自発的なグループ飼育適合性マウスの便サンプル採取:カスタムケージシステムを用いる

サマリー

このプロトコルは、グループハウスマウスから自主的で福祉に配慮した同時進行の個別便サンプル採取のためのカスタムケージシステムを説明しています。

要約

糞便中のコルチコステロン代謝物の信頼できる測定には、個々の動物に割り当てられ、定められた時間内に採取できる糞便サンプルが必要です。これはグループ飼育マウスでは困難であり、プールされた自宅ケージのサンプルでは個別の割り当てができず、一時的な分離が動物福祉や研究結果に支障をきたす可能性があります。このプロトコルの目的は、グループハウスに飼われたマウスから自発的かつ同時、個別に糞便サンプルを採取できる、シンプルで安価なケージシステムを提示することです。このシステムは、ワイヤートップのポリカーボネート製ホームケージが3つの個別の収集ボックスに接続された構造です。慣れと訓練の後、ネズミは自発的に箱に入り、小さなご褒美を得ます。その後、ドアは追いかけたり、取り扱いしたり、強制移動したりせずに閉めることができます。糞便ペレットは各箱から別々に採取され、サンプルを個別の動物に割り当てつつ、サンプリング期間外の社会住宅を維持します。このプロトコルは非侵襲的な縦断サンプリングをサポートし、糞便コルチコステロン代謝物やその他の便バイオマーカーの測定に適しています。設計は標準的なケージ素材とアクリルガラスから簡単に組み立てられ、分解して清掃でき、複数のケージを並行してサンプリングできます。取り扱いに伴う乱を減らし、サンプリングウィンドウの標準化を改善することで、この方法は群居マウスにおける内分泌モニタリングの実用的な洗練を提供します。

概要

血漿コルチコステロン濃度を評価する際の大きな課題は、サンプリング自体が急性のコルチコステロン増加を引き起こし、測定を混乱させ、^{研究結果の}解釈に影響を与える可能性があることです。糞便コルチコステロン代謝物(FCMs)の測定は非侵襲的な代替手段を提供します。なぜなら、FCM濃度は菌種、株、性別、腸^{内通過時間}に応じて、採集数時間前の循環中のグルココルチコイドレベルを反映^{しているからです}。しかし、群居マウスでの信頼できるFCM解析は依然として困難です。自宅ケージから採取されたプールされた糞便サンプルは個体ごとに割り当てることができず、個体間でグルココルチコイド分泌の違いや正確なサンプリングウィンドウの不確実性により大きな変動を示すことがあります。動物を長期間分離することは研究目的の妨げになる可能性があり、個別のサンプル採取のための短期間の分離は労働集約的で、スループットを制限し、ストレスを引き起こす可能性があります^。

最小限の扱いでグループ内飼育マウスから個別の糞便サンプル採取を可能にするため、特注の糞便採取ケージが開発されました(図1A-E)。この設計は、以前に記載されたトゲマウス用の糞便収集ケージを^応用し、 実験用マウス用に改良されたものです。このシステムは、標準的なポリカーボネートタイプIIIケージが3つの個別の収集ボックスに接続されており、動物は自発的にアクセスし、スライドドアで閉めることができます。この仕組みにより、採取期間中に直接取り扱うことなく個々のマウスから糞便サンプルを採取でき、複数の動物を同時に採取することが可能です。したがって、このケージはグループハウスマウスにおける非侵襲的で個別に帰属可能なFCMサンプリングに実用的なアプローチを提供します。

以下のプロトコルは、個別のマウスから糞便サンプルを収集・識別しつつ、集団居住環境を維持し、非接触の糞便採取用のカスタムケージを用いるシステムを示しています。

プロトコル

ウィーン医科大学の責任動物倫理委員会は研究実施前に相談を受け、正式な動物実験許可は不要であると助言されました。したがって、承認番号やプロトコル番号は存在しません。この研究は確立された育種および飼育慣行のみを対象とし、非侵襲的な糞便サンプル採取を含みました。侵襲的な処置は行われていません。指令2010/63/EUに従い、動物への予想負担は、良好な獣医の慣行に従い、針の導入と同等かそれ以上の痛み、苦しみ、苦痛、または持続的な害の閾値を下回るものと評価されました。すべての動物は施設の動物福祉基準に従って飼育され、ケアされていました。

