Name: 伏在静脈を通って心臓穿刺によりラットから採血 (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2007-08-23T00:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 27 s
Description: 学ぶラットの伏在静脈採血と心臓穿刺による採血技術。薬物動態学研究に適した最小侵襲で倫理的な血液サンプリング方法を示し、研究者が適切な手法を選択できる実践的ガイドを提供する。

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伏在静脈を通って心臓穿刺によりラットから採血 注 ：すべての手順は、研究所の動物のケアと使用に関する委員会によって承認されなければならない。 1。伏在静脈からの採血<ol><li>この手順は、麻酔なしで行われ、二人、ラットを処理する1つ、および描画を行うものが必要です。 </li><li>タオルの外コーンを行う、または1つ後肢が露出のまま、齧歯類の取り扱い手袋でラットを開催。 </li><li>伏在静脈が見えるようになるまで電動トリマーで足の裏を剃る。ない毛は穿刺部位に接触しませんので、十分な大きさの面積を剃る。離れて穿刺部位から非剃毛を保つために、非香りハンドローションの少量を使用してください。 </li><li>伏在静脈の膨らみアウト（人間や大型動物から血液を描画するときに止血帯を使用する場合と同様）を作るために足の付け根に圧縮ポイントを作る。穿刺静脈20G針を使用して、それがmicrovetteを使用して出てくる血液をスクープ。足でポンピングするとより多くの血液を描くのに役立ちます。あなたが十分な血液を収集したら、出血を止めるために穿刺部位にきれいな圧縮を続けます。 </li></ol> 2。心臓穿刺による採血<ol><li>この手順では、麻酔を必要とし、端末です。動物はすぐに心臓穿刺の最後に安楽死されている必要があります。 </li><li> 23G1針と5mlの注射器を準備します。 </li><li>深くラットをanesthesizeと自発運動の不足、遅い呼吸率、および刺激（例えばつま先をつまんなど）に対する応答の欠如によって麻酔をチェック。長時間の麻酔を確保するために、手順の実行中にラットの鼻の上に揮発性麻酔薬に浸したペーパータオルを含むシリンジバレルを置きます。 </li><li>あなたから離れて直面して、その背中にラットを置きます。 </li><li>あなたが右利きの場合、任意の圧力を適用せずに、最下位の肋骨のレベルで左手の人差し指を置きます。心臓は、この点、上記の約1 cmのやや右側に配置されます。 </li><li> 45度の角度で注射器を保持し、2本の肋骨の間に針を挿入し、針に入るために血液の降下を監視します。これは、中心部にいることを示しています。あなたの注射器を移動せずに、注射器を埋めるためにプランジャーを引く。注射器がいっぱいになると、慎重に針から外し、チューブにそれを空にします。注射器は、より多くの血液を描画するために針に再接続することができます。それは、120〜180グラムのラットから血液を5〜10 mlを描画することができるはずです。 </li><li>すぐにラットを安楽死させる。 </li></ol>

<ol><li>Van Herck, H., Baumans, V., Brandt, C. J. W. M., Boere, H. A. G., Hesp, A. P. M., Van Lith, H. A., Schurink, M., Beynen, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sampling+from+the+retro-orbital+plexus%2C+the+saphenous+vein+and+the+tail+vein+in+rats%3A+comparative+effects+on+selected+behavioural+and+blood+variables%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: comparative effects on selected behavioural and blood variables.</a> Laboratory Animals. 35, 131-139 (2001).</li>
<li>Luzzi, M., Skoumbourdis, E., Baumans, V., Conte, A., Sherwin, C., Kerwin, A., Lang, T., Morton, D., Barley, J., Moreau, E., Weilenmann, R. F., Reinhardt, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collecting+blood+from+rodents%3A+a+discussion+by+the+laboratory+animal+refinement+and+enrichment+forum%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Technology+and+Welfare%22%5BJournal%5D)">Collecting blood from rodents: a discussion by the laboratory animal refinement and enrichment forum.</a> Animal Technology and Welfare. 4, 99-102 (2005).</li>
<li>Angelow, O., Schroer, R. A., Heft, S., James, V. C., Noble, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+two+methods+of+bleeding+rats%3A+the+venous+plexus+of+the+eye+versus+the+vena+sublingualis%5BTitle%5D)+AND+%22Jounal+of+Applied+Toxicology%22%5BJournal%5D)">A comparison of two methods of bleeding rats: the venous plexus of the eye versus the vena sublingualis.</a> Jounal of Applied Toxicology. 4, 258-260 (2006).</li>
<li>Beeton, C., Wulff, H., Barbaria, J., Clot-Faybesse, O., Pennington, M., Bernard, D., Cahalan, M. D., Chandy, K. G., Beraud, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+blockade+of+T+lymphocyte+K%2B+channels+ameliorates+experimental+autoimmune+encephalomyelitis%2C+a+model+for+multiple+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad%22%5BJournal%5D)">Selective blockade of T lymphocyte K+ channels ameliorates experimental autoimmune encephalomyelitis, a model for multiple sclerosis.</a> Proc. Natl. Acad. , 13942-13947 (2001).</li>
<li>Beeton, C., Pennington, M. W., Wulff, H., Singh, S., Nugent, D., Crossley, G., Khaytin, I., Chen, C. Y., Calabresi, P. A., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+effector+memory+T+cells+with+a+selective+peptide+inhibitor+of+Kv1.3+channels+for+therapy+of+autoimmune+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Targeting effector memory T cells with a selective peptide inhibitor of Kv1.3 channels for therapy of autoimmune diseases.</a> Mol. Pharmacol. , 1369-1381 (2005).</li>
<li>Beeton, C., Wulff, H., Standifer, N. E., Azam, P., Mullen, K. M., Pennington, M. W., Kolski-Andreaco, A., Wei, E., Grino, A., Counts, D. R., Wang, P. H., LeeHealey, C. J., Andrews, B. S., Sankaranarayanan, A., Homerick, D., