What factors determine which blood withdrawal method to use in mice and rats?

Blood withdrawal method selection depends on four key factors: the volume of blood needed, frequency of sampling, the animal's health status, and the technician's skill level. These considerations ensure the procedure is safe, effective, and appropriate for the specific research requirements. Different methods—retro-orbital, tail snip, and intracardiac—suit different experimental needs.

What is the difference between plasma and serum in blood samples?

Plasma is collected from whole blood with anticoagulant and contains fibrinogen and clotting factors. Serum is collected from whole blood without anticoagulant; after clotting, the top layer lacks fibrinogen and clotting factors. The choice depends on experimental requirements, as each sample type has distinct biochemical properties and applications.

Why is needle selection important for blood collection in rodents?

Needle selection depends on animal size and venipuncture site. Large bore needles cause less blood cell damage and enable rapid collection but risk vessel damage. Needle length matters too—if too long, blood may clot inside the needle. Appropriate sizes range from 18 to 29 gauge and 0.5 to 1.5 inches, with specific sizes recommended for each collection method.

How is the retro-orbital bleeding technique performed in mice?

After anesthetizing the animal with inhalation anesthetic, place it in lateral recumbency. Pull skin back along the jaw to induce eye protrusion. Insert a micro-hematocrit tube into the medial canthus at 30-45 degrees, rotating gently to rupture the ocular sinus. Blood flows by capillary action. Release skin to stop bleeding and allow minimum 10 days between repeated collections for tissue healing.

What are the main complications associated with retro-orbital bleeding?

Complications include excessive swelling causing eye protrusion and corneal drying, improper tube placement severing the optic nerve causing blindness, eyeball displacement, orbital bone fracturing, eye globe penetration, and hematoma formation. Despite these risks, when performed by a skilled technician on a fully anesthetized animal, retro-orbital bleeding remains an effective collection method.

How does tail snip collection differ from tail vessel nick collection?

Tail snip uses a sterile scalpel to cut the tail tip, allowing serial collections by disrupting the original scab. Tail vessel nick is less invasive, making a small cut over the lateral tail vein two-thirds from the rump. Both methods may contain tissue product contamination. Tail snips produce arterial and venous blood, while nicks target venous blood specifically.

What is the procedure for intracardiac blood collection and how much blood can be collected?

After euthanizing with carbon dioxide, hold the rodent by the scruff with body hanging vertically. Insert the needle bevel-up into the chest at the notch left of the xiphoid, parallel to the spine. Apply slight backpressure; blood flows if needle is in heart. Approximately half the total blood volume can be collected—about 1 mL from mice and 10 mL from rats using anesthesia induction and maintenance protocols.

撤退の血私

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1. レトロ軌道出血します。

機器
1. ベルジャー、または麻酔導入室、イソフルランなど麻酔ガスを管理するためを準備します。ガラスベルジャーを使用すると、液体の麻酔薬は、皮膚からの吸収を避けるために、動物に接しないことが不可欠です。小さな穴をプラットフォームを使用することができます。
2. 50-75 マイクロリットルを保持 Microhematocrit チューブが優先されます。マイラーラップ管オペレーターの指の間を破る可能性は低く、安全対策として見なす必要があります。
3. いくつかの紙タオルの厚さ、または他の絶縁材料は、プロシージャの間に動物の体の熱を維持するために作業面に配置されます。
準備と動物の位置決め
1. 動物は麻酔効果、ベルジャーやガスの麻酔誘導室におけるイソフルランなどの吸入麻酔します。
2. 動物完全に麻酔をかけられ、それが削除され、外側臥床に配置。
3. 目の爆風と、下顎の輪郭に沿って頭の上に指を置くことで、バックアップ上下の皮膚を引っ張るします。
4. 崩壊または窒息によって死を引き起こす気道を閉塞する可能性、気管に圧力を適用することを避けるため。
血液回収
1. Microhematocrit、目の眼と鼻の面から 30-45 ° の角度で尾側監督します。
2. ヘマトクリット管をゆっくり回転させながら圧力を適用します。結膜膜を切って、眼の神経叢を破壊します。
3. 毛管作用によってヘマトクリット管に血液が流れます。
4. 眼の空洞の後ろに骨を叩くので、深いプッシュされないように。
5. 血は流れを開始、一度はみ出した目を維持する圧力を維持します。
6. 血の複数のチューブを収集する必要はありません眼神経叢に次の管を配置する、血は流れ続けますと眼から来て収集することができます。
7. 出血を止める、皮を解放でき、目正常な位置に戻ります。止血を確認するために軌道に圧力を適用されます。