1. 檻の建設(材料リスト参照)

1. 図2A-Cに示されたテンプレートに従って、5mmのプレキシガラス/アクリルガラスから部品1〜4を切断します。
   注:正確な寸法のテンプレートはDIN A3形式で印刷可能です(補足図1 および 補足図2)。
2. 図2Dに示されたように、ポリカーボネートタイプII(PTII)ケージの底を切り取る。この部分は後に糞便収集箱の上部カバーとして使われます。
3. 図2Dに示された通り、PTIIケージの元の底に穴とスロットを開けます。
   注:正確な寸法は 補足図3に示されています。
4. 図2Eに示されているように、PTIIIケージの前面と短辺に穴を開けます。
   注:正確な寸法は 補足図4に記載されています。
5. パート2をテンプレートとして使い、PTIIIケージの短い側と長い側に対応する穴をマークしてください。
6. マークされた穴を開け、PTIIIケージ、PTIIケージ、パーツ2を図 2Fに示すねじで取り付けます。
7. パート1をPTIIケージの底に挿入します。パート4aと4bをパーツ1を固定するように位置し、サンプリングケージを別々の収集箱に分けてください。ホットグルーガンで固定します。
8. パート4aと4bの下部突起をパート1のスロットに滑り込ませます。これらの突起が収集箱の脚を形成しています。
9. パーツ4aと4bの上部突起を、PTIIケージの元底である上部カバーを通して滑り込ませて固定します。
10. 突起の穴に木製の箸や棒を通し、上部に1本、下に2本の棒を使って構造を安定させ固定します。
    注意:木製素材は使い捨ての場合のみ使用してください。洗浄ができないためです。もしそうでない場合は、代替組成のロッドを使うべきです。
11. ホットグルーガンを使って、残った隙間や小さな誤差を埋めましょう。3a、3b、3c(図2B)をケージと収集箱の間のスライドドアとして使用してください。
    注意:鋭利な刃や接着剤の残留物、突起した物が動物の手の届かない状態にしないようにしてください。この試作機で使用されたアクリルガラス/プレキシガラスの部品は、蒸気オートクレーブ滅菌には適していません。したがって、滅菌ケージ関連材料を必要とするSPF施設で使用される場合は、機関承認のオートクレーブ非消毒手順を用いるか、アクリル部品を同じ寸法を保ちながらオークレーブ可能な材料に置き換えるべきです。

2. 動物の準備と飼育

1. 研究に適した株のマウス数を確保。
   注:代表的なデータは、20匹の雌と10匹の雄からなる30匹の生後8週齢のC57BL/6Jマウスから取得されました。これらのマウスはFELASA基準に基づき特異的病原体が存在せず、ドイツ・ズルツフェルトのCharles River Laboratoriesから取得されました。
2. 従来の条件下で家庭動物を適応されたポリカーボネートタイプIIIケージに入れ、1ケージに最大3匹の成マウスを飼育します。
   注:本研究では、分離されたオスは標準的なポリカーボネートタイプIIケージに収容されました。
3. 動物室の温度は22±2°C、相対湿度55度±相対湿度10%に保ち、12時間の明暗サイクルで午前6時に照明を点灯します。
4. 標準的な維持食と水を 自由に提供しましょう。
5. 各ケージにはアスペンの木製寝具、紙製のトイレットペーパー、赤い透明プラスチックの家、ペーパータオルを巣材として入れます。
6. ネズミは主に自然な尾の模様で識別します。必要に応じて、尾の模様が似ている動物には一時的にペンマーキングを付けてください。

3. 動物の慣れと訓練

注:完成したケージは、ホームケージPTIIIとサンプリングケージ、3つの別々の収集箱PTIIで構成されています。家庭用ケージは、寝床、ケージの充実、外部留め具のないワイヤー蓋、餌や水の提供など、従来のケージのように使用できます。このシステムは洗浄のために分解可能で、サンプリング期間中のみ使用可能です。サンプリングがない数週間は、動物を標準的なPTIIIケージに収容することができます。

