豚脂肪組織から脂肪由来幹細胞および脂肪細胞の効率的な単離

サマリー

ここでは、処理時間>90%短縮、高い細胞生存率、広範な適合性を特徴とする、脂肪由来幹細胞および脂肪細胞を効率的に単離する標準的な方法を提示します。

要約

脂肪由来幹細胞(ADSC)は、豊富な供給源、低侵襲の収穫、多系統分化の可能性、免疫調節特性により、再生医療における理想的な種子細胞として台頭しています。その応用は組織修復、疾患モデリング、細胞療法に及びます。しかし、高生存率のADSCの効率的な分離は、研究と臨床翻訳の進展に不可欠です。酵素分解とピペッティングによる機械的解離の組み合わせなどの従来の分離方法は、処理時間が1〜3時間に及び、細胞の生存率が低く(しばしば<70%)、バッチごとの大きな変動により後続実験が困難となります。

ここでは、これらの課題に対応するために機械波と酵素による分解を組み合わせたSoniConvertシステム(機械波を用いた細胞分離システム)を紹介します。このシステムは、デジタルフィードバックを通じて機械的波動媒介解離を調整するマイクロプロセッサ制御ユニットと、脂肪組織に最適化された組織特異的緩み試薬(5〜15分の培養期間)を統合しています。このアプローチにより、組織を単細胞懸濁液に迅速に変換でき、機械的解離は3〜9秒で完了します。

このシステムには3つの利点があります。(1) 酵素分解から初期細胞分離までのコア分離プロセスを約30分で完了する超高速処理(従来の方法と比べて>90%の短縮);(2) 高い生存率の維持率で、トリパンブルー染色により細胞生存率は80〜95%で、従来のプロトコルを超えています。(3) 広範な適合性。これにより得られる単細胞懸濁液は一次細胞培養、フローサイトメトリー、細胞毒性アッセイ、脂肪オルガノイド構築の要件を満たすこと。処理時間の短縮、細胞の完全性の向上、変動の制限により、このシステムは脂肪関連研究の実用的なプラットフォームを提供します。

概要

脂肪由来幹細胞(ADSC)は、脂肪組織から分離された間葉幹細胞(MSC)の重要なサブセットであり、そのアクセス性、低侵襲的な採取、強固な増殖能力、多系統分化の可能性、そして強力なパラクリンおよび免疫調節特性により、大きな治療的可能性を示します 1,2,3,4 .これらの特性により、ADSCは再生医療、組織工学、免疫療法の有望な候補として位置づけられています。しかし、ADSCの翻訳的有用性は、機能的に完全な高純度集団を分離する能力にかかっており、このプロセスは技術的に依然として困難です。脂肪組織の独特な生物学的特徴は、2つの主要な障害をもたらします。(1) 脂肪細胞の高い脂質含有量が機械的処理時に破裂しやすく、遊離脂質が放出され、気質血管分率(SVF)を汚染し細胞の生存率を損なうため^、5,6;そして(2)筋膜、内皮細胞、免疫細胞、^{血液成分から}なる組織の構造的複雑さ7が脂肪由来細胞の分離を複雑にします。これらの制限は、代謝疾患モデリングや細胞療法などの下流応用において同様に重要な高品質なADSCや脂肪細胞を効率的かつ迅速かつ生存性保持型の分離方法の緊急性を強調しています。

