$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
本研究では、Gene Expression Omnibus(GEO)データベースから公開されている非特定化されたデータセットのみを使用しました。この作業は既存の公開データの二次分析を含み、参加者との直接的な接触、介入、識別可能な個人情報へのアクセスを含んでいなかったため、追加の倫理委員会の承認やインフォームド・コンセントは必要ありませんでした。
データソースと前処理
すべての遺伝子発現および単細胞データセットはGEOデータベースから取得されました。大うつ病性障害については、128人の患者と64人の健康対照群の末梢血液サンプルを含むデータセットGSE98793が使用されました。皮膚筋炎については、ホモ・サピエンスの発現プロファイリング、明確に特定可能な疾患群および対照群、プローブから遺伝子へのマッピングのための利用可能なプラットフォーム注釈、発見や検証解析の適性など、あらかじめ定められた基準に基づいてデータセットが選定されました。GEOシリーズに複数の炎症性筋症サブタイプが含まれていた場合、本研究では皮膚筋炎および正常対照サンプルのみが抽出されました。GSE1551、GSE46239、GSE128470が発見・訓練データセットとして使用され、GSE5370、GSE39454、GSE11971が独立した検証データセットとして使用されました。本研究で解析された皮膚筋炎のデータセットは、主に末梢血ではなく影響を受けた筋肉や皮膚組織から得られました。皮膚筋炎の単一細胞データはデータセットGSE190510から取得しました。
生の式行列はGEOデータベースからプラットフォーム注釈ファイルとともにダウンロードされました。プローブIDは、製造元提供のGPL注釈に従って公式の遺伝子記号にマッピングされていました。単一の公式遺伝子シンボルに明確にマッピングできないプローブは除去されました。複数のプローブが同じ遺伝子にマッピングされた場合、Limmaパッケージ内の「avereps」関数で実装された平均発現値を用いて遺伝子レベルで収束され、サンプルごとの遺伝子発現マトリックスが生成されました。
強度依存バイアスを減らし分散を安定化させるため、表現値の分布に応じて適切な場合にlog2変換を適用しました。その後、Limma パッケージ内の「normalizeBetweenArrays」関数を使って配列間正規化が行われました。欠損値は存在する場合、K近傍補完を用いて補足されました。統合皮膚筋炎トレーニングデータセットでは、svaパッケージ内の「ComBat」機能を使用してバッチ補正が行われ、データセット/プラットフォームの起源をバッチ変数として扱い、サンプル群(皮膚筋炎と健康対照)を設計マトリックスに含めて、バッチ調整時に関心のある生物学的変異を保持しました。
すべての解析は、デスクトップOS上のR統合開発環境を用いてRで行われました。リマパッケージはプローブの要約と正規化に使用されました。SVAパッケージはComBatのバッチ補正に使用されました。欠損値はk=10のK近傍補補を用いて補帰されました。
加重遺伝子共発現ネットワーク解析
重み付き遺伝子共発現ネットワーク解析(WGCNA)は、WGCNA Rパッケージ25,26を用いて、大うつ病および皮膚筋炎データセットに対して別途実施されました。サンプルはflashClustを用いて階層的にクラスタリングされ、外れ値を特定しました。デンドログの高さが100を超えるサンプルと、分散の下位25%に属する遺伝子は除外しました。各ネットワークごとに、pickSoftThresholdを使ってソフト閾値付けのパワー(β)を選択し、近似的にスケールフリートポロジー(R2 > 0.8)を実現しました。隣接行列はトポロジカルオーバーラップ行列(TOM)に変換され、最小モジュールサイズ60、マージ切断高さ0.2527の動的木切断によってモジュールが特定されました。WGCNA Rパッケージは、階層的クラスタリングのためにflashClustと併用されました。ランダムシードは再現性のために12345に設定されました。モジュール固有遺伝子はピアソン相関を用いて疾患の状態と相関し、P値はベンジャミニ–ホッホバーグ法で調整されました。各疾患について、疾患の状態と最も強く有意な関連を示すモジュールが主要な疾患関連モジュールとして保持されました。大うつ病性障害データセットの主要モジュール遺伝子と皮膚筋炎データセットの遺伝子の重複は、下流解析のための候補共有遺伝子セットとして定義されました。統合皮膚筋炎コホートの差異発現解析は別途行われ、皮膚筋炎に関連する転写変化を特徴づけました。
機能豊化解析