1. 最初の予定されたサンプリングセッションの少なくとも2週間前には、動物をケージシステムに入れてください。
2. 一晩だけ引き戸を外して、動物たちが自由に箱を探索できるようにして、動物たちを収集箱に慣れさせましょう。
3. 最初のサンプリングセッションの前に3回のトレーニングセッションを実施してください。同じ光条件で同じ時間帯で訓練を行い、理想的には暗い段階の開始直後に赤色光の下でサンプリングを行う予定です。
4. 各収集箱の入り口の向かいの壁に、ヘーゼルナッツクリーム、ピーナッツバター、モルトペーストなど、似たような食べやすい食べ物などの少量のご褒美を塗りましょう。
5. 初日のトレーニング日にはドアを開けたままにし、動物たちが自発的に報酬を見つけて食べられるようにしてください。
6. 2日目の訓練日には、動物が収集箱に入って報酬を舐め始めるのを待ちます。動物の後ろでスライドドアを慎重に閉め、10分後に放します。
7. 3日目の訓練日には同じ手順を繰り返し、動物が収集箱に留まる時間を徐々に延ばしていきましょう。
   注意:トレーニングは落ち着いて一貫性のあるものであるべきです。動物を箱の中に追いかけて入るのは避けてください。ストレスが増し、後のサンプリングでの自主的な参加が減る恐れがあります。

4. 糞便サンプルの採取

1. サンプル採取のタイミング
   1. 生物学的な問題と血漿コルチコステロンと糞便中のコルチコステロン代謝物の排出の間の予想される遅延に基づいてサンプリング時間を計画してください。マウスでは、糞便中のコルチコステロン代謝物は通常、サンプリングの約8〜10時間前に循環中のグルココルチコイドレベルを反映します。
      注意:正確なタイミングが重要な場合は、特定の株、性別、実験条件におけるFCM排出の時間経過を決定するためのパイロットスタディを実施してください。このパイロットはトレーニングセッションと組み合わせて行うことができます。
   2. 糞便量が多い期間中にサンプリングをスケジュールすること。サンプリングは通常、暗期および活性期の初期に最も効率的です。
   3. 研究期間中、すべてのサンプリングセッションを同じ時間帯に実施し、FCMレベルの昼夜リズムによる変動を減らしましょう。
      注:私たちの経験では、午前10時頃に起こった出来事は、動物室の明るさによりますが、サンプリングが午後6時から8時の間に予定されている場合によく反映されます。
2. サンプリング手順と実践的なアドバイス
   1. サンプリング前に動物を個別にマークしてください。耳印や尾のマークを個別に付けてください。
      注意:赤信号の下では、箱の中でトゥマークや色分けが見づらい場合があります。
   2. 光のフェーズ中に、報酬を各ボックスの裏壁に貼って準備します。
      注意:日中に箱を準備することで実験者の視界が良くなり、動物たちはサンプリング前に報酬の匂いを嗅げます。
   3. 予定のサンプリング時間に、採集箱を開けて動物が自発的に入ってくるのを待ちます。
   4. ネズミが収集箱に入ったら、慎重に後ろの引き戸を閉めます。
   5. すべての動物が箱に入れたら、各ネズミの識別と位置を用意したサンプリングシートに記録します。
   6. 1回のセッションで10個以上のケージが採取された場合は、動物の識別、ドアの取り扱い、記録を支援するためにもう一人の実験者を巻き込みましょう。
   7. 動物は、予想される糞便量や研究の設計によりますが、通常30分から2時間の予定されたサンプリング期間を採取ボックス内に保管してください。
      注意:個体の特定が確実でない場合、糞ペレットが尿、寝具、または他の動物の糞便で汚染されている場合、サンプリング時間が予定時間枠から大きく逸脱した場合、または糞便量がFCM分析に不十分な場合など、サンプルは除外してください。
      注:50mgの使用は標準プロトコルであり、この量はすべての検証および5^、7、8の論文で使用されています。通常、それは簡単に手に入れられます。
   8. サンプリング期間終了時にスライドドアを開けてネズミをケージに戻します。
   9. ネズミが去った直後に採取ボックスを閉めて、再侵入やサンプルの交差汚染を防ぎましょう。
   10. 各採取箱から長い鉗子を使って糞便のペレットを取り出し、個別にラベル付けされた採取管に移します。
   11. サンプルはFCMアッセイのさらなる準備まで-20°Cで保存します。
       注意:箱がしっかり閉じられていてネズミが再侵入できない場合、糞便ペレットの採取は次の光の段階まで延期できます。ただし、これは研究内で一貫して行うべきです。
   12. 次のケージ交換まで、動物はホームケージ部分(PTIII)に置いておきましょう。その後、分解して通常のケージウォッシャーで洗うことができます。

