Name: FMラベリングを用いた神経細胞の測定エキソサイトーシス (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2006-11-30T00:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 56 s
Description: 学ぶ FM 4-64蛍光色素を用いた海馬ニューロン培養細胞におけるシナプス小胞放出のリアルタイムイメージング法。この手法は神経伝達の動態解明とエキソサイトーシス機構の研究に有用です。

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細胞：ラット（またはマウス）の主海馬ニューロン培養（in vitroで14から28日間）。 刺激：電気、二つの白金電極を介して配信、70から90 mVの顕微鏡：倒立CCD蛍光顕微鏡で60倍の油レンズ。 ソフトウェア：Slidebook（インテリジェントイメージングイノベーション、サンタモニカ、カリフォルニア州） 詳細については、補足的な方法のページを参照してください。 <ol><li>暖かいHEPES緩衝室温に生理食塩水（HBS）。グルタミン酸受容体拮抗薬APV（50μMの最終濃度）とCNQX（10μM最終）を追加します。各FMの実験は、通常20 mLのHBSが必要です。 10μMFM 4から64（Molecular Probes社）の濃度を操作するための、（拮抗薬が追加された）HBSのストック溶液1:1000に希釈する。各実験のために2 mLのFM solnを行います。光暴露を防止するために箔を備えたソリューションをカバーする。 </li><li>電極室にニューロンを含むカバースリップをマウントします。チャンバー内のメディアは、チャンバーの上部と同じ高さと完全に電極を覆っていることを確認してください。カバースリップの下から余分な溶液を除去。レンズ（油のレンズを使用している場合）にオイルを追加。 </li><li>灌流装置を設定します。水、エタノール、水、そしてHBS：最初の指定された順序（次を追加する前に、徹底的にそれぞれの流れを聞かせ）で、それぞれ次の数mLですすいでください。次のHBSを追加する（今後のステップに手作業で追加するには、数mlを保存）し、血流を閉じます。カバースリップの端で反対側の血流のコンセントと吸引を設定します。灌流のコンセントは、吸引力が非常に上部に休息する場所として、チャンバー内に達すると、それが最善です。 HBSは（どちらか灌流によるまたは手で）、吸引を開いて追加するとき、それは完全に電極を覆う右だけのレベルでメディアを維持するようにその位置を調整します。 </li><li>あなたがイメージすると、大体の焦点に持参しようとするとカバースリップ上の領域を探します。最適なエリアは多くのシナプスが含まれていますが、個々のプロセスがつかなくなるようなので、高密度であってはならない。ないから最小限の細胞体、余分な膜（例えば、星状膠細胞の塊のような）、または他の非特異的な材料（糸くずなど）がないはずです。 FMの染料は、非特異的にこれらに付着する場合があります。 </li><li> （緑色の光で励起し、赤から遠赤放射を収集する）&quot;WG&quot;フィルターキューブを使用してください。イメージ0の発症（一般に300 900のAPにこのローディングの刺激のために使用される）により10Hzで900 APを提供するSlideview&quot;キャプチャ設定&quot;を設定します。画像ウィンドウで、&quot;蛍光 - 可視 - 赤&quot;のフィルタ設定を選択して、100ミリ秒に露光時間を変更する。任意の既存のタイムラプスの設定をオフにします。あなたが刺激を開始する準備が整うまでの任意の画像を取ってはいけない。 </li><li>吸引はオン/開いていることを確認してください。素早く吸引の反対側の端にある部屋にFM soln（2 mL）を加える。すぐに画像を取り、刺激を開始するために画像のウィンドウでは大丈夫押してください。刺激後30から45秒待ってから、すぐに（私はピペットで手でこれを行うが、これは血流によっても行うことができます）HBSの〜2 mLを加えることによりFMを洗い流す。 </li><li> 〜10分間灌流を経由してHBSとFMを洗ってください。流速は1から1.5 mL /分にする必要があります。この洗浄ステップの間、刺激の発症が始まるように刺激の設定を変更する@画像10（通常は900から1200のAP @ 10 Hzのがこの脱色刺激のために使用されています）。洗浄に7分程度、二重設定を（画像10の刺激の発症）確認してください。今すぐ小さなフォーカスウィンドウを使用すると、サブ領域を選択し、重点を置いています。刺激の設定が次のステップに進む前に変更されていることを確認してください。洗浄が完了したかどうかを確認するために単一のイメージ（個々のシナプスが明確にpunctatedする必要がある）を取る。されていない場合は、流量の追加0.5mL/minを増加させ、別の2分間待ちます。 </li><li>一度洗浄が完了すると、まだ良い、明確な信号を（通常は50から100の間にミリ秒。露光時間はFMの急速な退色による最小化する必要がある）を受信するために、必要に応じて露光時間を調整します。その後、38個のイメージを5秒ごとに取ることタイムラプスプリファレンスを設定する。 HBSは、さらに5分間十分あるように血流を確認し、血流が流れるままに。脱色を開始するボックスに追加開始。 </li><li>脱色した後、イメージ0時1200年のAP @ 10Hzのを（通常は1200〜2000のAPがこの最後のステップのために使用されている）を提供するための刺激の設定を変更してください。タイムラプスの設定をオフにして、刺激を開始するために単一のイメージを取る。血流は、まだこの段階ではベースライン/&quot;総放出可能&quot;蛍光を決定するために、残りの小胞FM色素を除去に役立つ通過している必要があります。刺激が終了した後、焦点に領域を持って、刺激の設定をオフにしてください。灌流と吸引を閉じますしてから、2つの最終的なベースラインの画像を撮影する。単一の画像やZ -スタック画像（0.5μmのステップ）のどちらかを取ることができる。実験時の焦点面のずれがあった場合には、Z -スタックが便利です。 </li><li>あなたのFM実験が行われます。すぐに多くの実験を行っている場合、レンズとチャンバーは各試行の間に掃除が、灌流装置は、最後の実験後まで掃除する必要はありませんする必要があります。その後、水、エタノールで完全に装置を洗浄します。 </li></ol>

