁場下で誘導微小電流を発生させ、電流振幅は場パラメータ12によって間接的に決定されます。磁気戦略は血管形成を支えることもでき、これは皮膚治癒における重要なボトルネックです。なぜなら、静的または動的磁場が単独または磁気反応性のある生体材料と組み合わせることで、内皮の挙動や血管新生シグナル伝達を調節することが示されているからです。これらの先例が、非侵襲性と外部プログラム性を保ちつつ、創傷床にPEMFを集中させるコンフォーマルで取り外し可能なコイルパッチの開発を動機付けました12,13。以下のプロトコルでは、このPEMF療法をラット全層創傷モデルに実施するためのステップを詳細に説明します。これには、装置の適用、刺激の投与、アウトカム評価が含まれます。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

プロトコル

すべての動物処置は江南大学の施設動物ケア・使用委員会(IACUC)によって承認されました。番号2025-0630S0360-915[408])をもっていました。このプロトコルは、6〜8週齢のオスのSDラット(約200〜250g)を使って実施しました。実験前は、ラットは個別に飼育され、自由に食物と水にアクセスでき、実験動物の飼育・利用ガイドに従い12時間の明暗サイクルで維持されていました。

1. 全層切除創の創設

  1. 動物と外科の場を準備してください。
    1. 誘導室内で3〜4%のイソフルランを用いて麻酔を誘導します。正直反射を失った後は、鼻錐を通じて麻酔を~2%に保ちます。
    2. ラットを無菌の手術台の上に伏せに置きます。背側胸郭(肩甲骨から腰椎中央部まで、側面も含む)を電動クリッパーで剃ります。
    3. 注意:手術用アクセスとコイルの設置がスムーズになるように、中央線の両側に少なくとも5×5cmの毛を除去してください。
    4. 剃った部分を70%エタノールで消毒し、その後ヨードホル溶液を塗ります。エタノールとヨウ素のスクラブを3回繰り返し、最後にヨウ素を塗ります。
    5. 手術室を無菌ガーゼで覆い、計画された傷の部位だけを露出させます。
  2. 両側の全層切除創を作ります。
    1. 無菌外科マーカーを使って背側側に直径2cmの円を2つ描き、前肢の後ろの中央線の両側にそれぞれ1つずつ配置します。
      注意:両方の円は大小が等しく、動物内で比較できるように左右対称に配置されていることを確認しましょう14,15。
    2. 無菌ハサミまたはメスで、円形の皮膚部分を切除します。表皮、真皮、肉塊を除去して全層の傷(~3.14 cm²)を作ります。
    3. 滅菌ガーゼで優しく圧迫して止血を達成します。同じ技術で対側側腹に同じ2cmの傷を作ってください。
      注意:創傷床は露出した筋膜または筋肉で構成され、残留真皮は含まれていません。
    4. 創創形成直後に術後鎮痛(例:リドカイン4 mg/kgを皮下投与)を投与します。
  3. 実験グループを割り当てる。
    1. 被験者内設計を用い、一方の創傷にPEMF治療を施し、反対側の創傷を対照として用いてください。
    2. 別のコホートに偽のデバイス(同一の非電源コイル)を受け取り、デバイスの存在を制御します。
    3. 未処理または偽処理された制御を維持し、電磁効果と取り扱いやドレッシング効果を区別すること。

2. PEMFデバイスの応用

  1. 傷を包帯し、コイルを位置づけてください。
    1. PEMF治療用の傷の上に、無菌の薄いガーゼまたは半透膜を直接貼ります。創傷床を完全に覆いましょう。
    2. 柔軟な銅コイルパッチを包帯した傷口の上に位置させます(図1)。コイルの中央に傷が収まるように中央に置きます。
      注:コイルの直径(~5 cm)は創傷縁を越えて伸びる場合があります。傷口が有効磁場圏内に収まるようにしてください。
  2. コイルを固定しろ。
    1. 医療用接着テープを胴体に優しく巻きつけてコイルを固定します。胸部を圧迫せずにコイルとドレッシングを密接に接させてください。
    2. 必要に応じて、コイルの上に柔軟なアルミストリップを敷いて位置を安定させます。呼吸や局所的な血流の制限は避けてください。
    3. 絡まりを防ぐために、リード線をボディから離す(例えば頭部の方へ)配線してください。
  3. PEMF刺激を投与してください。
    1. コイルをPCBコントローラに接続して(図2)、デバイスを起動します。刺激パラメータを30Hz周波数と~1.3 mTの磁場強度に設定し、1日60分持続させます。
    2. 毎日同じ時間(±1時間)に刺激セッションを行い、一定の間隔を保ちましょう。
      注:これらのパラメータは直交CCK-8スクリーニング(0.25-1.3 mT、10-40 Hz、30-90分/日、表1)に基づいて選定され、1.3 mT、30 Hz、60分/日が最適と特定されました(表2)。
    3. コントロール傷の上に同じ非活性なコイルを1時間置いて、偽の治療効果を発揮します。混乱を避けるために、シャムコイルには明確に印をつけてください。
  4. 装置を取り出して傷を調べてください。
    1. 60分後にコントローラーをオフにしてください。コイルや接着剤は慎重に取り外してください。
    2. 出血、浮腫、副作用がないか傷口を調べてください。必要なら滅菌ガーゼを交換してください。
      注:1時間の刺激中、コイル表面温度はほぼ周囲温度に保たれます。顕著な加熱は観察されませんでした。
  5. 治療後のケアを提供します。
    1. 自己外傷を防ぐためにエリザベス朝の襟をつける。呼吸や摂食に支障をきたさずに適切なフィット感を確保してください。
    2. 後肢に軽くガーゼを巻きつけて背側の傷の引っかき傷を減らします。
    3. 麻酔から完全に回復するまでラットを監視してください。鎮痛を継続してください(例:リドカイン4mg/kgを12時間ごとに2〜3日間、または施設プロトコルに従って投与)。
    4. 研究期間中(例:14日間)毎日PEMF治療を繰り返します。