結果

便中コルチコステロン代謝物(FCM)は、恒久的に繁殖したマウスと間欠的に繁殖したマウスを比較した縦断的研究において、カスタムメイドの糞便サンプリングケージで採取したサンプルから成功裏に定量化されました。代表的なFCM分析には30頭の動物が含まれていました:恒久的に繁殖されたグループ、n = 5ケージに15頭;断続的に繁殖するグループ、n = 10頭の動物が5つのケージに入り、5頭のオスは単独飼育で、3回の繁殖時にはメスと同居されました。ケージ交換日および週末の隔週19の時間帯にサンプルが採取されました。ほとんどの動物が箱に入るまでの平均時間は7.5分(標準差=3.07)で、ほとんどの動物は平均27.6匹(標準差=1.44)で、合計30匹のマウスで構成されていました。すべてのマウスは平均11.69分後にボックスに入りました(標準差=3.29分)。すべてのマウスの平均閉じ込め時間は24.56分(標準差=15.51分)、最初のマウスが箱に入るまでの平均時間は43.14分(標準差=8.51分)でした。平均解放時間は14.86分(標準差=22.82秒)、手術全体の平均時間は68.00分(標準差=11.87分)でした。19件のサンプル(3件の試験+16件の通常のサンプル)から、480件のサンプルが予想されていましたが、2件はマウスが閉じ込め中に排泄しなかったため欠落し、3件はマウスが妊娠中または出生直後で採取できず、5匹のマウスは入室に優しいサポートが必要でした。最初の3回のサンプルから採取された平均重量は51.16 mg(標準差=25.39)。収集された全サンプル(475件)のうち、473件が分析され、結果が出ました。

個々の動物が生物学的複製とみなされていました。同じ動物から8週間の研究期間中に採取した繰り返しの糞便サンプルは、独立した生物学的複製としてではなく縦断的反復測定として扱われました。解析は、性別、繁殖群、サンプリング日、ケージあたりのマウス数を固定効果、ケージをランダムインターセプトとする線形混合効果モデルを用いて行われました。性別、繁殖グループ、サンプリング日の相互作用もモデルに含まれました。ケージあたりのマウス数は追加の固定効果として含まれましたが、特に断続的に交配されたオスにおいてこの変数が実験デザインと部分的に混同されたため、相互作用の変数としては検証されませんでした。

モデルは性別がFCM濃度に明確な影響を与えていることを示しました(図3A-D)。メスは繁殖条件およびサンプリング日を通じてオスよりFCM濃度が高く、推定値=28.30、SE = 2.58、t = 10.98、 P < 0.0001。事後比較により、この性別差は両繁殖グループおよび両方のサンプリング日で確認されました。永久繁殖動物では、日曜日にメスの方がオスよりFCM濃度が高く、推定=53.41、SE = 8.28、 P < 0.0001、水曜日は推定=55.27、SE = 8.37、 P < 0.0001。同様のパターンは日曜日の間欠繁殖動物でも観察され、推定=58.04、SE = 12.00、 P < 0.0001、水曜日には推定=59.68、SE = 9.88、 P < 0.0001。

モデルは繁殖群の主効果も有意であることを示し、推定値=11.59、SE = 4.65、t = 2.49、 P = 0.0227。しかし、Tukey調整後の比較では、個々の性別・日の組み合わせ内で恒久繁殖と間欠繁殖動物の間に有意な差は見られませんでした。メスでは、恒常的および断続的に繁殖した動物は日曜日に有意な差はなく、推定値=24.51、SE = 12.20、 P = 0.2085、水曜日は推定値=17.31、SE = 12.20、 P = 0.4950。同様に、オスでは日曜日(推定値=29.14、SE = 14.00、 P =0.1708)、水曜日(推定値=21.72、SE = 13.30、 P =0.3682)では有意な繁殖グループ差は検出されませんでした。したがって、繁殖群の有意な主効果はモデル全体の効果として解釈されるべきであり、より具体的なTukey調整後の性別およびサンプリング日比較では、強固なペアズグループ差は特定されませんでした。