現在、酵素分解、エクスプラント培養、機械的分離^8,9,10など、脂肪由来細胞の単離にいくつかの確立された方法が利用可能です。最も広く採用されている方法である酵素的消化は、コラーゲナーゼを使って細胞外マトリックス(ECM)成分を分解し、被包された幹細胞を放出します。この方法には通常、組織のミンチング、コラーゲン酵素の消化(37°C、1–2時間)、遠心分離によるSVF分離、そして付着培養精製が含まれます。ECM分解には効果的であるものの、酵素による消化には顕著な欠点があります。処理時間が長く(合計3〜4時間)、大量のサンプル量への依存、そして酵素細胞毒性や動物由来コラーゲンによるバッチごとの変動のリスクがあり、これらはすべて臨床翻訳を妨げます。組織断片からの幹細胞移動を利用するエクスプラント培養は、生存能力が保たれた細胞を得られますが、スループットが低く、細胞回復が遅れる(7〜10日)という問題があります。物理的な破壊(例:振動、せん断)に依存する機械的解離は処理時間を短縮しますが、しばしば細胞の完全性を損なうため、生存率の低下や不純な集団の発生につながります。これらの手法は総合的に見て、効率、純度、生存可能性という臨床レベルの細胞分離の重要な基準を調和させることに失敗しています。そこで、酵素的消化と機械的波媒介解離を組み合わせた、脂肪由来細胞(脂肪細胞およびADSC)を分離する新しい方法を^{提案します。}このアプローチは2つの重要な進歩を達成します。(1) 時間効率:事前最適化された動物性不使用酵素カクテルと低周波機械波を組み合わせることで、総処理時間を3〜4時間から約30分に短縮します(図1);(2) 生存性維持:穏やかな機械的分散により脂肪細胞の破裂と脂質放出を最小限に抑えます。重要なのは、30分という時間枠はコア分離作業(消化、機械的解離、ろ過、初期遠心分離)を指し、粗脂肪細胞およびSVF分画を得るためのものである。赤血球(RBC)溶解などのオプションの下流精製工程は追加の取り扱い時間を必要とします。

当社の最適化された脂肪細胞分離法は、複数の研究および臨床分野での応用に大きな可能性を示しています。基礎研究において、得られた高生存率細胞は脂肪生成および骨形成分化研究において卓越した性能を示し、組織工学応用のための信頼できる細胞源を提供しています。トランスレーショナル医療において、臨床研究によりADSCsは変形性関節症¹²、心血管疾患¹³、多発性硬化症¹⁴、炎症性腸疾患(IBD)/クローン病¹⁵などの治療において治療的可能性を示しています。急速に分離されたADSCは、脂肪組織オルガノイドの構築や細胞治療の応用の理想的な構成要素となり、薬物スクリーニングや疾患モデリング研究の大幅な進展に寄与します。さらに、高品質な単一細胞懸濁液は単細胞RNAシーケンスに適しています。結論として、この統合的アプローチは脂肪組織のための堅牢な技術基盤を確立し、再生医療における基礎研究と臨床応用の両方を支援します。

プロトコル

すべての動物研究は、中国科学技術部の実験 動物管理条例 (2017年3月改正)に従って行われ、四川農業大学動物倫理福祉委員会(許可番号:20230089)によって承認されました。このプロトコルには、市販されている機械的波支援組織解離装置であるSoniConvertシステム(以下、機械的解離システム)の使用が必要です。このプロトコルは豚の脂肪組織に最適化されており、この特殊な装置への依存が大きな制約となっています。

1. 脂肪組織の採取と調製

1. 術前消毒および脱毛
   1. 豚はペントバルビタールナトリウム(体重100 mg/kg)を静脈内過剰投与して安楽死させます。組織採取前に死亡を確認しましょう。
   2. 豚の背中を15cmにわたって螺旋状に消毒するために、2%ヨードホードに浸した滅菌ガーゼを適用します。30秒ほど乾燥させます。
   3. 滅菌カミソリを使って、16cm×8cmの部分の毛を剃ります。手術部位からすべての毛髪を除去してください。
   4. 背面を75%エタノールで滅菌ガーゼで2回拭き取ってください。
2. 脂肪組織の収集
   1. 無菌メスで背側の正中線に沿って20cmの横切開をします。
   2. 切開の縁を無菌鉗子で持ち上げます。脂肪組織と真皮の間の自然な平面に沿って解剖し、約2〜3mm厚の背面皮下脂肪組織(ULB)シートの完全な上層を得ます。
   3. ULBを氷のように冷たい無菌生理食塩水で一度洗い流し、無菌培養皿に入れます(図2)。

図2:細胞分離のための豚ULB採取。 (A) ピッグバック脂肪組織の構造図;(B) バマミニピッグの切断現場; (C) 背中の脂肪組織の提示、皮下脂肪は上層(ULB)と内層(ILB)の2層から成り立っています。 (D) ULBの収集。略称:ULB = 背中の上層;ILB = 背中の内層。 この図の拡大版はこちらをクリックしてご覧ください。

一時停止点:採取した脂肪組織は、氷のように冷たい無菌生理食塩水またはD-Hanks溶液で4°Cで短時間保存し、その後さらなる解剖を行うことができます。
注:目的はULBを回収することです。解離時には背中の皮下脂肪組織(ILB)の下層を含まないようにしてください。

