方法論記事

人獣共通感染症の出現のインターフェースとしての都市:ニューヨーク市のダニ・野生生物都市監視システムの開発

716 閲覧数

⸱

DOI：

10.3791/69755

⸱

2026年3月10日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Ecology, Evolution, and Environmental Biology, Columbia University, 2NYC Bird Alliance, 3School of Biological Sciences, University of Canterbury, 4Mianus River Gorge, 5Cornell University, 6Hofstra University, 7City of New York Parks & Recreation

* These authors contributed equally

この記事について

サマリー

ダニとその野生動物の宿主が都市化にどのように反応するかを監視する重要な必要性があります。このプロトコルは、都市環境における新たなダニ媒介の危険に対応する適応的管理を可能にする標準化されたダニ・野生生物都市監視システムの開発手順を示しています。

要約

都市部の景観におけるダニ媒介の危険は増加していますが、都市化の勾配を跨えた人間のマダニ媒介疾患リスクの理解には依然として重大なギャップがあります。世界的に自然生息地が失われる中、都市の緑地は野生動物にとって重要な生息地となり、ダニ媒介感染症の発生に様々な影響を与えています。ニューヨーク市大都市圏は、アメリカ合衆国のどの都市よりも人口密度と地理的影響力が最も高い地域であり、広大な緑地ネットワークを有しています。これらの都市型緑地は周囲の土地被覆や接続性に異なり、歴史的に十分に研究されてこなかった数百種の都市野生生物にとって重要な避難所と生息地を提供しています。著者の知る限り、都市部でのダニやその宿主がどのように反応し、出現するかを監視する都市部のマダニ監視システムは存在しません。 このギャップを埋めるために、ニューヨーク市からロングアイランド(ニューヨーク州)までの都市化勾配にわたって長期的な都市ダニおよび野生生物監視システムが開発されました。ここでは、多様なパートナーと協力して、ペアの野生動物カメラ捕獲とダニ監視システムを設計、実装、維持する過程について説明します。このプロセスは、ダニ媒介疾患の専門家と野生生物管理パートナーからなる諮問委員会の設立から始まり、以下のステップを共同で進めるための洞察とフィードバックを提供しました。1) 初期都市化勾配の可視化と区画化、2) 潜在的な緑地選定、3) 場所の許可、4) 野生動物カメラおよびマニ採取地点の選択、5) 野生動物カメラの設置、 6) ダニの採取、7) ダニの識別、8) 野生動物カメラによる写真識別、9) トランセクトの維持管理と報告結果。ニューヨーク市や世界中の都市が成長を続ける中、ティック・アンド・ワイルドライフ都市監視システムのような共同プロジェクトは、都市環境における新たな人獣共患病への対応に役立つ知識を生み出すことができます。

概要

世界の人口の大多数は都市部に住んでおり、人口と地理的分布の両方で着実に増加しています。都市の拡大は世界の生物多様性に対する主要な脅威の一つである一方で、都市部は自然生息地が変化・断片化される中で、都市の緑化を通じて野生生物の生息地を提供する管理も進んでいます。都市に密集した人間の人口と野生動物の組み合わせは、ポジティブな(例:自然とのつながりを感じる)もあれば、有害な(例:人獣共通感染症の伝播)をもたらします9 人間と野生生物の相互作用。歴史的に、都市システムの野生生物は十分に研究されておらず、変化する世界の中で野生生物の持続性、人獣共通感染症リスク11、人間と野生生物の共存を理解する上で重要なギャップを生み出しています。

アメリカ北東部(U.S.)は都市化が進んでいます。13、クロマダニ(Ixodes scapularis)およびマダニ媒介疾患の発生ホットスポットです。地域全体でリスクの空間差は15です。ライム病などのマダニ媒介疾患は、米国で最も報告されている媒介病であり、年間約50万件の症例が報告されています。ニューヨーク州では、クロマダニはボレリア・ブルグドルフェリ(ライム病原)、アナプラズマ食細胞(アナプラズマ病原体)、バベシア・ミクロティ(バベシオシス病原体)、パワッサンウイルス(パウワッサンウイルス病原体)など、公衆衛生上の懸念を抱く複数の病原体を媒介します16。クロマダニに加え、長角ダニ(Haemaphysalis longicornis)は最近導入されて北東部で急速に定着しており、アルファガル症候群を引き起こす可能性のあるローンスターダニ(Amblyomma americanum)など他の在来マダニ媒介者も増加し、分布域を北方に拡大しています。20,21は新たな公衆衛生上の課題を提起しています。

都市部のマダニ媒介の危険は増加していますが、15,22ですが、ほとんどのマダニ研究は農村部や郊外に集中しており、都市化の勾配や都市の緑地におけるマダニ媒介病原体の生態理解に重大なギャップが生じています。ダニ、野生動物の宿主、宿主捕食者の積極的な監視は、エビデンスに基づく地域管理の実践を立てるために必要です26。

ニューヨーク市(NYC)は、アメリカ合衆国で最も人口が多い都市です。2020年には、ニューヨーク市の5つの区(13)には推定>840万人、広域都市圏には2,010万人>人が住んでいました。ニューヨーク市は米国内のどの都市よりも平均住宅密度が高く(約4700戸/km2)、市内には29,000エーカー以上(土地被覆の14%)の公園地帯があり、ニューヨーク市公園・レクリエーション局が管理しており、数百種の野生生物にとって重要な生息地と避難所を提供しています。29歳。この都市は大西洋の飛行経路沿いに位置しており、これは数百万羽の鳥の渡りの経路です。最近では、東部コヨーテ(Canis latrans x Canis lycaon)32、ストライプスカンク(Mephitis mephitis)33、ホワイトテールジカ(Odocoileus virginianus)34など、いくつかのメソ哺乳類種によって再定住しています。

ニューヨーク市が35の再グリーン化に投資するにつれて、人間と野生動物の交流頻度は36に増加する見込みです。都市の生物多様性の増加は健全な生態系の兆候となり得ます37 都市生活に自然の感覚を取り戻すこともできます38 しかし、都市の野生動物との相互作用は人獣共通感染症の伝播を引き起こすこともあります11,39。都市に適応した哺乳類であるコモンアライグマ(Procyon lotor)は、他の大型哺乳類よりも都市化に寛容であり、都市部での人獣共通感染症の媒介者となる可能性があるため、この点で注目される種です(40,41)。ホワイトテールジカも注目される種で、都市の緑地に存在するとダニの個体数が増加し、ライム病のリスクを高めることがわかっています25,43。

ニューヨーク市内には、保健局が運営する強力な媒介者監視プログラムがあります。しかし、市内で最も都市的な緑地である44、45、46では、ダニの調査はそれほど広範囲に行われていません。隣接する郡レベルのダニ監視の強度は47.48にばらつき、市町村間の境界比較が困難です。都市部のマダニ媒介危険17、18、43、46、49および野生生物33、34、50、51の複数の研究が行われており、ダニ、マダニ媒介病原体、野生動物が都市環境にどのように反応し利用できるかに関する貴重な洞察を提供しています。しかし、都市化がダニ媒介の危険や野生動物コミュニティに与える影響は、都市の中心部を超えて都市化勾配15、52、53、54に及びます。著者の知る限り、都市部のダニとその宿主がどのように都市化の勾配を越えて出現するかを監視する都市部のマダニ監視システムは存在しません。ニューヨーク市民が新たなダニ媒介の危険に対応し、野生動物と共存できるよう、多様なニューヨーク市のパートナーグループが、ニューヨーク市からロングアイランドまでの都市化の勾配にわたって、ダニと野生生物の都市監視システム(TWUSS)を開発しました。

figure-introduction-1
図1。ダニ・野生生物都市監視システムの設計、実施、維持のためのステップ。 緑地選択、場所の許可、ダニ採取および野生動物カメラサイトの選択間のフィードバック矢印が表示されます。BioRenderで作成されたフィギュア。 この図の拡大版はこちらをクリックしてご覧ください。

TWUSS設立前には、主要な野生生物管理パートナーやダニ媒介の危険生態学専門家からなる諮問委員会が設立され、トランセクト設計に関する洞察とフィードバックが提供されました(図1)。プロジェクト目標を定めるための月例会議が開催され、主要な科学的目標は都市化、生息地の連結性、パッチの規模の段階にわたるサイトを含むことであると合意しました。複数のアドバイザーを配置することで、地域に関する深い地元知識が反映されました。例えば、パートナー間のフィードバックは、ロングアイランド32でのコヨーテの拡大と拡散の動態を網が捉える可能性を計画するのに役立ちました。パートナーからのフィードバックは、管理者がアクセスを提供する意欲があるサイト、地域団体が野生動物カメラや写真タグ付けの支援、チームメンバーが個人的なつながりを持ってサイトアクセスを可能にするサイトを含めることも促進しました。