特にオスに大きな繁殖グループ差がないことは重要です。なぜなら、オスは常に日曜日に一戸建てであったからです。したがって、オスの日曜日の比較では、サンプリング方法自体が少なくともオスのマウスではFCM濃度を増加させないことが示されています。糞便採取ケージは、汚れた寝床センチネルマウス^と対照群のFCMを比較した別の研究にも使用されました。

図1:特注の糞便採取ケージの概要。 ケージシステムにより、集団ケージに収容された個々のマウスから糞便サンプルを採取し、直接採取せずに採取できます。(A) ホームケージと付属の糞便採取ケージからなる完全組立ケージシステム。(B) 付属のサンプリングケージの側面図。(C) 個別の収集箱への3つの別々の入口を上から見た図。(D) ホームケージの内側からサンプリングボックスの入口に向かう眺め。(E) 採取箱へのアクセスを許可し、糞ペレットの除去と清掃を行うための採取箱へのアクセスを可能にする開放式サンプリングケージ。 この図の拡大版はこちらをクリックしてご覧ください。

図2:糞便サンプリングケージの建設計画と組み立て。 (A-C) 床、側壁、スライドドア、仕切り板の製作にはアクリルガラス部品が使用されています。(D) ポリカーボネートタイプIIケージの底面を取り外し、収集箱カバー用の穴やスロットを開けて改造すること。(E) ポリカーボネートタイプIIIホームケージの改造:前面に3つの入口穴を開けること。(F) 組み立て済みケージシステムの側面図。ポリカーボネートタイプIIIホームケージが改造されたポリカーボネートタイプIIサンプリングケージに接続され、部品1、2、4の位置を示しています。 この図の拡大版はこちらをクリックしてご覧ください。

図3:カスタムケージを用いた糞便採取後に取得した代表的なFCMデータ。 便コルチコステロン代謝物(FCM)は、特注の糞便サンプリングケージを用いてグループ飼育マウスから個別に採取した糞便サンプルから測定されました。恒久的および断続的に繁殖したマウスの値は、週8回のサンプリング期間にわたって示されています。サンプルはケージチェンジ日か週末に採取されました。点と接続直線は各時刻における群平均を表します。誤差バーと陰影付きリボンは平均±標準偏差(SD)を示します。(A) ケージチェンジ日に採取されたメス。(B)週末に採取したメス。(C)ケージチェンジの日に採取されたオス。(D) 週末に採取されたオス。図は、この手法がすべてのグループと時間点で測定可能なFCM濃度を生み出していることを示しています。メスは一般的にオスよりもFCM濃度が高く、繁殖グループ間の違いは一貫性が低かった。 この図の拡大版はこちらをクリックしてご覧ください。

補足図1:アクリルガラス部品のテンプレート1-3。 糞採取ケージの製作用に、5mmのアクリルガラス/プレキシガラスからパーツ1、2、3a-cを切断するためのテンプレート。パート1は改造ポリカーボネートタイプIIケージの底部インサートとして機能します。パート2は、ポリカーボネートタイプIIIケージとポリカーボネートタイプIIケージを接続し、対応するドリル孔をマーキングするために使用されます。3a-c部は収集システムの内部仕切り/構造要素を形成します。白い円形のマーキングはエアホールを示し、小さなマーキングはネジ穴を示します。 このファイルをダウンロードするにはこちらをクリックしてください。

補足図2:アクリルガラス部品4aおよび4bのテンプレート。 5mmアクリルガラス/プレキシガラスからパーツ4aおよび4bを切断するためのテンプレート。これらの部品はパート1に挿入され、下部インサートを固定し、サンプリングケージを別々の糞便収集箱に分割します。下部の突起部は集水箱の脚を形成し、上部の突起部は上部カバーを通り、木製の棒や箸で固定して構造を安定させます。白い丸は棒やエアホールの開口部を示します。 このファイルをダウンロードするにはこちらをクリックしてください。

