ソース: ケイ ・ スチュワート、RLATG、RVT CMAR;ヴァレリー A. シュレーダー、RVT、RLATG。ノートルダムのノートルダム大学
生物医学研究の基本的な要件は、研究動物の適切な id です。右の動物がプロシージャとデータ収集のために使用されているが不可欠です。実験用マウスやラットは…
1. 耳パンチ同定
耳パンチ コードは、個々 の動物のラベルに迅速かつ安価な方法として開発されています。耳パンチの 3 つの様式がある: はさみパンチ、親指パンチとレバー パンチ。動物の右耳は数十または何百ものために耳の中央の左耳一桁に使用されます。

図 1。耳はさみパンチを用いたマウスでのパンチします。
2. 耳タグ識別
カスタマイズされた耳タグをマウス系統や探偵の分化が可能アルファベットや数値のコードを持つメーカーから注文できます。金属やプラスチックの耳タグが可能です。

図 2。耳介に正しく配置されている耳タグを持つマウス。
実験動物の適切な同定は、生物医学研究の基本的な要件です。研究者は、実験手順やデータ収集に正しい動物を使用するために、個々の動物を区別できることが不可欠です。科学者たちは、個々の実験動物を識別するためのいくつかの恒久的および一時的な方法を開発しました。ここでは、最も一般的に使用される2つの方法、つまり耳のタグ付けと耳のパンチについて説明します。
耳パンチの手順を掘り下げる前に、耳パンチコード、利用可能なパンチの種類、およびこの方法の利点と欠点について説明しましょう。ご想像のとおり、耳のパンチングには、動物の外耳または耳介に穴またはノッチを開けることが含まれます。この方法を標準化するために、ユニバーサルイヤーパンチコードが開発されました。
位置に応じて、右耳のノッチは1、3、5などの1桁を表し、ダブルノッチは2を表します。これらのノッチのさまざまな組み合わせを使用し、各ノッチの値を合計すると、動物に 1 から 9 までのラベルを付けることができます。同様に、左耳では、同じノッチが10を表しています。また、さまざまな組み合わせで 10 から 90 の範囲をカバーします。右耳介と左耳介の中央にある穴は、それぞれ100と200を表します。そして、両方の穴は300を示しています。したがって、たとえば、動物に 173 のラベルを付ける場合は、右耳の中央に 100 の穴を開け、左の年に 3 つのノッチを合計して合計 70 にし、右上の耳に 1 つのノッチをユニットの位置「3」を表すようにする必要があります。
それでは、市販の耳パンチの3つのスタイル、シザーパンチ、親指パンチ、レバーパンチについて説明しましょう。これらのそれぞれには、長所と短所があります。
親指パンチはつまむ動作が必要ですが、エッペンドルフのチューブに収まるほど小さいため、耳の組織をより簡単に収集できます。人間工学的には、レバーパンチは親指パンチよりも使いやすく、特に高齢のラットの耳が厚い場合です。シザーパンチはつまむ動きを必要としないため、手根管の疲労や怪我を防ぎます。
すばやく簡単に識別できる方法であるにもかかわらず、耳を打つことにはいくつかの制限があります。まず、上述の耳パンチコードの上限は399であり、一部の大規模な研究ではこの方法の使用が制限される可能性があります。また、ほとんどの動物はコードを読み取るために首筋をつかむ必要があるため、扱う回数が増えるという制限もあります。ラットは年をとると耳の皮膚が厚くなり、動物に大きな苦痛を与えずに耳パンチを行うことが難しくなります。したがって、離乳した若いラットに耳のパンチを行うのが最善です。識別が必要な成体ラットの場合、耳のパンチを行う際には吸入麻酔の使用を考慮する必要があります。
耳のパンチコードと利用可能なツールの種類に関する背景情報がわかったので、マウスでこのテクニックを実行する方法を学びましょう。
手順を開始する前に、パンチングツールを消毒液で洗浄し、アルコールですすぎ、十分に乾燥させることをお勧めします。耳のパンチをオートクレーブすると、最終的に耳が鈍くなるため、避けてください。
まず、動物の実験コードと使用するパンチを決定します。ここでは、コード173とシザーパンチを例に挙げてみましょう。同じ手順が他のコードやパンチにも適用できます。準備ができたら、耳に簡単にアクセスできるように、動物を首筋でつかんで拘束します。100の穴から始めます。パンチの穴が耳介の縁から離れるように、右耳をパンチに置きます。次に、ハサミを素早くしっかりと閉めるように圧力をかけ、皮膚を切り裂きます。次に、パンチを放して耳から取り外します。耳の裂け目を防ぐために、パンチを引っ張ったりねじったりしないでください。ノッチを作るには、パンチを耳介の端の正しい場所、この場合はコードのユニット配置の「3」の右耳の上部に置き、同じことを行います-すばやくしっかりと圧力をかけ、はさみを開いて取り外します。もう一方の耳で同じ手順を繰り返して、3つのノッチをパンチします-外側の角の近くに2つの「20」に2つ、内側の角の近くに1つの「50」に1つ、コードを合計して「70」にします。