3. 脂肪組織の解剖と洗浄
   1. 1.8gの組織ごとに10mLの氷で冷えたD-Hanksバッファーを加え、組織を完全に浸かします。
   2. 無菌外科用ハサミを使って、組織から見える血管をすべて特定・切除します。結合組織や線維化性の成分をすべて除去してください。切り離した材料は指定されたバイオハザード容器に捨ててください。
      注意:鋭利な器具を扱う際は極めて注意してください。使用後は必ず胴体から切り離し、使用済みの刃物やハサミはすぐに鋭利な容器に捨ててください。
   3. D-Hanksバッファー内の組織をすすいで、残留した血液やゴミを除去します。
      注意:血腫が多いサンプルでは、視覚の鮮明さを得るためにバッファーを必要に応じて1〜3回交換してください。組織の生存能力を保つために、すべての解剖手順を氷上に置いてください。
4. 脂肪組織の機械的解離
   1. 洗浄された組織断片1.8gを無菌の1.5mLマイクロ遠心分離機チューブに移します。チューブに800μLのA型組織解離バッファー(Aバッファー)を加えます。
   2. 無菌眼用ハサミを使い、チューブ内の組織を約1〜2 mm³ の小さな塊に細かく刻みます。
      注意:ミンチ中またはミンチ後に著しい脂質漏れが観察された場合は、分解された脂肪細胞から脂質を除去する酵素消化に進む前に、予冷のD-Hanks溶液1mLで再度組織を洗浄してください。この工程は、後流解析のために脂肪細胞の完全性を保つために維持されます。

2. 細胞分離と均質化

1. 酵素処理
   1. 新しいマイクロ遠心分離管に200μLのA型組織解離剤(A型溶液)を加えます。チューブを手で優しく回転させて3回振って内容物を混ぜ、脂肪片が解離液に完全に浸かるようにしてください。
   2. チューブキャップがしっかり閉じているか確認してください。チューブを37°Cの金属浴槽に入れ、5〜10分間孵化させます。
      注意:溶液が濁り、組織断片が部分的に消化されたように見えるまで観察してください。A型ソリューションにはコラーゲン酵素と中性プロテアーゼが含まれています。取り扱い時はニトリル手袋、実験用コート、安全ゴーグルを着用してください。皮膚との接触は避けてください。もし曝露した場合は、すぐに大量の水で15分間洗い流してください。A型溶液を追加してもAバッファは廃棄されません。
2. 超音波支援機械的解離
   1. 部分的に消化された脂肪組織断片と周囲のバッファーをマイクロ遠心分離管から機械的解離系用の無菌1.5mLマイクロ遠心分離管に移します。
   2. 200Hzの正弦波を用いた機械的解離システムで脂肪 組織 のプリセットプログラムを実行してください。

3. 単一セル懸濁液を得るためのろ過

1. ろ過と遠心分離
   1. 細胞懸濁液を集め、200μmの細胞ストレーナーを通して新しい50mL遠心分離機チューブに通し、大きな破片や未消化の組織塊を除去します。
   2. 濾しに5mLの予冷(4°C)D-ハンクス溶液を加えます。ストレーナーをD-Hanks溶液で2回すすぎて、細胞の収率を最大化します。
   3. ろ過セル懸浮液を500 × g で4°Cで5分間遠心分離します。
      一時停止点:遠心分離後、細胞懸濁液はすぐに処理するか、層分離前に短時間氷上に置かれます。
   4. 脂肪細胞採取:脂肪細胞を採取するには、無菌パスツールピペットで上清脂質層を吸引して除去し、脂肪細胞層を保護するために1mLのバッファーを残します。脂肪細胞の下流解析のために第2層を採取します。第3層と第4層を乱さないようにしましょう。
   5. SVF(間質血管分数)採取:上層を除去した後、基質血管分数(SVF)を含む底部ペレットを1 mLのD-Hanks/PBSに優しく再懸浮させます。細胞ペレットを1 mLのD-Hanks/PBSに優しく再懸濁させ、細胞濃度を2–5 × 10⁶ cells/mLにします。
      注:理想的には、遠心分離後に4つの層が観察されます:上部の脂質層;第二層には脂肪細胞が含まれ、3つ目は親水性緩衝層です。最下層は幹細胞を含むSVF(図1)です。
2. 赤血球溶解
   1. 注意:細胞ペレットに著しい赤色が現れ、赤血球汚染を示した場合は、赤血球溶解を行います。
      細胞ペレットを1〜3 mLの赤血球(RBC)溶解バッファーに、広口径のP1000ピペットで再懸濁させます。氷で15分間孵化し、時々混ぜます。
   2. すべての溶液と遠心分離ローターを4°Cまで予冷却し、処理中の代謝活動を最小限に抑えます。
   3. 遠心分離機で500× g 、4°Cで10分間加熱。 上清液を完全に吸引します。
   4. 細胞を再び洗浄し、5mLの予冷D-Hanks溶液に再懸浮させ、遠心分離機で500×g、4°Cで5分間洗浄します。 上清液は捨てる。
3. 最終的な停止
   1. 最終セルペレットをD-Hanks/PBSで再懸航し、下流用途に備えます。