補足図3:ポリカーボネートタイプIIケージの改造。 ポリカーボネートタイプIIケージの改造用回路図。ケージの底は指示通り切り取られ、後に糞便収集箱の上蓋として使われます。取り外した底部部分には穴とスロットが開けられ、部品4aおよび4bの挿入と固定が可能となります。ネジ穴はポリカーボネートタイプIIケージ、ポリカーボネートタイプIIIケージ、パート2の取り付けに使用されます。 このファイルをダウンロードするにはこちらをクリックしてください。

補足図4:ポリカーボネートタイプIIIケージフロントの改造。 ポリカーボネートタイプIIIケージの前面をドリルするための回路図テンプレート。ケージの短い側面には3つの円形の開口部が開けられており、ホームケージと糞便採取ケージの間にアクセスが可能になっています。パーツ2とポリカーボネートタイプIIケージへの固定には追加のネジ穴が使われています。 このファイルをダウンロードするにはこちらをクリックしてください。

ディスカッション

このプロトコルは、グループハウスマウスから個別に割り当て可能な糞便サンプルを収集するためのシンプルなケージシステムを説明しています。この方法の主な利点は、個々のサンプルの帰属と、特にケージメイトとの視覚的・嗅覚的接触など、社会住宅の重要な側面の維持を組み合わせていることです。これは、動物福祉のためにグループ住宅がしばしば必要であり、^{実験デザインの一部}となることもあるため重要です。プール型ケージサンプリングとは異なり、このシステムはFCM値を個別の動物に割り当てることができ、サンプル採取前や採取中に長時間の個体飼育を避けています。

実験用マウスでの糞便採取に一般的に用いられる方法には、プール式ケージサンプリング、清潔なケージでの一時的な個別飼育、代謝ケージ、取り扱いや移動後の直接採取などがあります。プールされた自宅ケージサンプルは入手が容易で、非侵襲的、安価で、多くのケージの並行サンプリングと互換性がありますが、グループ飼育動物では個別の帰属は認められません。一時的な個体飼育や清潔なケージへの移送は個別のサンプル割り当てを可能にしますが、動物を社会集団から切り離し、扱いや新奇性、社会的分離による急性ストレスを引き起こす可能性があります。これは特にFCM分析に関連しており、コルチコステロン関連の指標はサンプリング^{手順自体による}ストレスに敏感だからです。代謝ケージは制御されたサンプル採取を行い、糞便と尿の分離を可能にしますが、専門的な機器が必要で、日常的な管理とは相性が悪く、通常は個別の収容環境が必要です。直接取り扱いに基づく採取も個別に帰属可能なサンプルを提供できますが、動物の繰り返しの取り扱いや操作が必要であり、ストレス関連の測定結果に影響を与える可能性があります。

これらの既存の手法と比較して、本システムはグループとハウジングに適した改良型として設計されており、反復的で非侵襲的な個別便採取が可能でした。慣れと訓練の後、マウスは小さな餌の報酬に応じて自発的にサンプリングボックスに入ります。そのため、サンプルは追跡や取り扱い、別のケージへの強制移送なしで採取可能です。本研究には直接的な福祉措置が含まれていないため、このシステムは厳密な実験的観点から福祉改善やストレス軽減に効果があると解釈すべきではありません。しかし、サンプル採取時の社会的分離の度合いを減らすために設計されており、従来の個人採取方法よりも混乱が少ない可能性があります。さらに、複数の動物と複数のケージを並行してサンプリングできるため、サンプリングウィンドウの標準化に役立ちます。これは、FCM濃度が概日リズムに依存し、^{5,12のサン}プリングの数時間前にグルココルチコイド分泌を反映するため重要です。

代表的な結果は、このシステムがFCM濃度を分析可能な糞便サンプルの採取に適していることを示しています。測定可能なFCM濃度をグループと時間点で得られ、この手法は女性の方が男性よりも高いFCM濃度で期待される明確な性差を検出しました。また、男性の従来型単独住宅との内部比較も含まれていました。日曜日には、間欠的な繁殖グループのオスは単独飼育され、恒久的に繁殖されたオスは新たに開発された採取システムでサンプリングされました。日曜日のFCM濃度はこれらのグループ間で有意な差はありませんでした。これは、サンプリングケージへの自主的な侵入と短期間の収集箱での滞在が、従来の単一住宅採取と比べてFCM濃度を著しく増加させなかったことを示唆しています。しかしながら、この比較は男性に限定され、専用の同等性やクロスオーバー検証研究として設計されたものではありません。したがって、今後の研究では、バランスの取れた実験条件下で確立された個体収容型や代謝ケージ型のアプローチとシステムを比較し、サンプリング中の急性ストレスの行動指標を含めるべきです。