野生動物カメラトラップ(トレイルカメラまたはゲームカメラとも呼ばれ、以下野生動物カメラと呼ぶ)は、非侵襲的かつ比較的低コストで野生動物のデータ収集方法として広く採用されており、野生動物研究の日常的な実施方法を一変させています55,56。野生動物カメラは、従来の現地観察方法では不可能な大量の画像データを収集することを可能にします。都市野生生物情報ネットワーク(UWIN)は、世界中の加盟パートナー都市で共有される野生動物カメラ捕獲トランセクト設計を開発し、都市勾配58を越えた地域の野生生物分布を監視しています。UWINトランセクト設計が応用され、野生生物カメラとダニコレクションが組み合わされ、TWUSSが作成されました(図1)。「ティックドラッグ」は、ダニ密度推定の標準的な方法として使われました。ダニの幼虫生活段階を標本化しました。なぜなら、幼虫ダニは人間へのマダニ媒介病原体の主要な媒介者だからです。そのため、ダニのサンプリングは5月末から7月末にかけて行われ、これは北東US60での幼虫I. scapularisの活動のピークに合わせて行われました。

都市パートナーがUWINネットワークに参加する主な要件は、少なくとも1つのトランセクトを設置し、25〜30の野生動物カメラステーションサイトを収容できることです。58;最小長さの要件はなく、トランセクトが直線に沿っている必要もありません。UWINネットワークの要件により、野生生物が利用するあらゆる場所に野生動物カメラステーションを設置できます。バックヤード58も含まれます。しかし、TWUSSは市立公園、墓地、森林保護区、ゴルフコース、広大な庭園などの公共または半公共の緑地に焦点を当て、ホワイトテールジカやスカンクなどのより敏感な対象種の分布を捉えるために野生動物のカメラ設置に重点を置いています。NYCトランセクトは長さ55km、幅4kmで、10本の5km区間に分かれています。2022年には各区間に4つの野生動物カメラステーションが設置され、ブルックリンからナッソー郡(NY)にかけて合計40か所の野生動物サンプリング地点が設置されました。2023年には、ニューヨーク州スタテンアイランドに追加の区間が加わりました。ダニ採取に関しては、殺虫剤の使用や活発なマダニ管理のためゴルフコースは除外され、データに干渉する可能性がありました。その結果、29か所の野生動物カメラサイトもマダニ採取の対象となりました。

TWUSSは、都市化勾配トランセクト設計や標準化されたダニおよび野生生物データ収集方法のペアリングにおいて、他のダニ監視システムと異なっています。多くの政府機関や非政府機関がダニ監視に取り組んでいます。しかし、ほとんどのダニ監視はダニの存在を検出することに限定的な目的を持ち、受動的で標準化されていない監視方法に依存しています(62,63,65)。受動的監視手法(すなわちコミュニティ科学プラットフォーム上のティック報告)は、低コストかつ相対的な労力で能動的監視方法よりも有利ですが、空間的および時間的傾向の深い理解は可能ではありません。2020年、米国疾病予防管理センター(CDC)は、マダニドラグの実施方法を詳細に含む包括的なガイドを発表しましたが、ダニの危険評価に重要なステップであるサイト59の一般的な指針のみを含んでいます。さらに、現在のダニ監視方法では、マダニの生態系が野生生物の宿主と密接に関連しているにもかかわらず、ペアリングな野生動物モニタリングはほとんど含まれていません(68,69)。アーバン・ワイルドライフ研究所は、UWIN58の設立を通じて都市化勾配を横断した野生動物モニタリングの標準化に多大な努力をしており、ワンヘルス目標70の中心にネットワークを拡大する可能性もあります。都市化勾配に沿って標準化されたマダニ採取方法と野生生物モニタリングを組み合わせることで、TWUSSは積極的な監視活動が制限されていた地域におけるダニと野生生物の宿主個体群動態を有意義に比較することを可能にします。

TWUSSの設計は、野生動物、ダニ、そしてそれらが媒介する病原体が存在し、分布が拡大している、または出現している都市部に最も適しています。注目すべき重要な制約は、パートナーの許可に依存していることと、トランセクトを維持するために多大な労力が必要であることです。ここでは、野生生物カメラ捕獲とダニ監視システムを設計・実施・維持するための学際的な協力体制を確立するプロセスを紹介します。

プロトコル

各サイトでのアクセス許可、野生動物カメラの設置、ダニ採取の許可を適切な管理機関から取得しました。

1. 初期トランセクト勾配の可視化と区画

注:都市化を定量化する方法は多様ですが、不透水面や住宅密度と森林被覆の構造要素が都市化や野生生物、またはティックの研究で最も一般的に使われる指標です。

  1. ArcGIS Proやその他の推奨GISソフトウェアを使って、調査地域の都市化指標を可視化してください。都市化を分類するには不透水面および住宅密度の割合、樹冠被覆率の割合を使って緑地と野生生物の生息地の質を視覚化します。74。
    1. 最新に公開されている国立土地カバーデータベース(NLCD)からパーセント不浸透面ラスタファイルを取得してください75。住宅密度については、米国国勢調査データ13 またはシルビス住宅密度データセット76を使用します。NLCD75から樹冠被覆率のパーセンテージを取得してください。
    2. すべてのデータセットはローカルまたはサーバードライブのプロジェクトフォルダに保存してください。マップタブの「Add Data」ボタンを使って各データレイヤーをプロジェクトに追加してください。プロジェクトフォルダから各データレイヤーを選択し、1つずつ追加し、このプロセスをすべてのデータレイヤーで繰り返します。
    3. 不透水面ラスタについては、標準化されたカテゴリー77に基づく都市強度の「ビン」(カテゴリ)にシンボルを設定します:高都市強度(>80%不透水面)、中程度の都市強度(50%-79%不透水面)、低都市強度(20%-49%不透水面)、およびオープンスペース(>20%)。このシンボルを適用するには、目次パネルのラスタ層を右クリックし、シンボロジーを選択し、プライマリーシンボルを分類に変更し、指定された都市強度カテゴリに従ってクラスを定義します。
    4. 住宅密度シェープファイル層では、標準化された都市密度の強度カテゴリーのシンボルロジーを78に設定します:都市(>1,000戸/km2)、郊外(147.06-1,000戸/km2)、および郊外(6.18-147.05戸/km2)。このシンボルを適用するには、目次パネルのレイヤーを右クリックし、シンボロジーを選択し、プライマリーシンボルをユニーク値に変更し、指定された住宅密度カテゴリに対応するクラスを割り当ててください。
    5. 樹冠の覆い層では、シンボルを0〜100%の連続範囲に保ちます。
  2. 各都市化カテゴリーを含む4km幅のトランセクトを予備的に設置するための都市化勾配が存在する地域を特定します。これはステップ1.1.3および1.1.4で定義されています。(図2)
    注:トランセクト配置に明確な線形都市化勾配がない場合、トランセクトは5kmの区間に分割し、都市化の異なるレベルを捉えつつ最低4つの区間を含む非線形トランセクトを形成できます。
  3. 勾配を十分に捉えつつ、以下の条件を満たすようにトランセクトを配置します:
    1. 興味深い緑地を撮影し、野生動物のカメラステーションを少なくとも1km間隔で設置して、一般的な都市のメソ哺乳類や鳥類にとって空間的に独立しているとみなすこと(79,80)(図2)。
    2. トランセクトを、共同研究者が関心を持つ緑地や高品質な空間(>38%の樹冠被覆81)をカバーし、緑地の断片内の異質性を維持できる場所(すなわち最も都市部の広大な森林公園)を配置します。
    3. 地図タブの「測定」ボタンを選択して、トランセクトの位置と距離を判断してください。
      注意:正確なトランセクトラインを決定する際は、各区間で最低4か所以上選択できるかを確認してください。なぜなら、いくつかの理由(例:野生動物のカメラ設置許可がない、グラウンドトゥルース時に不適切な生息地など)で利用可能なスペースがある可能性があるからです。

2. 潜在的な緑地選択:調査区域内で野生生物のカメラ設置やダニの収集に適した潜在的な緑地を特定する

  1. トランセクト境界内のすべての緑地を特定し、米国保護地域データベース(PAD-US)のシェイプファイルをダウンロードし、ステップ1.1.2に従って地図に追加してください。82。
  2. 樹木キャノピー被覆データレイヤーから、各緑地内の樹木キャノピーの面積(面積)とパーセンテージを計算します。
    1. 分析タブでツールボタンを選択してジオプロセッシングのペインを開きます。
    2. 各グリーンスペースの大きさを計算するには、Calculate Geometry Attributesツールをご利用ください。グリーンスペースレイヤーを入力特徴として選択し、新しいフィールドを作成してプロパティとしてエリアを選択します。希望する面積単位と座標系を選択し、「実行」を押してツールを操作します。
    3. 各緑地内の樹冠被覆率を計算するには、ゾーン統計ツールを使用してください。グリーンスペースレイヤーを入力ラスターまたはフィーチャーゾーンデータとして選択し、各グリーンスペースの名前またはユニークなIDをゾーンフィールドとして、樹冠蓋層を入力値ラスターとして選択します。次に、統計タイプとして「平均」を選択し、「実行」を押してツールを操作します。
  3. 野生動物のカメラ設置場所:
    1. 都市公園、ゴルフコース、墓地、自然保護区・エリアを野生動物カメラサイトとして選定しました。これらは都市圏の緑地の大部分を占めることが多いため、UWIN関連の調査で野生動物カメラサイトとしてよく利用されています。
    2. ステップ1.1.3に従って、トランセクトの各区間内の樹木樹冠被覆層の割合にシンボルロジーを設定し、森林が密集している(>樹冠被覆率38%)または薄森林生息地(樹冠被覆率<38%)81 に分類し、トランセクト83の野生生物カメラ位置間での生息地の質の変動を考慮します.各トランセクト区間内で、森林が密集した2つの緑地と、軽い森林の2つの緑地を野生生物カメラ設置候補地として特定します(図3)。
  4. マダニ採取については、公共利用公園、自然保護区、庭園を≥5ヘクタールのパッチサイズと≥20%の樹冠被覆率の緑地のみを含み、少なくとも800mの森林トレイル生息地を含ませるようにしてください。
    注意:殺虫剤使用のため、ダニ採取場所としてゴルフコースを選ばないでください。