<ol><li>Betz, W. J., Bewick, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+analysis+of+synaptic+vesicle+recycling+at+the+frog+neuromuscular+junction%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Optical analysis of synaptic vesicle recycling at the frog neuromuscular junction.</a> Science. 255, 200-203 (1992).</li>
</ol>

著者に開示すべき事項はありません。

小胞のリサイクルの少なくとも一つのラウンドを誘導するのに十分である300活動電位（AP）のように、300台のAPまたは複数のローディング刺激は、しばしば小胞のリサイクルプールにラベルを付けるために与えられます。など900のAPのようなより強いローディング刺激が、、標識する追加の小胞の名目上の数を可能にするかもしれないが、これはまた、より非特異的な染色につながる、色素は細胞外膜に埋め込むことができる時間の量を増加させる。私は適切な脱色を確保するために重要であると洗浄のステップを発見した。それは通常10 + 2分間、流速を毎分1から1.5 mLを灌流することが重要です。単一のイメージは、色素の除去の程度を監視するために〜7分の洗浄に撮影することができます。必要に応じて、流量とや洗浄時間がわずかに増加することができます。私たちの実験のために、これが細胞が静止している場合でも発生する可能性のある自発的なエキソサイトーシスのイベントを介して小胞標識を失う可能性が高くて10〜12分を超えて続行するために洗浄のための望ましくないいました。脱色ステップでは、900から1200のAPがすべてのラベルの付いた小胞を解放するために投与した。さらに別の1200年から2000年のAPが頻繁に脱色データを...