遺伝子オントロジー(GO)の濃縮解析はRを用いて行われました。遺伝子シンボルはorg.を用いてEntrez IDに変換されました。clusterProfilerのenrichGOを用いて、Hs.eg.dbおよび有意に濃縮されたGO項(p < 0.05)が同定されました。結果の多次元可視化のために、enrichplotパッケージを用いて棒グラフやバブルプロットを作成し、circlelizeパッケージでGOカテゴリ、遺伝子数、濃縮因子を表示する円形プロットを構築しました。ComplexHeatmapパッケージでレジェンドが追加されました。京都遺伝子・ゲノム百科事典(KEGG)による差異発現遺伝子の経路富集解析もRで実施されました。遺伝子シンボルは組織に基づくEntrez IDに変換されました。データベースHs.eg.db、および有意に濃縮された経路(FDR < 0.05)はclusterProfilerパッケージ28,29,30,31のenrichKEGG関数を用いて同定されました。濃縮結果はバープロットとバブルプロットを用いて可視化されました。
GeneMANIAベースの機能的関連ネットワーク解析
既に特定された共有遺伝子に基づき、GeneMANIAベースの機能的連合ネットワークを構築し、これらの遺伝子および関連パートナー間の相互作用文脈を探りました。遺伝子リストは、ホモ・サピエンスを基準種としてGeneMANIAに提出されました。GeneMANIAは、共発現、物理的相互作用、経路、共局在、遺伝的相互作用、共有タンパク質ドメインなど、複数のエビデンスタイプを統合しています。得られたネットワークはネットワーク可視化プラットフォームにエクスポート・インポートされ、可視化と分析が行われました。その後、ネットワークのトポロジカル解析がネットワーク可視化プラットフォーム上で行われ、高連結の候補ノード32、33、34を特定しました。
機械学習に基づく診断モデル構築
診断分類には、ランダムフォレスト(RF)、サポートベクトルマシン(SVM)、線形判別解析(LDA)、ナイーブベイズ、勾配ブースティングマシン(GBM)、XGBoost、glmBoost、エラスティックネット(Enet)、リッジ、最小絶対縮小・選択演算子(LASSO)、段階的一般化線形モデル(Stepglm)、および偏最小二乗回帰一般化線形モデル(plsRglm)などが用いられました35.2段階のモデリングフレームワークを用いて113の候補モデルの組み合わせを生成しました。第1段階では、初期アルゴリズムがトレーニングコホートの可変スクリーニングに用いられました。第2段階では、保持変数を用いて診断分類モデルに適合させました。≤5変数の選択変数を持つモデルは、さらなる比較から除外されました。結合された皮膚筋炎データセットはトレーニングコホートとして機能し、ラベルは皮膚筋炎と健康対照群の区別で定義され、独立した検証コホートは外部パフォーマンス評価に使用されました。内部リサンプリングとチューニングはアルゴリズムごとに異なり、glmnetベースのモデル(LASSO、Ridge、Elastic Net)ではlambda.minを選択するために10折のクロスバリデーションが用いられました。GBMは10分割の内部クロスバリデーションを用いて最適な木の数を決定しました。XGBoostは5回の再サンプリングを用いて、最小テストログロスに基づいて最終ブースティングラウンドを選択しました。glmBoostはcvriskベースの内部クロス検証を用いて停止反復を決定しました。LDAはキャレットクロスバリデーションフレームワークの下で適合されました。現行実装で明示的なチューニングステップを含まないアルゴリズムでは、固定設定またはパッケージデフォルト設定が使用されました。情報漏洩を減らすため、特徴選択、モデルフィッティング、内部チューニングはトレーニングコホートのみを用いて行われ、検証コホートは独立した予測およびAUCに基づくパフォーマンス評価のみに使用されました。caretパッケージは機械学習ワークフロー管理に使用され、glmnet、randomForest、e1071、gbm、xgboost、mboost、plsRglm、MASSが個別アルゴリズムとして使用されました。SHAP解析はshapvizパッケージを用いて実施されました。ランダムシードは各モデルフィッティングの前に12345に設定されていました。選択機能が5つ未満のモデルは除外されました。モデル解釈可能性および遺伝子レベルの寄与はSHapley加法説明(SHAP)を用いてさらに評価され、最も情報量の高い遺伝子がモデル選択の特徴候補として優先的に選ばれ、下流の生物学的解釈に用いられました。
診断性能の評価
「pROC」Rパッケージを用いて、候補バイオマーカーの診断性能を評価するために、受信者動作特性(ROC)曲線を生成しました。候補マーカーの発現レベルおよび予測精度は独立したデータセット(GSE5370、GSE11971、GSE39454)で検証されました。さらに、混同行列を用いてモデルの性能を評価しました。主要モジュール遺伝子の差異発現は火山図やボックスプロットを用いて可視化され、ROC曲線は個々の遺伝子の診断価値を評価するために構築されました。
遺伝子セット豊富化解析