糞便中のコルチコステロン代謝物の評価に加え、このシステムは個別便サンプルの短期採取を必要とする他の用途にも有用である可能性があります。潜在的な応用例としては、寄生虫学的検査、微生物叢分析、消化研究、またはその他の糞便バイオマーカーアッセイが含まれます。わずかな技術的改良を加えれば、尿の採取にも適応できる可能性があり、例えば穴あきの床と動物の下に適切な収集トレイを設置するなどです。これらの用途においては、サンプル採取時にケージメイトとの近接性を維持することが、従来の個体飼育や代謝ケージ方式と比べて有利である可能性があります。しかし、システムの適合性は、特定のサンプルタイプや下流分析、特に汚染、サンプル量、採取時間、保管条件が重要な場合に検証する必要があります。

一般的に、動物は最初のサンプリング前に箱に慣れさせるべきであり、個々のマーキングは使用された照明条件下で明確に見える必要があり、サンプリングは研究中と同じ時間帯に行うべきです。個々の識別が不確実な場合、ペレットが汚染されている場合、採取時間が計画された時間帯と大きく異なる場合、^{または糞便}物質が分析に不十分な場合、サンプルは除外すべきです。サンプリングシステムの適用性には、支配階層、攻撃的相互作用、食物動機の変動、品種の違い、肥満、高齢、妊娠中、産後、またはその他の障害を持つ動物における移動能力の低下や行動の変化など、いくつかの実用的な要因が影響することがあります。しかし、現在のコホートでは、自主参加とサンプリングの成功率が高いです。480件の定期サンプルのうち、2件はマウスが閉じ込め中に排泄しなかったため欠け、3件は動物が妊娠中または出産直後に採集できなかった。合計475件のサンプルが収集され、そのうち473件が解析可能な結果を得ました。これらのデータは、本研究で用いられた条件下で箱への入り拒否やサンプル採取の失敗が稀であったことを示しています。しかしながら、他の系統、大きな集団、または移動性、体調、健康状態、社会的行動に変化がある動物に対しては、追加の慣れ化やプロトコルの調整が必要になることがあります。さらに制限としては、この方法は訓練が必要で、現在は3匹の小グループ向けに設計されていること、そしてアクリルガラスやプレキシガラスの部品は蒸気オートクレーブできないことです。

ケージは安価で、標準的なケージ素材とアクリルガラスから簡単に作れ、電子部品も必要ありません。その設計は分解、清掃、定期的なケージ交換ルーチンへの統合が可能であり、繰り返しの縦方向サンプリングに適しています。全体として、このシステムはマウスにおける非侵襲的かつ個別に割り当て可能な糞便採取において、実用的でグループ同居に適したアプローチを示しています。

材料

この記事で使用された材料の一覧

名前	会社	カタログ番号	コメント
ドリルビット 5 mm	Craftomat	22380487	直径5mm; 数量1
ドリルビット 60 mm	Bosch	32064647	直径60mm; 数量1
ドリルビット 7 mm	Craftomat	22380520	直径7mm; 数量1
ドリル盤	Makita	25730054	標準ハンドヘルドまたはベンチドリル; 数量1
ホットグルーガン	Einhell	29051207	ケージ組み立て用; 数量1
ホットグルースティック	Einhell	29049664	ホットグルーガンと互換性あり; 数量5-10
マクロロンケージ	Animalab	31200129	標準タイプIIケージ; 数量1
マクロロンケージ	Animalab	31200256	標準タイプIIIケージ; 数量1
プレキシガラス / アクリルガラス	Bauhaus	29122352	約0.25 m²合計; 厚さ5mm; 数量  2DIN A3シート
鋸またはフライス盤	Scheppach	32079641	小型バンドソー、ジグソー、またはCNCフライス盤; 数量1
ねじ付きねじ	Profi Depot	10807533	20 mm × 3 mm; 数量4
木製箸/棒	Ikea	903.429.71	丸い木製棒; 数量3