4. 下流の応用と解析

1. SVFセルの生存可能性と細胞収量評価
   1. 1.5 mLのマイクロ遠心分離管で得られたSVFセル懸濁液を準備します。使用まではサスペンションを氷の上に置いておく。
   2. SVFセル懸濁液10μLと0.4%トリパンブルー溶液10μLを無菌0.5mLマイクロ遠心分離機チューブで混合します。均一に混ぜるために、優しく上下にピペットを3回動かします。
      注:混合物中のトライパンブルーの最終濃度は0.2%です。混合時に気泡を導入するのは避けてください。自動細胞計数の妨げになる可能性があります。
      染色セル混合物10μLを自動セルカウンターに適したカウントスライドに移します。サンプルがチャンバーに完全に満たされ、溢れないようにしてください。
   3. カウントスライドをセルカウンターに挿入してください。トリパンブルーアッセイタイプを選択し、必要に応じて細胞濃度範囲を調整してください。
   4. カウントボタンを押すと自動セルカウントが開始されます。この機器は計数室の画像を撮影し、生細胞と死細胞を自動的に区別します。
   5. 細胞の生存率を記録し、機器画面に表示される生存可能な細胞の総数を数えます。各サンプルに対して3回独立した測定を行い、脂肪組織1グラムあたりの平均生存率と細胞収量を計算します。
      注意:使用後は、サンプル間の交差汚染を防ぐため、カウントスライドと機器装填ポートを70%エタノールで清掃してください。
2. 脂肪細胞形態の観察
   1. 単離された脂肪細胞を、核に対して5μg/mLのHoechst、脂質用に1μMのBODIPYをD-Hanks/PBSで37°Cで15分間染色します。
      一時停止点:染色後は、サンプルを迅速に画像化する必要があります。必要に応じて、顕微鏡検査前に4°Cの光から短時間保護することも可能です。
   2. 細胞の圧縮を避けるために、自作の脂肪細胞に優しいスライドカバーガラスシステムをスライド準備に使用してください。
   3. 蛍光顕微鏡で核(ホエクスト染色)と脂質滴(BODIPY染色)を観察します。
      注:大きさ(20–300μm)と高い脂質含有量のため、脂肪細胞は脆く浮遊しやすく、複数層に積み重なるため、従来のマウント方法は明確な顕微鏡観察には適していません(図3A)。これに対処するため、標準スライドとカバースリップを用いた自作の脂肪細胞に優しいマウントシステムが開発されました(図3B)。
3. 間質血管成分の精製とADSCの形態学的観察
   1. 新たに分離したSVFを、5mLのDMEMに10%のFBSと1%のペニシリン・ストレプトマイシンを補足したT25細胞培養フラスコにシードします。37°Cで5%のCO₂で培養します。
   2. 48時間後、フラスコを予温されたPBSで2回優しく洗い、非接着細胞を取り除きます。新鮮な培地を加え、培養を続けます。
   3. 培地は2〜3日ごとに交換してください。逆立顕微鏡で細胞の形態と合流を観察します。
   4. 細胞が80〜90%の合流度に達したら(通常7〜10日後)、37°Cで0.25%トリプシンEDTAを3〜5分間細胞剥離します。 培地で中和し、細胞の懸濁液を回収します。
   5. FACS検出と選別の前に、トリパンブルー染色を行い細胞の生存可能性を検出します。
   6. 精製された培養ADSCの形態を光学顕微鏡で観察します。
   7. 収集したセル懸濁液を70μmのセルシルでろ過し、残った集合体を除去します。細胞を2%FBSを含むPBS中に再懸浮させ、FACS解析を行います。
   8. CD73、CD90、CD11b、CD45に対するフルオロクロム結合抗体で暗闇4°Cの環境で30分間染色します。
   9. 細胞を染色バッファーで2回洗浄し、2%のFBSを含むPBSで再懸濁します。
   10. 70μmノズル、20psi、流量3.0未満でフローサイトメトリ分析を行います。