候補共有トランスクリプトムシグナルに関連する協調機能変化を探るため、clusterProfiler36,37を用いて遺伝子セット豊か解析(GSEA)を実施しました。皮膚筋炎および対照サンプルからの遺伝子発現データは、発現の違いに基づいて順位付けされました。KEGG経路に対応するあらかじめ定義された遺伝子セット(c2.cp.kegg.Hs.symbols.gmt)を用いて、各経路内の遺伝子が上向きまたは下位調節の協調的な傾向を示しているかどうかを評価しました。統計的有意性はP<0.05と定義されました。
免疫細胞浸透解析
正規化され、log2変換され、バッチ補正された皮膚筋炎マトリックスが免疫の脱畳み込みに用いられました。CIBERSORTアルゴリズムを用いて、LM22参照行列38を用いて免疫細胞サブタイプの相対的な存在比を推定しました。デコンボリューション P <0.05のサンプルは下流解析のために保持されました。グループ間で推定される免疫細胞の割合の違いはボックスプロットを用いて可視化され、スピアマン相関解析で免疫細胞サブセットと候補共有遺伝子間の関連性を評価しました。
細胞文脈化のための単一細胞RNAシーケンシング解析
RではSeuratを用いた単細胞RNA-seq解析が行われました。バッチ補正にはHarmony、ダブレット検出にはDoubletFinder、周囲RNA推定にはcelda/decontX、疑似時間軌跡解析にはMonocle、細胞間通信解析にはCellChat、遺伝子セット活性スコアリングにはAUCell、ssGSEAスコアリングにはGSVAが使用されました。生カウント行列は、パラメータmin.cells=5、min.features = 300のSeuratオブジェクトにインポートされました。各細胞ごとにミトコンドリア、リボソーム、ヘモグロビン遺伝子比率などの品質管理指標を算出しました。細胞は以下の条件すべてを満たしている場合にのみ保持されました:nFeature_RNA >500、nCount_RNA <5,000、percent_mito <25、percent_ribo >3、percent_hb <1。3細胞未満で検出された遺伝子は除外されました。さらに、MALAT1およびミトコンドリア遺伝子は下流解析前に除去されました。初期フィルタリング後、DoubletFinderを用いて各サンプルでダブルレットが識別され、PCs=1:30、pN=0.25となりました。期待される二重比率は、サンプル特異的な細胞番号に基づいて設定されました(<4,000細胞:2.5%;4,000〜8,000細胞:5%;>8,000細胞:6.5%)。シングルレットのみが残されました。さらにdecontXを用いて周囲のRNA汚染を推定し、汚染スコア0.2<の細胞は保持されました。
フィルタリングされたデータはLogNormalize法を用いてスケールファクター10,000で正規化され、その後可変遺伝子の特定、データスケーリング、主成分解析が行われました。サンプル間のバッチ効果は、orig.identをバッチ変数にしたHarmonyを用いて補正されました。最初の15個のハーモニー次元は、UMAPの可視化や近傍グラフの構築に使用されました。クラスタリングはFindNeighborsとFindClustersを用いて行われ、最終的なクラスタリング結果は解像度0.05で定義されました。細胞タイプは標準的なマーカー遺伝子とFindAllMarkersの結果に基づいて手動で注釈付けされました。39。
下流の機能的文脈化のために、候補遺伝子活性を単一細胞レベルで評価し、関連する免疫細胞サブセットを軌跡解析および細胞間コミュニケーション解析にかけました。擬似時間解析は、DDRTreeを用いた次元削減を用いたモノクルの後、細胞の順序付けを行った。細胞間通信解析はCellChatを用いてヒトリガンド受容体データベース(分泌シグナル伝達カテゴリに限定)で行われ、10未満の細胞を含む通信は除外されました。
各細胞に対して、候補遺伝子活性はAUCell、ssGSEA、AddModuleScoreの3つの補完的な手法を用いて定量化されました。AUCellスコアは遺伝子ランキング行列に基づいて計算され、ssGSEAスコアはGSVAフレームワークを用いて生成されました。AddModuleScoreはSeuratの組み込み関数を使って計算されました。その結果得られたAUCell、ssGSEA、AddModuleScoreの値を単一のスコアマトリックスにまとめました。各スコアタイプはまずZスコア変換で標準化され、その後最小最大正規化を用いて0–1の範囲に再スケールされました。各セルの最終的な総合スコア(「スコアリング」)は、3つの正規化されたスコアの合計として定義されました。
スコアリング = 正規化されたAUCell + 正規化されたssGSEA + 正規化されたAddModuleScore。
下流サブグループ解析では、CD8⁺ T細胞サブセットを抽出し、このサブセット内の中央値スコアリング値に基づいて細胞を二分化しました。中央値よりスコアリング値が高いセルは第High_Hub_genesグループに割り当てられ、残りのセルはLow_Hub_genesグループに割り当てられました。