3. サイト許可

  1. インターネット検索エンジンやパートナーネットワークを使って、選定された各緑地の連絡先を特定し、サイトへのアクセスや野生動物カメラ設置の許可、ダニ採取の許可を得てください。
    1. プロジェクトの概要をメールや電話で特定した連絡先に作成・配布します。この1ページの概要で示される成果物には、Wildlife Insightsプロジェクト(85ページ)を通じた写真へのアクセス、年次野生動物カメラ報告、そしてそれに伴う地域のダニ個体数に関する情報が含まれます。トランセクトで使用される公園や公共自然地域については、適切な公園や自治体部門から許可を取得してください。トランセクト内で使用されるすべての私有地については、公式な許可手続きなしに書面による許可(すなわちメール確認)を取得してください。

4. 野生動物カメラおよびダニ採取場所の選択

  1. 野生動物カメラの設置場所選定では、各緑地境界内にランダムな点を生成し、潜在的な野生動物カメラの位置を特定します。
    1. ジオプロセッシングのペインを開き、「ランダムポイント作成」ツールを選択してください。グリーンスペースレイヤーを制約機能クラスとして選び、「実行」を選択します。
    2. 2つの野生動物カメラ設置ステーションを含む十分な広さの緑地では、最小 許容距離 を1kmとして選択し、最小間隔1kmのランダムな2点を同時に生成します。
    3. 薄い森林や密林の生息地に含まれていない場合は、新たなランダムポイントを生成します(図3)。これらのランダム生成ポイントは現地訪問時にわずかに変更される可能性があり、土地所有者が許容範囲と判断する範囲に応じて、野生動物カメラの設置場所についてフィードバックが寄せられる可能性が高いです。
  2. ダニ採取地点では、野生動物カメラから半径500m以内の3つの異なるトランセクトタイプに沿ってダニをドラッグする場所を選択します:1) トレイルエッジ、2) 内林、3) 森林と芝生の縁25 (図4)。8本の100m全トランセクトを曳航できるようにしてください。
    1. 各緑地の衛星画像や利用可能なトレイルマップを用いて、各トランセクトタイプに合わせた2つの潜在的な100mトランセクトを特定しましょう。
    2. 任意の居住環境タイプでさらに2つのトランセクトを選択して800mを完成させ、各ドラッグの間隔が≥10mに保つようにしてください。
    3. 森林と芝生の縁がない場合は、さらに200mを内側およびトレイルのトランセクトとして選択してください。
  3. トランセクト内の各野生動物カメラ設置地点周辺2km以内の樹冠被覆率、不透水面の割合、生息密度を計算します。
    1. 各カメラトラップの配置座標を「 Add Data 」ボタンを使ってArcGISプロジェクトマップに追加します。ArcGIS proの ジオプロセッシング ペインで、 ペアワイズバッファ ツールを選択します。カメラトラップポイントレイヤーを 入力特徴 として選択し、 距離 を2kmに設定します。「 実行 」をクリックしてバッファを作成します。
    2. ステップ2.2.3で説明されている ゾーン統計 ツールをご利用ください。各カメラトラップ周辺の2kmバッファ内で、樹冠被覆率、不透水面の割合、住宅密度を計算するために。
    3. 各トランセクト区間内に野生動物カメラやダニ採取サイトを設置することで、すべての都市化レベルが反映されていること、都市化勾配が十分に記録されていることを確認しましょう(図5)。
      注:ステップ5および6は必要なフィールドワークを含み、フィールドチームのメンバーが危険やリスクにさらされる可能性があります。現場の安全は成功の不可欠です。安全かつ効果的なフィールドワーク計画のために確立された安全ガイドラインに従うこと86。

figure-protocol-1
図3。TWUSSトランセクトの5km区間の例です。 図はTWUSSトランセクト(灰色の破線)を示し、緑地(黒い輪郭)内に4つの野生動物カメラサイト(黒い円)を配置し、野生動物カメラの周囲にティックドラッグサンプリングエリア(赤い円)が配置されています。基層は再分類された樹木被覆層を、地域的な生息地の質を示すために、密(緑)または淡い(白)森林に分類されています。 この図の拡大版はこちらをクリックしてご覧ください。

figure-protocol-2
図4。ペアの野生動物カメラとダニのドラッグトランセクトを示すダニ採取フィールドサイトの例。 中央の黒いポイントは、緑地の密林部分における野生動物カメラの配置を表しています。赤い破線はカメラの周囲500m半径を示しており、その範囲内でティックドラッグが行われます。100mの赤い実線はそれぞれのトランセクトタイプを表し、「森林/芝生の縁」「インテリア」「トレイル」とラベル付けされています。Google Earthの衛星画像がベースマップとして使用されています。 この図の拡大版はこちらをクリックしてご覧ください。

5. 野生動物カメラの設置

  1. 野生動物カメラ設置の数週間前に以下の準備ステップを完了してください:
    1. 装備の在庫を確認し、各展開ごとに十分な野生動物カメラ、メモリーカード、ロック、ロックボックスを用意してください。
    2. 各野生動物カメラに十分な新しいバッテリーを用意して、完全に交換できるようにしましょう。ほとんどの野生動物カメラモデルは6〜8本の単三電池を必要とします。
    3. その後の野生動物カメラの設置時には、前シーズンのすべてのデータがメモリーカードからダウンロードされ保存されているかを再確認してください。
    4. 簡単なプロジェクト説明と関連連絡先情報(例:恒久的なプロジェクトメールアドレス)を記載したラベルを作成します。ラベルを印刷し、透明な梱包テープを使って各野生動物カメラのロックボックスの上部にしっかりと貼り付けてください(補 足ファイル1参照)。
    5. 各野生動物カメラには固有のカメラID番号をラベル付けし、SDカードには同じIDを記載し、理想的にはサイト名に紐づけてください。
    6. 各野生動物カメラトラップの日時を設定しましょう。
    7. 野生動物カメラのパラメータ設定は以下の通りに調整してください:マルチショット(3枚)、カメラ遅延(30秒)、ユニット稼働時間(24時間)、画質/画質(最低16MP)。
      注:推奨される野生動物カメラ設定の詳細は参考文献87 を参照してください。
  2. 現地訪問時には、その空間でランダムに生成されるポイントから50m以内に野生動物カメラの設置に適した樹木を選びます。
    1. 野生動物カメラを膝の高さ(~50cm)に設置し、トレイルから見えない場所に設置し、人の通行(トレイルや歩道など)から離して角度をつけて人間の発見を最小限にします。カメラは太陽のまぶしさを防ぐために、東向きや西向きに設置しないでください。
    2. 風の強い条件下でカメラセンサー(検出距離80フィート)に干渉する可能性のある大きな草の葉や葉、その他の物体を取り除きましょう。これにより誤ったカメラトリガーも減ります。
    3. 野生動物カメラが地面と平行に整列しているか確認してください。
  3. 1月、4月、7月、10月の各場所に≥28日間、野生動物カメラを設置し、季節ごとの生息地利用や占有率の変動を捉えます。

6. ティックドラッグによるティック収集

注意:各サイトは5月末から7月末の間に2〜3回サンプリングを行い、米国北東部のクロマダニの幼虫探索期のピーク時期(他地域やダニ種・生活段階に合わせて調整)に複製を得てください。各サイト訪問時の移動距離は合計800mです。800m全走は25、59メートル連続である必要はありません。