3. 創傷モニタリングとデータ収集

  1. 傷の画像を撮影する。
    1. 負傷後0日、3日、7日、10日、14日の傷の写真撮影。必要に応じて軽い麻酔で動物を動かしないようにしてください。
    2. 各画像に測定スケールを含め、カメラを傷口に対して垂直に固定距離14,15に位置させます。
  2. 傷の面積を測ってください。
    1. ImageJの画像スケールをリファレンスルーラーを使ってキャリブレーションします。傷痕のマージンをトレースして、面積(mm²)を計算します。
    2. 各時刻で創傷面積を記録し、ベースラインに対する創傷閉鎖の割合を計算します。
    3. PEMF治療および制御創を定量的に比較します。
  3. 組織学のために組織を採取する(任意)。
    1. IACUC承認の手順に従い、実験エンドポイントで動物を安楽死させてください。
    2. 創傷組織サンプルを切除し、組織学的処理のためにホルマリンを固定します。
    3. パラフィン埋め込みおよび染色(例:H&E、マソン三色染色)を行い、コラーゲン沈着、再上皮化、血管新生を評価する13,16。

4. データ分析と解釈

  1. 創傷閉鎖曲線を生成します。
    1. 各グループの時間経過による傷の閉鎖率をプロットします。
    2. 治癒速度とあらかじめ定められた閉鎖閾値までの時間を計算します。
  2. 統計分析を行いましょう。
    1. すべての動物の創傷面積データをまとめ、各時点の平均±標準差(SD)を計算します。
    2. 正規性(シャピロ・ウィルク検定)および分散の均質性(レヴェーン検定)を確認しましょう。
    3. 「治療」と「時間」の要素を用いた二方向ANOVAを用いて差を分析します。有意な相互作用が検出された場合は、Tukeyの事後検査を実施してください。
    4. 統計的有意性を*p < 0.05、**p < 0.01と定義します。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

結果

この全層ラット創傷モデルでは、フレキシブルコイルパッチを用いた毎日のPEMF療法により、対照群に比べて創傷閉合が有意に速くなりました。効果を厳密に評価するため、ラットはプロトコルの項目で示された実験デザインに基づき3つのグループに分けられました。被験者内対照群(各ラットにPEMF治療済みの傷1つと反対側未治療の創傷1つ、データを解析用に統合)、偽対照群(PATCH:無動力コイルで覆われた創傷)、および未治療対照群(CTRL: 標準的な創傷ケアのみ)。 図1、 図2、 図3 は、これらのグループにおける14日間の創傷治癒の進行を示しています。0日目には、両群の対になった創傷の大きさが等しく、初期状態が一貫していることが確認されました。3日目時点で、対照群とPEMF群の両方で創傷面積の減少が認められました。しかし、統計解析(双方向ANOVA)では、この初期時点でPEMF群と対照群間の創傷面積の差は...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

ディスカッション

重要なステップには、対称的な全層創傷の作成、コイルパッチが隙間のない無菌バリアの上に平らに覆われること、そして日々の一定の曝露を維持することが含まれます。逸脱は圃場の投球を減少させ、治癒結果のばらつきを増やすことがあります。