   11. 前方散乱面積(FSC-A)および側散乱面積(SSC-A)パラメータを用いて、主要集団にゲートを設けて細胞デブリを排除します。
   12. FSC-AとFSC-Hゲーティングでダブレットを除去し、後流解析のために有効なシングレット集団を選択します。
   13. 表面マーカー発現に基づいてゲート化された細胞を解析します。ADSC表現型を検証するために、CD73とCD90を陽性マーカーとして、CD11bとCD45を陰性マーカーとして用いてください。
   14. 光学顕微鏡で濃縮・培養されたADSCの形態を観察します。特徴的な紡錘形の線維芽細胞のような形態は、ADSCの濃縮が成功していることを示しています。
4. ADSCの脂肪生成分化
   1. 第3世代のADSCを1 ×^{10 4} cells/^cm²の密度で播種します。細胞コンフルーツが約90%に達したら、脂肪生成誘導を開始します。
   2. 高グルコースのドゥルベッコ改良イーグルズ培地(DMEM)を用いて、10%胎児用牛血清(FBS)、0.5 mM 3-イソブチル-1-メチルキサンチン(IBMX)、1 μM デキサメタゾン、10 μg/mL インスリン、1 μM ロシグリタゾンを含む脂肪誘発培地を準備します。
   3. 誘導3日後は培地をメンテナンス培地に交換し、溶液は2日ごとに交換します。
   4. 誘導14日後、細胞をオイルレッドOで染色し、逆立顕微鏡で脂質滴を観察します。
5. ADSC骨原性分化
   1. 細胞コンフルーツが80〜90%に達したら、骨形成誘導を開始します。10%FBS、10 mMのβ-グリセロリン酸、50 μg/mLのアスコルビン酸、10 μMカルシトリオール、1 μMのデキサメタゾンを含む高グルコースDMEMを用いた骨原誘導培地を製合します。
   2. 培地は2〜3日ごとに交換し、誘導プロセスを約14日間続けます。
   3. 細胞を2%アリザリンレッドS(pH 5.2)で染色し、逆立顕微鏡で観察します。
6. オルガノイドの構成と同定
   1. 完全な培養培地にADSCの単一細胞懸濁液を準備し、細胞濃度を2 ×^{10 4} セル/20 μLに調整します。
   2. 100mmの培養皿の蓋を逆さにし、細胞懸濁液を20μL滴で蓋の内側に滴り出します。
   3. 湿度を維持するために無菌PBSを皿の底に加え、蓋を丁寧に覆い、標準的な培養条件下で吊り下げ滴を孵化させます。
   4. 毎日滴を観察し、細胞が集まって球状体を形成するのを6日間待ちます。
   5. ピペットで球体を優しく集め、氷で冷やしたマトリジェルに移します。
   6. 球状体をマトリゲルに埋め込み、混合液を培養皿にプレートし、標準的な培養条件下で培養します。
   7. 培地を定期的に交換し、オルガノイドの成長を18〜28日目まで観察し、その後構造が緻密で成熟します。
   8. オルガノイドは4%パラホルムアルデヒドで固定し、0.1%トリトンX-100で透過し、5%BSAで非特異的結合を遮断します。
   9. CD73、CD90、CD11b、CD45に対する一次抗体で培養し、対応する蛍光二次抗体と併用します。
   10. オルガノイドをHoechstとBODIPYで染色し、それぞれ核と脂質滴を観察し、蛍光顕微鏡で染色された試料を観察します。
       注意:細胞の選別および開放培養に関わるすべての操作(種子注入、給餌、染色準備を含む)は、厳格な無菌条件下のバイオセーフティキャビネット内で行ってください。

結果

図1:脂肪由来細胞分離過程の概略図。図は伝統的な方法と現在の方法を例示的なワークフローとして示しています。脂肪由来細胞の分離には主に3つのステップがあります。1つ目は前処理です。二つ目は脂肪組織を解離させて細胞を放出することです。最後にはろ過と遠心分離による細胞分離です。この図の拡大版はこちらをクリックしてご覧ください。