  1. フィールドシーズンの開始時に、ダニ採取を始める前に以下のステップを完了してください:
    1. ティックドラッグに必要な材料をすべて準備してください。
      1. 使い捨ての実験用手袋(ラテックスまたはニトリル手袋)を着用した状態で、計画されたトランセクトごとに1.5mLのバイアルを2〜3本、最低500μLの85%EtOHまたはRNA/DNAシールド液で充填します。
        注意:ダニや細菌病原体の保存には85%のEtOHを使用し、RNA保存に関心がある場合はRNA/DNAシールド(例:ダニ媒介ウイルス)を使用してください88。機関の検査室安全ガイドラインに従い、EtOHの適切な保管を確保してください。
      2. 各計画されたトランセクトごとに十分なデータシートを印刷してください(補 足ファイル2参照)。
      3. すべてのダニ採取用具(鉗子、永久マーカー、準備済みバイアル、幼虫採取用の透明プラスチックテープ、メモ用筆記用具)をウエストパックに入れて野外使用します。フィールドデータ収集機につきウエストパックを1つ用意してください。
    2. 各フィールドデータ収集機の歩行距離を推定するには、データ収集機が10mトランセクトを3回歩き、平均歩数を計算します。
    3. ダニ採取時の個人安全のために以下の注意事項を講じてください:
      1. 現場で使用するため、白い作業服などの明るい色の長袖服を用意し、人員の斑点マダニの視認性を高めます。
      2. フィールドダニ採取の少なくとも24時間前には、衣服や靴に0.5%パーメトリン59 を含む殺虫剤製品で処理し、自然乾燥させます。必要に応じて製品メーカーのガイドラインに従って再塗布してください。
        注意:皮膚への殺虫剤の使用は避けてください。これは殺虫剤がダニ用のドラッグクロスに移動し、ダニの活動を減少させるリスクがあるからです。
      3. フィールド現場に到着する前に、ズボンを靴下にタックし入れ、59番。
      4. ダニ採取の手順中は、衣服や皮膚にダニがないか確認し、付着したダニはすぐにピンセット59で取り除きます。
  2. 各ティックドラッグを実施するために以下の手順を完了します:
    1. 100mトランセクトあたり30分から1時間を考慮してください。ただし、正確な時間はダニ密度89によって異なります。
      注意:植生が湿っている状態でダニの採取は避けてください。これによりドラッグクロスが湿ってしまい、ダニの取り付けが妨げられます。
    2. データシートに以下の内容を記録します:1) 時間帯、2) 気象条件(気温、風、相対湿度)を気象計で記録、3) トランセクトの開始時の緯度・経度座標を電話やGPS機器で最低10mの精度で記録します。
    3. 1m×1mの白いコーデュロイまたはフランネルのドラッグクロスを地面に広げ、布が完全に広げられ、できるだけ多くの表面積が森林の地面や芝生に触れるようにします。
    4. 布を引きずりながらゆっくり10メートル歩き、そこで立ち止まってダニがないかチェックします。89
    5. 布を丁寧に調べてダニがないか確認してください。布を十分な光の中に置き、左から右、上から下へ並べて動きを観察します。
      注意:ドラッグは100mトランセクトで実施し、ダニが這ったりクロスから落ちたりするのを防ぐために、10m間隔でドレイグクロスを点検してください。
    6. ピンセットで存在するすべてのダニを採取し、85%のEtOH(RNA/DNAシールド)を含む1.5mLの保存バイアルに入れます。100mトランセクトごとに異なるバイアルを使用し、固有のトランセクト番号がラベル付けされています。
      1. 布に幼虫が豊富に見つかれば、透明な梱包テープ89で採取してください。
    7. データシートの100mトランセクトに沿って10m間隔ごとに採取されたダニの数を記録し、可能な限り種と生活段階を特定します。
    8. 10m区間ごとに主要な植生タイプ(例:主に落ち葉、未管理の草本、または管理されている草)を記録してください( 補足ファイル2参照)。
    9. 100mトランセクトの終わりには、クロスの両側をティックの有無を再確認し、終了時刻とGPS座標を記録してから次のトランセクトへ進みます。

7. ダニの識別

  1. 解剖顕微鏡を使って、研究中の一般的なダニの分類キー90、91、92、93に従って、収集されたすべてのダニの種と生活段階を特定します。
  2. 興味のある種や生活段階(例: Scapularis の幼虫)を新しいバイアルにまとめ、85%のEtOHまたはRNA/DNAシールドを充填し、関連するトランセクト番号を標識します。
  3. 採取・処理した各ダニバイアルの識別情報を入力するためのスプレッドシートを作成しましょう。
    1. ティック識別スプレッドシートとフィールドデータシートをトランセクトIDでリンクします。

8. 野生動物カメラによる写真タグ付けと分析

  1. 各野生動物カメラや季節ごとの配置写真は、ローカルまたはオンラインのデータベース(例:Wildlife InsightsやZooniverse)にアップロードして写真タグ付けを行います。人の画像を自動的に削除するプラットフォームを使うことで、プライバシーの懸念を避けることができます。
  2. アップロードした写真のメタデータに、サイトや収集期間に関する情報が含まれていることを確認してください。
  3. すべての写真は、野生動物カメラ捕獲研究用に構築されたオンラインデータベース(例:Wildlife Insights)や、写真メタデータを保持する他のソフトウェアを使って動物の種を特定してタグ付けしてください。

9. トランセクトの維持と成果報告

  1. 長期的なトランセクト管理目標、参加者、リーダーシップを確立します。
  2. 関連するサイト情報(野生動物のカメラ配置座標、ティックドラッグ座標、サイトアクセス情報、土地管理者連絡先、処理済みデータアクセス情報など)を含むデータベース(共有ドライブフォルダなど)を作成・維持します。
  3. サイト情報(都市化指標)、収集したライフステージごとの種ごとのティック数、各プロジェクト年ごとに各シーズンごとに記録されたユニークな野生動物種のリストをつなぐマスタースプレッドシートを維持します。
    1. 各土地管理者や地域参加者に合わせた年末レポートを作成し、野生動物のカメラやダニデータの要約を含めて、参加者のプロジェクトへの関与を維持できます。

結果

トランセクトラインは、ニューヨーク市からロングアイランド(NY)までの3郡にわたる都市化勾配を捉えるために設置されました(図2)。

figure-results-1
図2。都市化勾配上のトランセクトの地図。 (A) NLCDの不透水面の割合で表される都市化強度。(B) 国勢調査ブロック単位に基づく住宅密度。(C) NLCDデータに基づく樹冠被覆率。(D) ダニ採取および野生動物カメラの設置に使用されるトランセクトを示す衛星画像。 この図の拡大版はこちらをクリックしてご覧ください。

ニューヨーク市トランセクトのすべての野生動物カメラおよびダニ採取地点(n=44、n=38)は、公共公園(n=21、n=23)、ゴルフコース(n=6、n=0)、墓地(n=5、n=3)、自然保護区(n=9、n=9)、公共庭園(n=3、n=3)に配置されました(表1)。

緑地の種類カメラトラップの設置場所の数ダニ採取場所の数
公園2123
自然保護区99
公共庭園33
墓地53
ゴルフコース60
総サイト数4438

表1:緑地の種類別の野生動物カメラおよびダニ採取地点数の概要。

各野生動物カメラ設置地点の半径2km以内の樹木樹冠被覆率、不透水面の割合、居住密度の計算により、各トランセクト区間の野生生物カメラ配置は、ニューヨーク市からロングアイランドまでの都市化勾配に沿った都市指標の平均と分布(4サイト)を効果的に捉えていることが示されました(図5).各トランセクト区間で2つの密集した森林地と2つの軽い森林地が選ばれたため、各野生生物カメラから100m以内の樹冠被覆率の変化は、都市化勾配に沿った各周辺の生息地の質が大きく異なる(低いR2)ないことを示しました(図5D)。

figure-results-2
図5。トランセクト全体の野生動物カメラ周辺の環境特性。 4台の野生動物カメラが西から東へ5kmのトランセクト区間(1-10)内に設置され、各野生動物カメラトラップから半径2km以内に(A)不透水性表面被覆率、(B)生息密度、(C)樹冠被覆が示されています。(D) 野生動物カメラの設置場所から半径100m以内の樹冠の覆いは、選ばれた緑地内の微小生息地の質の多様性を表します。 この図の拡大版はこちらをクリックしてご覧ください。

2022年春から2023年夏にかけてのTWUSSシステム開始以来、フィールドデータ収集により4,928日の野生動物カメラ捕獲日数と、3,421羽の幼虫クロシマダニ、575匹のニンフ・ローンスター・ダニ、329匹の若虫ロングホーンダニが採取されました(表2参照)。

幼虫ダニの種収集された総数
Amblyomma americanum (孤星)575
ヘマフィサリス・ロンギコルニス (長角)329
Ixodes scapularis (クロマシカタシ)3421
すべての幼虫ダニ4325

表2:38か所すべての地点および2022-2023年のサンプリングイヤーにおける種別ダニコレクションの概要。

野生動物カメラの写真から、全カメラで34種のユニークな種が確認されました(完全な種リストは 補足ファイル3 を参照)、そのうち16種は哺乳類、16種は鳥類です(図6)。野生動物のカメラはメソ哺乳類の活動を対象に設定され、以下の7種のメソ哺乳類が観察されました:東部コヨーテ(Canis latrans var.)、アカギツネ(Vulpes vulpes)、アライグマ(Procyon lotor)、バージニアオポッサム(Didelphis virginiana)、ストライプドスカンク(Mephitis mephitis)、シロジカ(Odocoileus virginianus)、そしてグラウンドホッグ(Marmota monax)。

figure-results-3
図6。トランセクト全体で撮影された代表的な画像のコレクションで、メソ哺乳類、小型哺乳類、鳥類、家畜、人間が含まれます。この図の拡大版はこちらをクリックしてご覧ください。