<table><tbody><tr><td>APV</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A5282</td><td></td></tr><tr><td>FM 4-64</td><td>Molecular Probes, Life Technologies</td><td>T-3166</td><td></td></tr><tr><td>CNQX 二ナトリウム塩</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C-239</td><td></td></tr></tbody></table>

fmラベリングを用いた神経細胞の測定エキソサイトーシス

Measuring Exocytosis in Neurons Using FM Labeling

小胞放出の動態を測定する能力は、神経伝達の基本のいくつかの洞察を提供することができます。ここでは、シナプス小胞放出の速度を監視するためのFM色素で標識された小胞のリアルタイムイメージングを使用していました。 FM4 - 64は、エンドサイトーシスを刺激されているシナプス小胞の膜に埋め込まれて赤色蛍光両親媒性のスチリル色素です。親油性の相互作用は、色素が大きく従って小胞と公称細胞外液に関連付けられている明るいシグナルを発し、蛍光の増加を引き起こす。洗浄工程が細胞膜内に外部色素を除去するために使用された後、残りのFMは、小胞内に濃縮し、その後、エキソサイトーシスは、電気刺激の別のラウンドにより誘導されたときに排出されます。小胞の放出速度は、蛍光の結果減少から測定されます。 FM色素が外部と一時的に適用できるので、それは、トランスフェクションしたシナプスと隣接する制御boutons間の金利を比較する場合は特に、ニューロン培養でエキソサイトーシスの速度を決定するための便利なツールです。

小胞放出の動態を測定する能力は、神経伝達の基本のいくつかの洞察を提供することができます。ここでは、海馬ニューロン培養における前シナプス小胞の放出速度を測定するために赤色蛍光色素FM 4〜64で標識された小胞のリアルタイムイメージングを使用していました。

FMラベリングを用いた神経細胞の測定エキソサイトーシス

小胞放出のキネティクスを測定できれば、神経伝達の基礎的なメカニズムの一部を理解する手がかりとなります。本研究では、リアルタイムで……

私はジミー・リンです。ハーバード大学の分子細胞生物学プログラムの大学院生です。現在はマーフィー研究室に所属し、海馬神経細胞の研究に取り組んでいます。それでは、FMダイ experiments の実施方法について説明します。まず、ニューロンが載ったカバーガラスを、この特製のチャンバーに取り付けます。顕微鏡は倒立型の CC, D を使用します。その際、底面を完全に拭き取ってください。電極を接続します。これで灌流系がセットアップされました。これをチャンバーの一端に配置します。固定のために粘土を使用します。1回の実験につき、HBSのリーダーがそれらすべてを追加し、融合の準備を整えます。これを固定するためにクレイを使用します。例えば、このように細胞体がある場所では、細胞体の膜が多くの染料を取り込み、シナプスへ直接的に移行するためです。あるいは、ここのように、直近の領域のみを対象とした隣接領域などを検討します。そして、最初の10枚の画像から初期光退色を行います。それでは自己紹介をさせていただきます。私はジャミル・ニュートンです。ハーバード大学の分子生物学プログラムに在籍している大学院生です。現在は、ヴィンキー・マーフィー教授をPIとする神経科学研究室に所属しています。本日は、FM色素を用いた実験についてお話しします。この実験の目的は何でしょうか。FM色素の優れた点は、蛍光染料を用いることで、エキソサイトーシスのキネティクスを追跡できることです。そこで、まずローディング刺激を与えることで、色素がシナプスに取り込まれていることを確認します。その後、洗浄期間を経て、色素が小胞から放出されるデテイン刺激を与えます。特定の種類のニューロンを用いて研究されているのでしょうか？したがって、当研究室では、これを海馬ニューロンに使用しており、ライシス（溶解）ではなく培養ニューロンに使用しています。この実験において考えられる問題点は何でしょうか。よくある問題点の一つとして、私たちが使用しているのが電気刺激です。過去に、理由はともあれ、電気刺激シミュレーションを正常に動作させるのに苦労することがありました。また、他の研究室でも高カリウム溶液が使用されていることを承知しています。そのため、電気刺激に問題がある場合の有効な代替手段として、高カリウム溶液を用いることができます。また、通常、洗浄ステップ中に何らかの理由で非特異的な染まりが十分に除去されないことがあります。そのような場合、流速を上げて、例えば毎分0.5 mLではなく1.5 mLにし、洗浄時間を5分から10分に延長することで、結果が劇的に改善されることがよくあります。この実験の考えられる応用例にはどのようなものがあるでしょうか？実際に何を研究したいのでしょうか。例えば、コントロール細胞と何らかの操作を加えた細胞を比較してテストすることが可能です。具体的には、マウスの異なる系統を用いて放出のキネティクスに違いがあるかを確認したり、特定の薬剤を添加してそれが実際にサイトーシスに影響を与えるかどうかを確認したりすることができます。ありがとうございました。

measuring-exocytosis-in-neurons-using-fm-labeling

Research

JoVE Journal

Biology

生物学

光学的に蛍光ドーパミンの類似体を用いて神経伝達を測定するための新しい手段。...