図1

ディスカッション

本研究は、従来の手法の重大な限界に対応する、脂肪由来細胞(主に脂肪細胞およびADSC)を単離するための新しい統合的アプローチを導入します。組織特異的な酵素的緩和と精密な機械的波解離を組み合わせることで、このシステムは高速(総処理時間~30分)、高い生存率(80–95%)、そして再現性のある細胞分離を実現しています。

従来の酵素による消化は広く使われていますが、長時間のコラーゲン酵素培養(1〜3時間)と過酷な機械的ピペッティングに依存しており、破裂した脂肪細胞からの脂質放出、酸化ストレス、そしてその後の生存能力喪失(しばしば<70%)を引き起こします^16,17。対照的に、我々のアプローチは二重作用機構を採用しています。(1) 細胞膜を損なうことなくECM架橋を穏やかに破壊する短時間(5〜15分)脂肪特異的緩和試薬、(2) 精密かつ低振幅の組織解離を可能にするマイクロプロセッサ制御の機械波。この相乗効果...

材料

この記事で使用された材料の一覧

名前	会社	カタログ番号	コメント
タイプ組織解離キット	ドクセンス	TM001	タイプ組織解離剤(A型溶液)およびタイプ組織解離バッファー(Aバッファー)を含みます。
脂肪形成分化培地キット	オリセル	GUXMD-90031	脂肪形成の分化に用いられ、高グルコースのデュルベッコ改良イーグルズ培地(未修飾)および維持培地が含まれます
アリザリン レッド S	オリセル	A5533ALIR-10001	骨成性分化のための鉱化染色(pH 5.2)
アスコルビン酸	シグマ・オルドリッチ	A4544	L-アスコルビン酸、骨形成誘導のための細胞培養試験
バマ・ミニピッグ	成都ドーシー実験動物有限公司		1歳のオス、SPFグレードの動物が標準化されたワクチン接種、駆虫、清掃手順のもとで飼育されています。https://www.cd-dossy.cn/animalpl_detail/12606067609851863 04.html
Bio-Rad TC20自動セルカウンター	バイオ・ラッド研究所	1450011	生存可能性と収量評価のための自動細胞カウンター
ボディピー	サーモフィッシャー・サイエンティフィック	D3922	中性脂質染色
BSA(5%)	シグマ・オルドリッチ	A9418	ブロッキング用の牛血清アルブミン、凍乾粉末
カルシトリオール	シグマ・オルドリッチ	C9756	1α,25-ジヒドロキシビタミンD3、骨形成誘導用
セルシーブ(70 & MU;m)	コーニング	352350	ファルコン70およびミュー;FACSサンプル準備用の無菌M細胞ストレーナー
セルストレーナー(200 & MU;m)	プルリセレクト	43-50200-03	プルリストレーナー、PETメッシュ、50 mLチューブ、滅菌・無菌装着;
遠心分離機チューブ(50 mL)	コーニング	352098	Falcon 50 mL 高透明度円錐管、滅菌、ポリプロピレン
カウントスライド(Bio-Rad TC20用)	バイオ・ラッド研究所	1450011	TC20自動セルカウンター用のデュアルチャンバーカウントスライド
培養皿(100mm)	コーニング	430167	無菌ポリスチレン皿、吊り下げ型オルガノイド形成用
デキサメタゾン	シグマ・オルドリッチ	D4902	≥脂肪形成および骨形成誘導において98%です
D-ハンクスバランスソルト溶液(PBS)	ギブコ	10010015	予備4度に冷却;C、pH 7.4。
DMEM	ギブコ	11965084	これは新鮮な分離SVF培養に使用されます
DNase I	ビヨタイム	D7073	これは任意で、凝固が観察された場合は推奨されます。
エタノール	シグマ・オルドリッチ	459836	表面消毒は75%。
胎児用牛血清(FBS)	ギブコ	A4736201	テトシステム承認、米国産、無菌・nbsp;
フローサイトメーター	BDバイオサイエンス	BD FACSカントII	3つのレーザー(405 nm、488 nm、633 nm)、8つの蛍光チャネル、表面マーカー解析用(CD73、CD90、CD11b、CD45)、70 を満たす