TWUSSプロトコルの実施により、都市化勾配を跨えた最初の都市マダニハザードおよび野生生物モニタリングの連結トランセクトが確立されました。この監視システムに基づく既に発表された研究では、勾配の都市化指標、野生動物カメラのキーストーンティックホスト(ホワイトテールジカ)データ、そして都市化が野生動物の宿主占有率およびダニの危険強度に与える連鎖的な影響を特定しました。この研究では、緑地の連結性の向上、樹冠の被覆の増加、不透水面の減少が階層的にホワイトテイルジカの占有確率を高め、各緑地内の幼虫 I. scapularis の個体数を有意に予測していることが示されました(図7、表3)25。

figure-results-4
図7。ペアの野生生物カメラとダニ採取トランセクト設計による代表的なモデルプロット結果。 (A) ホワイトテールシカの占有確率の最強予測因子としての機能的連結性。(B)シロジカの占有率に重要な影響を与える若虫クロマシダニの数。プロットAでは、2022年から2023年にかけて設置された野生動物カメラのホワイトテールジカの写真を用いて占有モデルが作成されました。プロットBでは、ポイントは2022-2023年の1600 m² あたりのフィールドで収集されたティック数を示し、回帰線と標準誤差は負の二項モデル予測を表します。y軸は可視化のために<300ティックに制限されています。図はLillyらの許可を得て改写・複製された。2025年25頁。 この図の拡大版はこちらをクリックしてください。

モデルタイプ応答変数モデルコンポーネント推定SEzP( >|z|)
単一シーズンの入居モデルシカの飼育(傍受)3.041.791.70.09
機能的接続性11.094.082.72< 0.01
単一シーズンの入居モデルシカの飼育(傍受)−1.531.04−1.480.14
パーセンテージツリーキャノピー被覆6.152.272.7< 0.01
単一シーズンの入居モデルシカの飼育(傍受)−1.260.91−1.390.16
不透水面の割合−5.852.24−2.62< 0.01
負の二項一般化線形混合効果モデル。サイトおよび年はランダム効果として含まれました。幼虫クロマシダニの個体数(傍受)−9.040.81−11.17< 0.001
シカの飼育4.430.577.79< 0.001
緑地内の樹冠被覆率の割合0.030.012.330.02

表3:野生生物カメラとダニ採取トランセクト設計による代表的なモデル結果。 シカの占有率の上位予測因子を示す占有モデルの結果;ネガティブな二項一般化線形混合効果モデルの結果は、緑地内のシカの占有率と樹冠被覆率の両方に依存する幼虫クロマシダニの個体数を示しています。表はLillyらの許可を得て改変・複製。2025年25頁

補足ファイル1。野生動物のカメラロックボックスラベルの例。このファイルをダウンロードするにはこちらをクリックしてください。

補足ファイル2。ティック収集データシートの例。このファイルをダウンロードするにはこちらをクリックしてください。

補足ファイル3。NYC野生生物トランセクトの野生生物カメラで撮影され、研究者によって目視で識別された34種のユニークな種のリスト。このファイルをダウンロードするにはこちらをクリックしてください。

ディスカッション

TWUSSの開始を通じて、このプロトコルは都市化勾配を捉えるペアのダニと野生生物のモニタリングトランセクトの設計方法を示します。このシステムの代表的な結果により、都市部におけるマダニの危険性の地形スケールおよび野生生物の宿主要因を特定することが可能となりました25。ペアワイルドライフカメラ設計からの主要なダニ宿主データも、ニューヨーク市内で新たにリスクが高い可能性のある地域の特定にも利用されています。これは、世界的に都市化が進む中で都市全体でマダニや野生動物の継続的な監視の重要性を強調し、標準的な監視設計と方法論の必要性を強調しています。ダニ媒介の危険が発生しつつある都市全体でTWUSSを再現すれば、ダニや野生動物の宿主の分布を左右する都市景観指標の大規模比較が可能になります。

TWUSSトランセクトは、さまざまな緑地タイプ、管理慣行、土地管理管轄区域にまたがっており、20の異なる土地管理団体が野生生物のカメラ設置やダニ採取の許可を求めています。したがって、TWUSSは多様な協力者の参加に依存しており、地域の参加がマダニ監視システム94,95や野生生物・生物多様性保全の長期的な成功を向上させることが示唆されています。都市部では96、97、98、99も含まれます.市の公園や保健所との協力により、クロマダニが採取された緑地内の標識が増え、マダニ媒介の危険が新たに特定された際には市の保健局による媒介者監視が強化されました。

収集された膨大なデータに伴い、データ処理、ダニの識別、撮影された野生生物種の識別という大きな作業が伴います。すべてのプロジェクト情報とデータを含む組織化された共有プロジェクトデータベース(ステップ9.2)を維持することは、設立期間中にプロジェクト管理の役割が移り変わって以来、TWUSSの成功の鍵となっています。さらに、ダニの分類や写真データは、若手研究者やボランティアがプロジェクトに参加し、地域の緑地に生息する野生生物種やダニの危険に対する関心を高める効果的な手段となり得ます。TWUSSを通じて、トランセクトデータ処理への参加を通じて学生の教育機会がプロジェクトに組み込まれています。TWUSS開始から2年間で、30人以上の若手研究者(学部生および修士課程の学生)が画像分類やダニの識別に貢献し、その多くにとってこれが初めての研究経験でした。大学生のための機会創出に加え、ニューヨーク科学アカデミーやガールスカウトと共にいくつかの地域社会参加活動も行われています。これらのアウトリーチ活動を通じて、トランセクトに関わる現役研究者は地域の組織と連携し、地元のダニや都市の野生生物に関する実践的な学びと興奮を促進します。これらのプロジェクトを通じて、若者ボランティアは野生動物のカメラの設置方法、データ収集、観察結果の要約方法を学びました。

将来的には、追加のニューヨーク市トランセクトが設置される可能性があります。TWUSSが成長を続ける中、各野生動物カメラから収集される膨大な画像データの量は、画像分類100の遅いプロセスにより研究の進展を制限することがあります。機械学習アルゴリズムの導入など、野生動物のカメラデータを処理する技術の最近の進歩は、この時間遅れの短縮に役立つ可能性があります。TWUSSはオンラインプラットフォーム(ステップ8.1)を利用し、初期画像分類に機械学習モデルを用い、TWUSSからの野生動物カメラトラップデータの管理、分析、共有を効率化しています。

これらの良い成果に加え、TWUSSは野生動物カメラの器物損壊や盗難などの都市フィールドワークの課題にも取り組んでいます。データ収集の最初の2年間(2022年4月から2024年1月)で、4台の野生動物用カメラが盗難され、3台が損傷(完全または部分的に破損)しました。これにより、1回の展開あたり2%の交換率が記録されており、これは他の都市野生生物研究58と一致しています。野生動物カメラのロックボックスラベル(ステップ5.1.4)を調整し、野生動物カメラを人間の活動やトレイルから離れた場所に設置(ステップ5.2.1)することが、盗難や器物損壊を減らすための重要なステップでした。将来的には、盗難や器物損壊が管理不能になった場合は、野生動物カメラを新しい設置木に移したり、サイトを引退したりと、追加のトラブルシューティングが必要になることがあります。

TWUSSで用いられているような野生動物カメラは、中大型哺乳類を撮影するために最適化されていることが多いため、小型哺乳類や鳥類の監視に隙間が残されています。小型哺乳類は多くのダニ媒介病原体の支配的な宿主であり、したがって 都市化勾配の一部地点で標的型のライブトラップを加えることで、ダニ宿主および病原体コミュニティのより包括的な監視が可能になります。同様に、撮影された画像では多くの鳥類が検出されましたが、野生動物カメラではマダニのリザーバーホストである鳥類の多様性を正確に監視することはできません。したがって、鳥のポイントカウント、ミストネット、受動的な音声監視の追加も提案されています。

結論として、TWUSSの設計と実施の経験は、多様な都市全体の参加者とペアのダニと野生生物の都市生態学研究プロジェクトを開発する際の課題、機会、ベストプラクティスのいくつかを浮き彫りにしています。TWUSSトランセクトに設置され、採取された各野生生物カメラは、研究者と地元公園局の職員、町のリーダー、自然保護区の土地管理者、ゴルフコースの管理人、墓地スタッフ、そしてダニ媒介の危険や都市の野生生物に関心や関心を持つ多くの人々との間で築かれ維持されている関係の結果です。成功する協働研究関係と参加者の関与を築くには時間と労力が必要であり、都市96,103,104,105における都市生態学プロジェクトの研究設計と実施に組み込まれる必要があります。世界中の都市が拡大する中で、TWUSSのような協働プロジェクトは、都市環境の野生動物と共存しながら、新たな人獣共通感染症への対応を支援します。

開示事項

著者側には利益相反を申告する必要はない。

謝辞

この研究は、国立科学財団大学院研究フェローシップ(助成金#10328000)および国立科学財団の結合自然人間システム2/統合社会環境システムのダイナミクス(CNH2/DISES)プログラム(賞#1924061)によって支援されました。また、疾病対策センター(CDC)からも資金提供され、北東地域媒介病優秀センター教育・評価センター(NEVBD-TEC)(アワード #NU50CK000633)を支援しました。内容は著者の責任であり、疾病対策センター(CDC)、保健福祉省、または国立科学財団の公式見解を必ずしも代表するものではありません。

また、アーバンワイルドライフ情報ネットワークのご支援にも感謝申し上げます。特に、野生動物カメラトラップトランセクトの設置にあたり、セス・マグル博士、メイソン・フィディーノ博士、キンバリー・リベラに感謝いたします。エコ疫学研究室のメンバーやコロンビア大学・バーナード大学の学生の皆様には、助言、設置、フィールドワーク、ダニの識別、写真タグ付けの支援をしてくださった方々、メリディス・ヴァナッカー博士、ニチャール・グレゴリー博士、ソンジュ・リー、アレクシス・アングロ、ハンナ・チェン、モリー・デュラワ、レベッカ・ガルシア、エイディン・レヴィン、ジェイク・ミラー、サファ・ムハンマド、 デヴォラ・ゴーディン、アダラ・アニスマンの皆様に感謝します.さらに、ニューヨーク市公園・レクリエーション局、ナッソー郡、ノースヘンプステッド町、ノースショア土地連盟、ニューヨーク州環境保護局、ニューヨーク州立公園、グリーンウッド墓地、エバーグリーンズ墓地、メープルグローブ墓地、オールドウェストベリーガーデンズ、SUNYオールドウェストベリー、そして環境に配慮するゴルフコース管理者の皆様には、緑地での研究を行う機会を提供していただき感謝申し上げます。この研究はレナペ族、マティネコック族、メリック族、ニサクォーグ族、マサペクア族の先住民の土地で行われました。

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
1x1 m 白いコーデュロイまたはフランネルのドラッグクロスEcoloogy Supplies0015TCDC 2020またはSalomon et al. 2020に記載された指示に従って、既製品を購入するか自作することができます。
32+ GB SDメモリーカードSanDiskSDSDXXO-032G-GN4IN写真の保存用
電池（ほとんどのカメラは単4電池を必要とする）DuracellMN1500B20 カメラの電源用
カメラ調整可能なロックケーブルMoultrie（Pythonブランド）MCA-21667カメラの固定用
カメラセキュリティボックスBrowningBTC-SB-SMカメラの固定用
カメラトラップ取り付けストラップMoultrieMCA-12667カメラの設置用
透明なプラスチック製のパッキングテープNANA野生生物カメラロックボックスのラベリングと大量の幼虫の収集用。どのようなブランドでも構いません。
解剖用顕微鏡AmScopeSM-1BSX-64Sダニの識別用
DNA/RNAシールドZymo researchR1100-250ダニの保存用
Eppendorfセーフロックチューブ1.5 mL - マイクロチューブFisher scientific05-402-941.5 mlのバイアルでダニの保存用
エタノール200プルーフThermo scientificT038181000ダニの保存用
ファニーパックNANAフィールドでのダニ収集材料の保管/整理用。どのようなブランドでも構いません。
細い先の永久マーカーStaedtler55580-PK10ダニチューブのラベリング用
鉗子Fisher scientific12-000-121布からダニを集め、顕微鏡下で識別用
GISソフトウェアNANAユーザーの好みに応じて、ArcGIS、QGIS、またはRが使用できます
Kestrel 3000 ウェザーメーターKestrel Meters830気候/天候条件の測定用
モーショントリガーカメラトラップ（Browning strike force pro推奨）BrowningBTC-5PX-1080野生生物の撮影用
筆記用具（ペンまたは鉛筆）NANAデータシートの記入用。どのようなブランドでも構いません。

参考文献

  1. Seto, K. C., Güneralp, B., Hutyra, L. R. Global forecasts of urban expansion to 2030 and direct impacts on biodiversity and carbon pools. Proc Natl Acad Sci. 109 (40), 16083-16088 (2012).
  2. Rastandeh, A., Jarchow, M. Urbanization and biodiversity loss in the post-COVID-19 era: complex challenges and possible solutions. Cities Health. 5 (sup1), S37-S40 (2021).
  3. Venter, O., Sanderson, E. W., Magrach, A., Allan, J. R., Beher, J., et al. Sixteen years of change in the global terrestrial human footprint and implications for biodiversity conservation. Nat Commun. 7 (1), 12558 (2016).
  4. Egerer, M., Buchholz, S. Reframing urban "wildlife" to promote inclusive conservation science and practice. Biodivers Conserv. 30 (7), 2255-2266 (2021).
  5. Lerman, S. B., Narango, D. L., Andrade, R., Warren, P. S., Grade, A. M., et al. Wildlife in the city: human drivers and human consequences. Urban Ecol Its Nat Chall. , 37-66 (2020).
  6. Gallo, T., Fidino, M., Lehrer, E. W., Magle, S. B. Mammal diversity and metacommunity dynamics in urban green spaces: implications for urban wildlife conservation. Ecol Appl. 27 (8), 2330-2341 (2017).
  7. Ives, C. D., Lentini, P. E., Threlfall, C. G., Ikin, K., Shanahan, D. F., et al. Cities are hotspots for threatened species. Glob Ecol Biogeogr. 25 (1), 117-126 (2016).
  8. Soulsbury, C. D., White, P. C. L. Human-wildlife interactions in urban areas: a review of conflicts, benefits and opportunities. Wildl Res. 42 (7), 541-553 (2015).
  9. Ellwanger, J. H., Byrne, L. B., Chies, J. A. B. Examining the paradox of urban disease ecology by linking the perspectives of Urban One Health and Ecology with Cities. Urban Ecosyst. 25 (6), 1735-1744 (2022).
  10. Magle, S. B., Hunt, V. M., Vernon, M., Crooks, K. R. Urban wildlife research: Past, present, and future. Biol Conserv. 155, 23-32 (2012).
  11. Combs, M. A., Kache, P. A., VanAcker, M. C., Gregory, N., Plimpton, L. D., et al. Socio-ecological drivers of multiple zoonotic hazards in highly urbanized cities. Glob Change Biol. 28 (5), 1705-1724 (2022).
  12. König, H. J., Kiffner, C., Kramer-Schadt, S., Fürst, C., Keuling, O., et al. Human-wildlife coexistence in a changing world. Conserv Biol. 34 (4), 786-794 (2020).
  13. . 2020 Population Distribution in the United States and Puerto Rico Available from: https://www.census.gov/library/visualizations/2021/geo/population-distribution-2020.html (2021)
  14. Kugeler, K. J., Schwartz, A. M., Delorey, M. J., Mead, P. S., Hinckley, A. F. Estimating the Frequency of Lyme Disease Diagnoses, United States, 2010-2018. Emerg Infect Dis. 27 (2), 616-619 (2021).
  15. Diuk-Wasser, M. A., VanAcker, M. C., Fernandez, M. P., Reisen, W. Impact of Land Use Changes and Habitat Fragmentation on the Eco-epidemiology of Tick-Borne Diseases. J Med Entomol. 58 (4), 1546-1564 (2021).
  16. Piedmonte, N. P., Shaw, S. B., Prusinski, M. A., Fierke, M. K. Landscape Features Associated With Blacklegged Tick (Acari: Ixodidae) Density and Tick-Borne Pathogen Prevalence at Multiple Spatial Scales in Central New York State. J Med Entomol. 55 (6), 1496-1508 (2018).
  17. Tufts, D. M., Goodman, L. B., Benedict, M. C., Davis, A. D., VanAcker, M. C., et al. Association of the invasive Haemaphysalis longicornis tick with vertebrate hosts, other native tick vectors, and tick-borne pathogens in New York City, USA. Int J Parasitol. 51 (2), 149-157 (2021).
  18. Rochlin, I., Benach, J. L., Furie, M. B., Thanassi, D. G., Kim, H. K. Rapid invasion and expansion of the Asian longhorned tick (Haemaphysalis longicornis) into a new area on Long Island, New York, USA. Ticks Tick-Borne Dis. 14 (2), 102088 (2023).
  19. Young, I., Prematunge, C., Pussegoda, K., Corrin, T., Waddell, L. Tick exposures and alpha-gal syndrome: A systematic review of the evidence. Ticks Tick-Borne Dis. 12 (3), 101674 (2021).
  20. Childs, J. E., Paddock, C. D. THE ASCENDANCY OFAMBLYOMMA AMERICANUMAS A VECTOR OF PATHOGENS AFFECTING HUMANS IN THE UNITED STATES*. Annu Rev Entomol. 48, 307-337 (2003).
  21. Raghavan, R. K., Peterson, A. T., Cobos, M. E., Ganta, R., Foley, D. Current and Future Distribution of the Lone Star Tick, Amblyomma americanum (L.) (Acari: Ixodidae) in North America. PLOS ONE. 14 (1), e0209082 (2019).
  22. Diuk-Wasser, M. A., Fernandez, P., Vanwambeke, S. O. Tick-Borne Diseases in Urban and Periurban Areas: A Blind Spot in Research and Public Health. Annu Rev Entomol. , (2025).
  23. Kilpatrick, A. M., Dobson, A. D. M., Levi, T., Salkeld, D. J., Swei, A., et al. Lyme disease ecology in a changing world: consensus, uncertainty and critical gaps for improving control. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 372 (1722), 20160117 (2017).
  24. Yuan, Q., Llanos-Soto, S. G., Gangloff-Kaufmann, J. L., Lampman, J. M., Frye, M. J., et al. Active surveillance of pathogens from ticks collected in New York State suburban parks and schoolyards. Zoonoses Public Health. 67 (6), 684-696 (2020).
  25. Lilly, M. V., Davis, M., Kross, S. M., Konowal, C. R., Gullery, R., et al. Functional connectivity for white-tailed deer drives the distribution of tick-borne pathogens in a highly urbanized setting. Landsc Ecol. 40 (5), 87 (2025).
  26. Tan, Q., Zhang, C., Xia, J., Wang, R., Zhou, L., et al. Information-guided adaptive learning approach for active surveillance of infectious diseases. Infect Dis Model. 10 (1), 257-267 (2024).
  27. . A Stronger, More Resilient New York Available from: https://www.nyc.gov/site/sirr/report/report.page (2013)
  28. Seewagen, C. L., Slayton, E. J. Mass Changes Of Migratory Landbirds During Stopovers In A New York City Park. Wilson J Ornithol. 120 (2), 296-303 (2008).
  29. Stark, J. R., Aiello-Lammens, M., Grigione, M. M. The effects of urbanization on carnivores in the New York metropolitan area. Urban Ecosyst. 23 (2), 215-225 (2020).
  30. Seewagen, C. L., Slayton, E. J., Guglielmo, C. G. Passerine migrant stopover duration and spatial behaviour at an urban stopover site. Acta Oecologica. 36 (5), 484-492 (2010).
  31. Rivel, D., Rosenheim, K. . Birdwatching in New York City and on Long Island. , 338 (2016).
  32. Nagy, C., Weckel, M., Monzón, J., Duncan, N., Rosenthal, M. R. Initial colonization of Long Island, New York by the eastern coyote, Canis latrans (Carnivora, Canidae), including first record of breeding. Check List. 13 (6), 901-907 (2017).
  33. Bradfield, A. A., Nagy, C. M., Weckel, M., Lahti, D. C., Habig, B. Predictors of Mammalian Diversity in the New York Metropolitan Area. Front Ecol Evol. 10, (2022).
  34. VanAcker, M. C., DeNicola, V. L., DeNicola, A. J., Aucoin, S. G., Simon, R., et al. Resource selection by New York City deer reveals the effective interface between wildlife, zoonotic hazards and humans. Ecol Lett. 26 (12), 2029-2042 (2023).
  35. Elmqvist, T., Fragkias, M., Goodness, J., Güneralp, B., Marcotullio, P. J., et al. . Urbanization, Biodiversity and Ecosystem Services: Challenges and Opportunities. , (2013).
  36. Aronson, M. F., Lepczyk, C. A., Evans, K. L., Goddard, M. A., Lerman, S. B., et al. Biodiversity in the city: key challenges for urban green space management. Front Ecol Environ. 15 (4), 189-196 (2017).
  37. Harrison, P. A., Berry, P. M., Simpson, G., Haslett, J. R., Blicharska, M., et al. Linkages between biodiversity attributes and ecosystem services: A systematic review. Ecosyst Serv. 9, 191-203 (2014).
  38. Vuorisalo, T., Lahtinen, R., Laaksonen, H. Urban biodiversity in local newspapers: a historical perspective. Biodivers Conserv. 10 (10), 1739-1756 (2001).
  39. Sokolow, S. H., Nova, N., Pepin, K. M., Peel, A. J., Pulliam, J. R. C., et al. Ecological interventions to prevent and manage zoonotic pathogen spillover. Philos Trans R Soc B Biol Sci. 374 (1782), 20180342 (2019).
  40. Lesmeister, D. B., Nielsen, C. K., Schauber, E. M., Hellgren, E. C. Spatial and temporal structure of a mesocarnivore guild in midwestern north America. Wildl Monogr. 191 (1), 1-61 (2015).
  41. Santini, L., González-Suárez, M., Russo, D., Gonzalez-Voyer, A., von Hardenberg, A., et al. One strategy does not fit all: determinants of urban adaptation in mammals. Ecol Lett. 22 (2), 365-376 (2019).
  42. Pither, R., O'Brien, P., Brennan, A., Hirsh-Pearson, K., Bowman, J. Predicting areas important for ecological connectivity throughout Canada. PLOS ONE. 18 (2), e0281980 (2023).
  43. VanAcker, M. C., Little, E. A. H., Molaei, G., Bajwa, W. I., Diuk-Wasser, M. A. Enhancement of Risk for Lyme Disease by Landscape Connectivity, New York, New York, USA. Emerg Infect Dis. 25 (6), 1136-1143 (2019).
  44. The City of New York Department of Health and Mental Hygiene. . 2025 Comprehensive Mosquito Surveillance and Control Plan. , (2025).
  45. Bajwa, W., Kennedy, A., Vincent, Z., Heck, G., Riaj, S., et al. Five human pathogens detected by tick surveillance in New York City parks, 2014-2015. J Med Entomol. , tjae014 (2024).
  46. Bajwa, W., Kennedy, A., Vincent, Z., Heck, G., Riaj, S., et al. Earliest records of the Asian longhorned tick (Acari: Ixodidae) in Staten Island, New York, and subsequent population establishment, with a review of its potential medical and veterinary importance in the United States. J Med Entomol. , tjae019 (2024).
  47. . Tick Surveillance Program Available from: https://www.suffolkcountyny.gov/Departments/Health-Services/Public-Health/Preventive-Services/Arthropod-borne-Diseases/Tick-Surveillance-Program (2025)
  48. . Tick Information Available from: https://www.nassauswcd.org/Tick-Information (2025)
  49. Bastard, J., Gregory, N., Fernandez, P., Mincone, M., Card, O., et al. Cascading effects of mammal host community composition on tick vector occurrence at the urban human-wildlife interface. Ecosphere. 15 (8), e4957 (2024).
  50. Munshi-South, J., Nagy, C. Urban park characteristics, genetic variation, and historical demography of white-footed mouse (Peromyscus leucopus) populations in New York City. PeerJ. 2, e310 (2014).
  51. Henger, C. S., Herrera, G. A., Nagy, C. M., Weckel, M. E., Gormezano, L. J., et al. Genetic diversity and relatedness of a recently established population of eastern coyotes (Canis latrans) in New York City. Urban Ecosyst. 23 (2), 319-330 (2020).