図 1。マウスでレトロな軌道血回収。

2. 尾ブリードプロシージャ: 尾ちょきんと尾ニック

機器
1. 生殖不能のメスの刃、好ましくは 11 番ブレードまたは片面かみそりの刃は、尻尾切り取り領域法の最初の切断に使用されます。はさみでカットを粉砕すると、凝固し、血流を減らすことを促進するため、はさみを使用されませんする必要があります。尾ニックプロシージャ数 11、または 15 のメス刃がカットをすること使用されます。
2. マウスの尾にアクセスできる拘束チューブを用意しています。
3. 吸水紙タオルやガーゼは、尻尾切り取り領域を実行するため、基板として使用されます。
4. ヘマトクリット管の収集も必要です。
5. Styptic 粉は止血のために使用する必要があります。
拘束
1. 動物は、尾がアクセスできるようにチューブに配置されます。ブルーム型 restrainers の動物では、チューブにまず尻を引かれます。その他の管の動物の頭を最初に置きます。
2. 動物は、その好転したり、尻尾を撤回できない管に保護されます。
3. 粗面をつかむために許可されている場合、いくつかのマウスは最小限のマニュアル抑制とテールちょきんと血液コレクションになります。
4. いくつかのラット血のコレクションのこのメソッドの吸入麻酔が必要になります。
血液回収
1. 尾は残骸を削除し、わずかな血管拡張を引き起こすぬるま湯で拭いてください。お湯を使用しないでください。
2. 尻尾切り取り領域のテールを延長して尾 (0.5-1 mm マウス用とラット用 mm 2 まで) の非常に端をメス刃で切る。
3. 尾尾ニックネームを延長して約 2/3 のメス刃でカットをしている尻を外側尾静脈の真上からの距離。
4. 血流を促進する先端に尻から尾の境界線が描画できます。ただし、これはサンプルの品質を低下します。
5. 血がヒントまたはヘマトクリット管を使用してニックから収集またはコレクションのバイアルに滴る。

3. 心臓採血

機器
1. マウスを 3 cc 注射器針 1"x 22 25 ゲージをお勧めします。小さい注射器には同じ背圧がなくより困難な血の撤退を確認することができます。針は 25 ゲージより小さい増加凝固血液の流れを制限して血液細胞にダメージを与えます。1"より短い針は、横隔膜から近づいていく心のレベルを達することができません。
2. ラット x 1.5"針 18 ゲージで 10-12 cc 注射器が適しています。ラットのサイズ、に応じて、収集する全体の血液量を保持するかもしれない小さい注射器、従って注射器の処理中に変更するでしょう。20 ゲージより小さい針は、増加血液凝固に至る、血液の流れを制限します。横隔膜から近づくとき針未満 1.5」は心のレベルを達することができません。
3. 十分なサイズの採血管は、集められた血を保持するために使用されます。
拘束
1. 適切な拘束は、このメソッドの成功に不可欠です。動物は、垂直にぶら下がって体と首筋が開催されます。本体は中心部のたわみや胸のねじれを防ぐためにまっすぐであることが重要です。
2. 代替位置は、左のわき腹の肋骨の間針を置き背臥床です。これは非常に大きなラットまたは複数の動物が抽気される場合に特に便利です。

図 2。マウスの心臓血回収は垂直に開催。

血液回収
1. 首筋をマウスまたはラットが縦向きの場合より簡単に横隔膜を貫通、後面からアプローチできるからです。
  1. 針がちょうど動物の剣の左に切り込みに進んでいます。
  2. 針は背骨に平行でなければなりません、肋骨のすぐ下に配置します。
  3. 中心部が肘のレベルにおよそあります。
  4. 針を置き、胸に、ベベル中心部を穿刺します。
  5. 注射器でわずかなバックプレッシャを適用します。中心部に針がある場合は、血液が注射器に流れます。
  6. 血液が注射器に追加の背圧を追加する前に、シリンジをいっぱいまで待ちます。
2. 動物の左側から側方進入背臥床での動物の配置が必要です。
  1. エントリポイントは、胸部に肘のポイントに対して測定されます。中心部が肘のレベルにおよそあります。
  2. 針は胸壁のポイント中間でテーブルの平面に垂直に挿入された dorsoventrally を測定です。
  3. 針を置き、胸に、ベベル中心部を穿刺します。
  4. 注射器でわずかなバックプレッシャを適用します。中心部に針がある場合は、血液が注射器に流れます。
  5. 血液が注射器に追加の背を追加する前に、シリンジをいっぱいまで待ちます。

図 3。背臥床位置でマウスと心臓血回収。

技術的なヒント
1. 正常な心臓は左を指している頂点が位置しています。まれに、心臓が反転されるので、中心部に穴を開けるの困難を伴います。
2. 注射器に過度の背圧針ベベルを遮蔽と注射器への血流を停止、心に崩壊するかもしれない。
3. 背圧と繰り返し、それを解放、注射器で血液凝固が開始されますを適用します。
4. 肝臓に優しく圧力をかけて強制的に撤退可能にする循環系に追加血液量できます。

4. 後部上大静脈血撤退

機器
1. 25 29 g 針付き TB 注射器は、マウスの採血に使用されます。ラット、22-25 ゲージ針 1"x と 10-12 cc 注射器が必要です。
2. 手術のプラットフォーム、郭清のトレイ、または動物を保護する他の表面に必要な関係、テープ、またはピンの位置に手足を押さなければなりません。
3. 注射麻酔や麻酔は必要。吸入麻酔を使用している場合それは麻酔薬を鼻の円錐形の精度気化器を介して配信されることが望ましいです。プロシージャの長さは、追加の麻酔ガスの配達せず誘導チャンバーを使用しても、動物が復活する前に血の撤退を完了するための十分な時間は得られないようです。
4. マウスのアイリスはさみや、ラットの手術室シャープ鈍はさみ、必要ですに沿って小さな非外科的親指鉗子と 2"x 2"ガーゼスポンジ。
拘束
1. ときにつま先ピンチまたは尾ピンチによって決定される、動物完全に麻酔をかけられ、動物は背臥位に。
2. 手足は、テープやピンでプラットフォームに固定されます。手足は、身体から拡張する必要があります。
撤退
1. 皮膚を持ち上げて、女性の骨盤のすぐ上またはすぐ上男性の包皮の皮膚を通して作られる小さな横カット。
2. はさみのポイントは、カットに配置され、正中切開は、剣に骨盤/包皮から皮膚を介して行われます。
3. 皮膚は、それぞれの側に横方向に反映されます。鈍的切離基になる筋肉から緩める必要があります。
4. 筋肉を持ち上げたし、皮膚切り取り上筋小横のカットが行われます。
5. はさみのポイントは腹部に配置され、剣への筋肉を介して正中切開を作成します。はさみのポイントすべての器官を切断を避けるために上向きの角度を必ず。
6. 両側の肋骨の曲線に沿って横にカットします。肝臓を穿刺しないように余分な注意を行使します。
7. 優しく腸を後部の上大静脈を公開する動物の左に移動します。
8. 肝臓にガーゼのパッドを配置し、肝臓に人差し指と中指を休ませます。
9. もう一方の手で、針を挿入し、腎血管の接合部と腸骨の分岐上大静脈の中間に上向き、ベベルします。
10. ゆっくりと肝臓に加圧しながら血を撤回します。

図 4。後部下大静脈から血液回収。

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ソース: ケイ・スチュワート、RLATG、RVT CMAR;ヴァレリー A. シュレーダー、RVT、RLATG。ノートルダムのノートルダム大学

採血は、マウスやラットを含む研究のための一般的な要件です。マウスおよびラットの血液回収の方法は、必要血液量、サンプリングの頻度、抽気される動物の健康状態…