動物をケージに戻す前に、正しいコードが打ち抜かれたことを確認してください。再度、消毒液でパンチを洗浄し、アルコールですすぎ、錆びないように完全に乾かします。
さて、次に、マウスとラットの個体識別のための安価で実行しやすい別の方法である耳のタグ付けに移りましょう。市販の耳札には様々な種類があります。これには、一連の数字や文字がエッチングされた金属製のタグや、明るい色の背景に文字やバーコードが描かれたプラスチック製のタグが含まれます。
金属タグの欠点の1つは、コードを読み取るために動物を拾う必要があることが多いことです。対照的に、プラスチック製のタグは動物を扱わなくても読みやすいです。プラスチックタグのもう一つの利点は、MRIイメージングとの互換性です。タグはマウスやラットの個々の識別子を提供しますが、絶対確実ではありません。タグは、過剰なグルーミング、皮膚炎、感染症、不寛容によるタグを外そうとした自己トラウマ、喧嘩、攻撃的な繁殖行動などにより紛失することがあります。同じケージに複数の動物が収容されている場合、耳札の紛失は面倒な場合があります。この問題を回避するには、タグの反対側の耳にパンチコードを付けるなど、二次的な識別方法を利用する必要があります。施設は、タグ付けする耳の選択ともう一方の耳で使用するコードの両方を標準化し、すべてのコードをケージカードに記載する必要があります。
それでは、誤った位置配置がいくつかの不幸な結果を招く可能性があるため、イヤータグを適切に適用する方法を学びましょう。適用後、タグの適用による感染の場合に通常行われるイヤータグの取り外しについても説明します。
最初のステップは、識別する動物に適したタグを選択することです。ここでは、金属製のタグを使用して、マウスでの手順を示します。使用する耳タグの特定のサイズとスタイルに適したアプライヤを必ず注文してください。段ボールホルダーからタグをそっと取り外し、穴のある端がアプライヤーのノッチ領域にくっとくるように、アプライヤーに向けます。タグの尖った端は、ノッチの反対側にある必要があります。
イヤータグを装着する準備ができたら、耳に手が届きやすいように動物を拘束します。後肢がケージトップやカウンタートップなどの表面に休むことができる場合、動物は苦労する可能性が低くなる可能性があります。動物が拘束されたら、耳札の先端を耳の鼻甲介の奥深くに配置し、タグ番号が動物の背中を向くようにします。次に、アプライヤーをしっかりと押して閉じます。イヤータグは耳に穴を開けて一緒にロックします。離すと、タグが付けられた耳がアプライヤーから落ちます。タグが適切に配置され、適用されていることを確認します。耳タグの番号を動物の鼻に向けて表示したい場合は、タグの先端を耳の後ろの耳介の付け根に置き、絞ってタグを所定の位置に固定します。
タグは、耳を曲げたり、動物の移動を妨げたり、ケージのどの部分にも引っかかったりしないように配置する必要があります。タグを耳の端に近づけすぎると、簡単に破れる可能性があります。頭に近すぎると、首の部分の皮膚がタグに引っかかり、炎症、痛み、動きの制限を引き起こし、自己トラウマにつながる可能性があります。時折、金属製のタグが耳の炎症や腫れを引き起こす可能性があります。これはしばしば耳介の感染症につながるため、即時の治療にはタグの除去を含める必要があります。
タグを取り外すには、綿の先端のアプリケーターを消毒液で湿らせ、タグの周りの破片を取り除くために使用します。感染症の重症例では、動物に麻酔をかける必要があるかもしれません。次に、ワイヤーカッターを使用して、タグループの上部を端から端まで切り込みます。重要なのは、平らな面を横切って切断すると、タグが圧縮され、耳が挟まれ、耳が損傷する可能性があるため、切断しないことです。止血器を使用して、イヤータグを耳にそっと通したり耳から出したりします。折り曲げられた端が貫通してピアス穴の外傷や拡大を引き起こさないように、タグを滑り込ませます。タグがなくなったら、消毒剤を染み込ませた綿のアプリケータースティックで耳を拭き、動物をケージに戻します。耳から化膿性分泌物がある場合は、フォローアップ治療が必要になる場合があり、評価のために獣医スタッフに相談することをお勧めします。.