個々のシナプス前終末でのドーパミン放出はFFNsと可視化

中枢神経終末で補充し、特定のシナプス小胞の動員（SV）のプールを定量化するために、ライブ蛍光イメージング技術が記載されている。...

FM染料を用いて培養小脳顆粒神経細胞のシナプス小胞プールの補充の定量分析

蛍光色素ラベル解剖投影に基づくニューロンの亜集団の逆行性輸送。標識された軸索は、視覚的に対象とすることができます...

逆行性蛍光標識は、特定された神経細胞から標的細胞外シングルユニット記録を可能にします<em生体内で&gt;</em

この動画では、ショウジョウバエの幼虫の神経線維をFM色素に浸し、細胞膜脂質に結合させています。吸引された微小電極と電気パルスはエンドサイトーシスプロセスを刺激し、FM色素を新しく形成されたエンドサイトーシス小胞に組み込みます。この方法は、神経伝達のシナプス前段階を可視化するもので、シナプス機能や神経伝達物質の放出を研究するのに役立ちます。...

ショウジョウバエ幼虫神経細胞における微小電極媒介FM色素のローディングとアンローディング

私たちは、機能的な神経末端での画像シナプス小胞のリサイクルへのスチリルのFM色素の使用を記載している。このプロトコルは、誘発するだけでなく、自発的な、ミニチュアシナプス活動にも適用することができる。プロトコルは、効果的に評価することができシナプス様々なイベントが展開されます。...

誘発、自発的、およびミニチュアシナプス活動中に、FM色素を用いたシナプス小胞のリサイクルの検討

この論文は、シナプトブレビン2-pHluorinコンストラクトと全反射蛍光顕微鏡を使用して、神経芽細胞腫細胞における神経伝達物質小胞動態を調査する方法を提供します。また、画像処理とデータ分析のために開発された戦略についても報告されています。...

細胞イメージングおよびデータ分析：SH-SY5Y神経芽腫細胞における神経伝達物質小胞のダイナミクスを評価するためにTIRFMとpH感受性GFP-プローブ

ここでは、ステリルピリジニウム染料による染色および脱染中にマウスの耳の皮膚の毛包を神経支配する柵末端の生きた披針形感覚終末をイメージングするための新しい準備について説明します。...

の毛包披針形語尾に神経末端標識リビングの光監視<em&gt; ex vivoで</em&gt;マウスの耳皮膚

光顕微鏡によるシナプス小胞タンパク質と融合した 1p-169...

培養海馬神経細胞のシナプス小胞エンドサイトーシスを測定

ボリュームは、細胞の生理学的および病理学的特徴に関する重要なパラメーターです。神経突起および暗黙の神経成長の動的構造の分析に必要なサブ...

高解像度ボリューム イメージングのニューロンを蛍光使用排除法によってと専用マイクロ流体デバイス

シナプス小胞 (SV) 神経シナプスでの細胞間コミュニケーションの中核機構は、サイクリングします。FM 色素取り込みと放出は、定量的 SV 遠藤と分泌の試金の主な手段です。ここでは、我々 は FM1 43ショウジョウバエの神経筋接合部 (NMJ)...

シナプスでサイクリング FM 色素: 高カリウムの脱分極、電気とチャネルロドプシン刺激の比較

学ぶ FM 4-64蛍光色素を用いた海馬ニューロン培養細胞におけるシナプス小胞放出のリアルタイムイメージング法。この手法は神経伝達の動態解明とエキソサイトーシス機構の研究に有用です。

FMラベリングを用いた神経細胞の測定エキソサイトーシス

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