この研究には、発見の解釈や翻訳の可能性評価時に考慮すべきいくつかの制限があります。まず、このプロトコルは急性切除創を持つ健康なオスのSDラット(6〜8週、200〜250g)で実証されており、糖尿病、虚血、感染症、加成、免疫抑制などの臨床的に不安定な治癒環境を完全には捉えきれません。さらに、1.3 mT、30 Hz、60分/日の単一のPEMFパラメータセットのみをin vivoで評価し、このレジメンは in vitro 線維芽細胞増殖スクリーニングに基づいて選択されました。最適な投与量は、樹種、創傷の種類や深さ、包帯やバリアの厚さ、対象となる生物学的プロセス(例:炎症、血管新生、またはリモデリング)によって異なります。シミュレーションやデバイス設計は局所的な投...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

開示事項

著者らは、本研究で使用される製品や機器に対して利益相反や金銭的利益を一切持たないと宣言しています。ここで説明したカスタムPEMFデバイスは研究目的であり、商業的な関連はありません。

謝辞

洞察に満ちた議論をいただいた張博士と、動物ケアと組織学に関する支援をいただいたフー博士に感謝します。この研究は中国国家重点研究開発プログラム(2022YFC3006200)の支援を受けました。また、江南大学無錫医学院動物施設のスタッフの皆様にも、 生体内 実験でのご支援に感謝いたします。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
96ウェル細胞培養プレートバイディH908002CCK-8アッセイの場合
減脂顕微鏡スライド シトテストP/N.80312-3161装備は...H&E/マッソン染色
鎮痛剤(塩酸リドカイン注射)フアム70011657オピオイド鎮痛剤、4 mg/kg(痛みのコントロール用)
麻酔装置RWDライフサイエンス(中国省深圳市)R520-ISO 酸素供給付きのイソフルラン蒸気化器
自動免疫組織化学染色装置ライカ21.2201 自動免疫組織化学的染色 
生検パンチ(20mm)インテグラ・ミルテックス#33-37直径2cmの円形スキンパンチ
カメラ、デジタルファーウェイ Mate 70 Pro該当なし≥創傷画像診断用12 MP
CD31抗体アブカムAB182981IHCの内皮マーカー(図4B)
CD34抗体アブカムAB81289IHCの内皮マーカー(図4B)
細胞計数キット-8(CCK-8)バイオシャープBS350B体外PEMFパラメータスクリーニング(OD450)に使用
細胞培養皿(10cm)バイディH802004線維芽細胞培養用の10 cm(100 mm)組織培養皿および注記;
細胞培養培地(例:DMEM + FBS)バイディL100-500CCK-8スクリーンでの線維芽細胞培養
CO2インキュベーター熱力学BB150-2TCS-L線維芽細胞培養のために
コイル、柔軟な銅カスタムファブリケーション(社内製造)該当なし螺旋プリントコイル(直径5cm、ポリイミド)
コントローラボード(PEMF発電機)カスタムビルド(社内設計)該当なしカスタムPCB、コイルを30Hz、~1.3 mTで駆動
電動ヘアクリッパーWahlまたはOster(ペットグルーミング)モデル9160 毛皮の剃りに使う動物グルーミングクリッパー
エリザベス朝カラー(齧歯類)ミューケバイオMK-EC-01創傷の妨害を防ぐ
埋め込みステーションエプレディア・ヒストスターA81000002組織学の処理(実施された場合)
 フェイスマスクヴェデングV531596麻酔の維持
線維芽細胞(細胞株L929)プロセルCL-0137CCK-8増殖スクリーニングに使用される細胞
有限要素シミュレーションソフトウェア(例:COMSOL Multiphysics)COMSOLCM010004磁場シミュレーション(図5B-C)
フレキシブルアルミストリップスプリントディアゴ1592コイルの変位を防ぐためのサポート
鉗子マジェスティック01625手術中の皮膚や包覆物の取り扱いについて
ヘマトキシリン&イオシン(H&E) 自動染色・シーリングユニDRS-プリズマ-P+フィルム61770249日常的な組織学染色のための消耗品
画像解析ソフトウェア国立衛生研究所バージョン1.54 創傷面積測定(例:ImageJ)について
画像解析ソフトウェア国立衛生研究所バージョン1.54創傷面積測定(例:ImageJ)について
誘導室RWDライフサイエンス(中国省深圳市)802-00132-00イソフルラン麻酔誘導
赤外線サーマルイメージングカメラヒクマイクロH11モニターコイル表面温度(図5A)
ヨウ素ポビドン消毒剤 10%ハイノート該当なし皮膚消毒剤(ヨウ素)
イソフルランRWDライフサイエンス(中国省深圳市)20037015吸入麻酔薬(USPグレード)
リドカイン注射 10%サンマ該当なし術後鎮痛のために
マッソンのトリクロム染色キットバソC250202コラーゲン/ECM可視化用の消耗品
医療用スキンマーカーと定規トンダウス該当なし傷の写真にスケールを含める
マイクロプレートリーダー熱力学A51119500CCCK-8アッセイでのOD450測定
ミクロトームエプレディア HM 340E23900670組織学/IHCの切開(実施された場合)
ポリホルムアルデヒド組織固定剤プロフィール共有SB-C009動物組織標本の固定
ラットケージ鳳橋CP-JM個別飼育用の標準的なラットケージ。
ラッツ、スプラグ・ドーリー(オス、6–8週間)魏靖宇蘇州SCXK2024-0004200–250g;個別に住み、IACUC承認の使用
メス金環35W0602切除創の創設のために
半透膜ドレッシングZDQ20189代替創傷バリア
統計解析ソフトウェア(例:GraphPad PrismやR)ソフトウェア・マッケイフ10.6.9(890)二因子ANOVAおよび事後多重比較
滅菌ガーゼZD3141626創傷ドレッシング/保護バリア
無菌手術用カーテンZDV271617皮膚準備後の手術部位をドレープするために
外科用ハサミマジェスティック01627切除創の創設のために
注射器と針ミナンク20193141643皮下鎮痛投与のために
スライド全体スキャナー3DHISTECH該当なしデジタルスライドスキャン