  52. McKinney, M. L. Urbanization, Biodiversity, and Conservation: The impacts of urbanization on native species are poorly studied, but educating a highly urbanized human population about these impacts can greatly improve species conservation in all ecosystems. BioScience. 52 (10), 883-890 (2002).
  53. Bradley, C. A., Altizer, S. Urbanization and the ecology of wildlife diseases. Trends Ecol Evol. 22 (2), 95-102 (2007).
  54. Gallo, T., Fidino, M., Gerber, B., Ahlers, A. A., Angstmann, J. L., et al. Mammals adjust diel activity across gradients of urbanization. eLife. 11, e74756 (2022).
  55. Burton, A. C., Neilson, E., Moreira, D., Ladle, A., Steenweg, R., et al. REVIEW: Wildlife camera trapping: a review and recommendations for linking surveys to ecological processes. J Appl Ecol. 52 (3), 675-685 (2015).
  56. Vélez, J., McShea, W., Shamon, H., Castiblanco-Camacho, P. J., Tabak, M. A., et al. An evaluation of platforms for processing camera-trap data using artificial intelligence. Methods Ecol Evol. 14 (2), 459-477 (2023).
  57. Schneider, S., Taylor, G. W., Linquist, S., Kremer, S. C. Past, present and future approaches using computer vision for animal re-identification from camera trap data. Methods Ecol Evol. 10 (4), 461-470 (2019).
  58. Magle, S. B., Fidino, M., Lehrer, E. W., Gallo, T., Mulligan, M. P., et al. Advancing urban wildlife research through a multi-city collaboration. Front Ecol Environ. 17 (4), 232-239 (2019).
  59. Diuk-Wasser, M. A., Hoen, A. G., Cislo, P., Brinkerhoff, R., Hamer, S. A., et al. Human Risk of Infection with Borrelia burgdorferi, the Lyme Disease Agent, in Eastern United States. Am J Trop Med Hyg. 86 (2), 320-327 (2012).
  60. Bekken, M. A. H., Soldat, D. J., Koch, P. L., Schimenti, C. S., Rossi, F. S., et al. Analyzing golf course pesticide risk across the US and Europe-The importance of regulatory environment. Sci Total Environ. 874, 162498 (2023).
  61. Clow, K. M., Leighton, P. A., Pearl, D. L., Jardine, C. M. A framework for adaptive surveillance of emerging tick-borne zoonoses. One Health. 7, 100083 (2019).
  62. Eisen, R. J., Paddock, C. D. Tick and Tickborne Pathogen Surveillance as a Public Health Tool in the United States. J Med Entomol. 58 (4), 1490-1502 (2020).
  63. Petersen, L. R., Beard, C. B., Visser, S. N. Combatting the Increasing Threat of Vector-Borne Disease in the United States with a National Vector-Borne Disease Prevention and Control System. Am J Trop Med Hyg. 100 (2), 242-245 (2019).
  64. Mader, E. M., Ganser, C., Geiger, A., Harrington, L. C., Foley, J., et al. A Survey of Tick Surveillance and Control Practices in the United States. J Med Entomol. 58 (4), 1503-1512 (2021).
  65. Kopsco, H. L., Xu, G., Luo, C. Y., Rich, S. M., Mather, T. N. Crowdsourced Photographs as an Effective Method for Large-Scale Passive Tick Surveillance. J Med Entomol. 57 (6), 1955-1963 (2020).
  66. Švec, P., Hönig, V., Zubriková, D., Wittmann, M., Pfister, K., et al. The use of multi-criteria evaluation for the selection of study plots for monitoring of I. ricinus. ticks - Example from Central Europe. Ticks Tick-Borne Dis. 10 (4), 905-910 (2019).
  67. Wisely, S. M., Glass, G. E. Advancing the Science of Tick and Tick-Borne Disease Surveillance in the United States. Insects. 10 (10), 361 (2019).
  68. Thompson, A. T., White, S. A., Doub, E. E., Sharma, P., Frierson, K., et al. The wild life of ticks: Using passive surveillance to determine the distribution and wildlife host range of ticks and the exotic Haemaphysalis longicornis, 2010-2021. Parasit Vectors. 15 (1), 331 (2022).
  69. Murray, M. H., Surasinghe, T., Gelmi-Candusso, T., Sander, H. A., Lilly, M., et al. Multicity research networks are needed to address global One Health challenges. BioScience. , biaf106 (2025).
  70. Seress, G., Lipovits, &. #. 1. 9. 3. ;., Bókony, V., Czúni, L. Quantifying the urban gradient: A practical method for broad measurements. Landsc Urban Plan. 131, 42-50 (2014).
  71. Moll, R. J., Cepek, J. D., Lorch, P. D., Dennis, P. M., Tans, E., et al. What does urbanization actually mean? A framework for urban metrics in wildlife research. J Appl Ecol. 56 (5), 1289-1300 (2019).
  72. Gandy, S. L., Hall, J. L., Plahe, G., Watkinson, K., Johnson, D., et al. The dependence of urban tick and Lyme disease hazards on the hinterlands. Nat Cities. 2 (10), 948-957 (2025).
  73. Magle, S. B., Lehrer, E. W., Fidino, M. Urban mesopredator distribution: examining the relative effects of landscape and socioeconomic factors. Anim Conserv. 19 (2), 163-175 (2016).
  74. Dewitz, J. . National Land Cover Database (NLCD) 2021 Products. , (2023).
  75. Hammer, R. B., Stewart, S. I., Winkler, R. L., Radeloff, V. C., Voss, P. R. Characterizing dynamic spatial and temporal residential density patterns from 1940-1990 across the North Central United States. Landsc Urban Plan. 69 (2), 183-199 (2004).
  76. Homer, C., Dewitz, J., Jin, S., Xian, G., Costello, C., et al. Conterminous United States land cover change patterns 2001-2016 from the 2016 National Land Cover Database. ISPRS J Photogramm Remote Sens. 162, 184-199 (2020).
  77. Theobald, D. M. Landscape Patterns of Exurban Growth in the USA from 1980 to 2020. Ecol Soc. 10, 1 (2005).
  78. Stanley, D., Gehrt, P. D., Seth, P. D., Riley, P. D., Brian, L., et al. . Urban Carnivores. , (2010).
  79. Sauer, J. R., Link, W. A., Fallon, J. E., Pardieck, K. L., Ziolkowski, D. J. The North American Breeding Bird Survey 1966-2011: Summary Analysis and Species Accounts. North Am Fauna. 1 (79), 1-32 (2013).
  80. Endreny, T., Sica, F., Nowak, D. Tree Cover Is Unevenly Distributed Across Cities Globally, With Lowest Levels Near Highway Pollution Sources. Front Sustain Cities. 10, 2 (2020).
  81. . Protected Areas Database of the United States (PAD-US) Available from: https://www.census.gov/library/visualizations/2021/geo/population-distribution-2020.html (2024)
  82. Parsons, A. W., Forrester, T., Baker-Whatton, M. C., McShea, W. J., Rota, C. T., Schmid, B., Baldwin, I. T., Schmid, B., Kéry, M., Kühn, I. Mammal communities are larger and more diverse in moderately developed areas. eLife. 7, e38012 (2018).
  83. Diuk-Wasser, M. A., Gatewood, A. G., Cortinas, M. R., Yaremych-Hamer, S., Tsao, J., et al. Spatiotemporal Patterns of Host-Seeking Ixodes scapularis Nymphs (Acari: Ixodidae) in the United States. J Med Entomol. 43 (2), 166-176 (2006).
  84. Lilly, M. V., Konowal, C. R. Wildlife Insights: New York City UWIN Camera-trappingTransect. Wildlife Insights. , (2025).
  85. Daniels, L. D., Lavallee, S. Better Safe than Sorry: Planning for Safe and Successful Fieldwork. Bull Ecol Soc Am. 95 (3), 264-273 (2014).
  86. Palencia, P., Vicente, J., Soriguer, R. C., Acevedo, P. Towards a best-practices guide for camera trapping: assessing differences among camera trap models and settings under field conditions. J Zool. 316 (3), 197-208 (2022).
  87. Xu, G., Siegel, E., Fernandez, N., Bechtold, E., Daly, T., et al. Active Surveillance of Powassan Virus in Massachusetts Ixodes scapularis Ticks, Comparing Detection Using a New Triplex Real-Time PCR Assay with a Luminex Vector-Borne Panel. Viruses. 16 (2), 250 (2024).
  88. Salomon, J., Hamer, S. A., Swei, A., Machtinger, E. . A Beginner's Guide to Collecting Questing Hard Ticks (Acari: Ixodidae): A Standardized Tick Dragging Protocol. 20 (6), 11 (2020).
  89. Pratt, S. D., Littig, K. S. . Ticks of public health importance and their control. , 42 (2025).
  90. Durden, L. A., Keirans, J. E. Key to the Nymphs of the Genus Ixodes of the United States. Nymphs of the Genus Ixodes. (Acari: Ixodidae) of the United States: Taxonomy, Identification Key, Distribution, Hosts, and Medical/Veterinary Importance. , (2005).
  91. Keirans, J. E., Litwak, T. R. Pictorial Key to the Adults of Hard Ticks, Family Ixodidae (Ixodida: Ixodoidea), East of the Mississippi River. J Med Entomol. 26 (5), 435-448 (1989).
  92. Dubie, T. R., Grantham, R., Coburn, L., Noden, B. H. Pictorial Key for Identification of Immature Stages of Common Ixodid Ticks Found in Pastures in Oklahoma. Southwest Entomol. 42 (1), 1-14 (2017).
  93. Kopsco, H. L., Mather, T. N. Tick-Borne Disease Prevention Behaviors Among Participants in a Tick Surveillance System Compared with a Sample Of Master Gardeners. J Community Health. 47 (2), 246-256 (2022).
  94. Sakamoto, J. M. Progress, challenges, and the role of public engagement to improve tick-borne disease literacy. Curr Opin Insect Sci. 28, 81-89 (2018).
  95. Sterling, E. J., Betley, E., Sigouin, A., Gomez, A., Toomey, A., et al. Assessing the evidence for stakeholder engagement in biodiversity conservation. Biol Conserv. 209 (159), 171 (2017).
  96. Brooks, J., Waylen, K. A., Mulder, M. B. Assessing community-based conservation projects: A systematic review and multilevel analysis of attitudinal, behavioral, ecological, and economic outcomes. Environ Evid. 2 (1), 2 (2013).
  97. Apfelbeck, B., Snep, R. P. H., Hauck, T. E., Ferguson, J., Holy, M., et al. Designing wildlife-inclusive cities that support human-animal co-existence. Landsc Urban Plan. 200, 103817 (2020).
  98. Magle, S. Lessons learned about steering a large urban wildlife research network from theory to practice. Urban Ecosyst. 26 (6), 1685-1691 (2023).
  99. Harris, G., Thompson, R., Childs, J. L., Sanderson, J. G. Automatic Storage and Analysis of Camera Trap Data. Bull Ecol Soc Am. 91 (3), 352-360 (2010).
  100. Leorna, S., Brinkman, T. Human vs. machine: Detecting wildlife in camera trap images. Ecol Inform. 72, 101876 (2022).
  101. Ginsberg, H. S., Buckley, P. A., Balmforth, M. G., Zhioua, E., Mitra, S., Buckley, F. G. Reservoir Competence of Native North American Birds for the Lyme Disease Spirochete, Borrelia burgdorferi. J Med Entomol. 42 (3), 5 (2005).
  102. Pickett, S. T. A., Cadenasso, M. L., Rademacher, A. M. Coproduction of place and knowledge for ecology with the city. Urban Ecosyst. 25 (3), 765-771 (2022).
  103. Toomey, A., Smith, J., Becker, C., Palta, M. Towards a pedagogy of social-ecological collaborations: engaging students and urban nonprofits for an ecology with cities. Urban Ecosyst. 26 (2), 425-432 (2023).
  104. Mach, K. J., Lemos, M. C., Meadow, A. M., Wyborn, C., et al. Actionable knowledge and the art of engagement. Curr Opin Environ Sustain. 42, 30-37 (2020).

再版と許可

このJoVE記事のテキストまたは図の再利用許可をリクエスト

許可をリクエスト

タグ

関連記事