耳札とパンチを使用して実験動物をマークする方法がわかったので、これらの方法が役立ついくつかの実験を確認しましょう。イヤーパンチコードを使用する大きな利点の1つは、パンチがジェノタイピングのための組織サンプルを兼ねることができるため、繰り返しの取り扱いによる動物へのストレスが軽減されることです。ただし、パンチを使用してPCRサンプルを採取する場合は、まず装置を表面の除染液に3分以上浸して残留DNAまたはRNAを除去し、アルコールですすいでから使用してください。
同定技術の重要性は、実験が数日間続くとさらに高まります。たとえば、この実験では、科学者は最初に金属タグを使用して動物を標識し、次にルシフェラーゼタンパク質を発現するトランスジェニック腫瘍細胞の懸濁液を坐骨神経に注入しました。次に、がんの進行を定量化するために、注射後1日、10日、18日で生物発光を使用して動物を画像化しました。
JoVEのプレゼンテーションでは、げっ歯類で一般的に使用される2つの識別方法、イヤータグとイヤーパンチを実演しています。これで、耳のパンチコードを理解し、市販のげっ歯類の耳タグの種類を知り、動物に大きな不快感を与えることなくこれらの手順を正確に実行できるはずです。
各手法には長所と短所があり、実験のニーズに関連して考慮する必要があることを忘れないでください。コストを考慮するだけでなく、適切な識別方法を選択する際には、技術の容易さと動物への痛みのレベルを主な考慮事項の一部にする必要があります。いつものように、ご覧いただきありがとうございます!
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Q1: How does the ear punch code system work for identifying rodents?
The ear punch code uses standardized notch positions on both ears to create unique animal identifiers. Right ear notches represent single digits (1, 3, 5 for units; double notch for 2), while left ear notches represent tens (10-90). Center holes represent 100 (right ear) and 200 (left ear), with both holes indicating 300. This system allows labeling animals from 1 through 399 by combining notch values.
Q2: What are the main differences between scissor, thumb, and lever ear punches?
Scissor punches avoid pinching motions, reducing carpal tunnel fatigue and injury. Thumb punches are small enough to fit in an Eppendorf tube for easier tissue collection but require a pinching motion. Lever punches are ergonomically superior for thicker ears of older rats. Each design offers distinct advantages depending on your specific research needs and animal age.
Q3: Why is ear punching best performed on young rats rather than adults?
As rats age, their ear skin thickens, making ear punching difficult and causing significant distress without anesthesia. Young rats, ideally when weaned, have thinner, more pliable ears that tolerate the procedure better. For adult rats requiring identification, inhalant anesthesia induction and maintenance laboratory animals should be considered to minimize animal discomfort during ear punching.
Q4: What are the advantages and disadvantages of metal versus plastic ear tags?
Metal tags require picking up the animal to read the code, while plastic tags are easily readable without handling. Plastic tags are compatible with MRI imaging and reduce animal stress from repeated handling. However, both tag types can be lost due to over-grooming, infection, fighting, or self-trauma. Using a secondary identification method like punch codes on the opposite ear prevents identification loss.
Q5: What positioning errors should be avoided when applying ear tags to rodents?
Tags placed too close to the ear edge risk tearing; tags positioned too close to the head can catch neck skin, causing irritation and restricted movement. Tags must not bend the ear, interfere with mobility, or catch on caging. Incorrect positioning leads to self-trauma, infection, and swelling, potentially requiring tag removal and veterinary treatment.
Q6: How should ear punch tissue samples be prepared for PCR genotyping?
Before collecting punch tissue for PCR samples, soak the apparatus in a surface decontaminant solution for at least 3 minutes to remove residual DNA or RNA, then rinse with alcohol. This preparation prevents contamination and ensures accurate genotyping results. Using punches for tissue collection reduces animal stress by eliminating repeat handling for separate sampling procedures.
Q7: What is the proper procedure for removing an infected ear tag from a rodent?
First, moisten a cotton-tipped applicator with antiseptic solution and remove debris around the tag. For severe infections, anesthetize the animal. Using wire cutters, cut across the tag loop edge-to-edge, never the flat surface. Gently guide the tag out with hemostats, avoiding the crimped end to prevent hole enlargement. Wipe the ear with antiseptic and monitor for purulent discharge requiring veterinary follow-up.