参考文献

  1. Guo, S., Dipietro, L. A. Factors affecting wound healing. J Dent Res. 89 (3), 219-229 (2010).
  2. Pilla, A. A. Nonthermal electromagnetic fields: From first messenger to therapeutic applications. Electromagn Biol Med. 32 (2), 123-136 (2013).
  3. Gualdi, G., Costantini, E., Reale, M., Amerio, P. Wound repair and extremely low frequency-electromagnetic field: Insight from in vitro study and potential clinical application. Int J Mol Sci. 22 (9), 5037(2021).
  4. Su, D. B., Zhao, Z. X., Yin, D. C., Ye, Y. J. Promising application of pulsed electromagnetic fields on tissue repair and regeneration. Prog Biophys Mol Biol. 187, 36-50 (2024).
  5. Markov, M. S. Pulsed electromagnetic field therapy history, state of the art and future. Environmentalist. 27 (4), 465-475 (2007).
  6. Funk, R. H., Monsees, T., Ozkucur, N. Electromagnetic effects-from cell biology to medicine. Prog Histochem Cytochem. 43 (4), 177-264 (2009).
  7. Peng, L., et al. The effect of pulsed electromagnetic fields on angiogenesis. Bioelectromagnetics. 42 (3), 250-258 (2021).
  8. Callaghan, M. J., et al. Pulsed electromagnetic fields accelerate normal and diabetic wound healing by increasing endogenous FGF-2 release. Plast Reconstr Surg. 121 (1), 130-141 (2008).
  9. Goudarzi, I., Hajizadeh, S., Salmani, M. E., Abrari, K. Pulsed electromagnetic fields accelerate wound healing in the skin of diabetic rats. Bioelectromagnetics. 31 (4), 318-323 (2010).
  10. Kwan, R. L., et al. Pulsed electromagnetic field therapy promotes healing and microcirculation of chronic diabetic foot ulcers: A pilot study. Adv Skin Wound Care. 28 (5), 212-219 (2015).
  11. Tabakan, I., Yuvacı, A. U., Taştekin, B., Öcal, I., Pelit, A. The healing effect of pulsed magnetic field on burn wounds. Burns. 48 (3), 649-653 (2022).
  12. Liu, S., et al. Magnetic field-assisted conductive nerve guidance conduit enabling peripheral nerve regeneration with wireless electrical stimulation. Adv Funct Mater. 35 (34), 2416548(2025).
  13. Zhu, S., et al. Magnetically controlled strategies for enhanced tissue vascularization. Adv Funct Mater. 34 (34), 2401856(2024).
  14. Trujillo, A. N., Kesl, S. L., Sherwood, J., Wu, M., Gould, L. J. Demonstration of the rat ischemic skin wound model. J Vis Exp. (98), e52637(2015).
  15. Galiano, R. D., Michaels, J. T., Dobryansky, M., Levine, J. P., Gurtner, G. C. Quantitative and reproducible murine model of excisional wound healing. Wound Repair Regen. 12 (4), 485-492 (2004).
  16. Strauch, B., et al. Pulsed magnetic fields accelerate cutaneous wound healing in rats. Plast Reconstr Surg. 120 (2), 425-430 (2007).
  17. Lv, H., et al. Magnetic fields as a potential therapy for diabetic wounds based on animal experiments and clinical trials. Cell Prolif. 54 (3), e12982(2021).
  18. Yin, Y., et al. The effects of a pulsed electromagnetic field on the proliferation and osteogenic differentiation of human adipose-derived stem cells. Med Sci Monit. 24, 3274-3282 (2018).

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

再版と許可

タグ

PEMFPEMF
お問い合わせ
図書館への推薦

プライバシー

利用規約

ポリシー

著作権 © 2026 MyJoVE Corporation. 無断転載を禁じます。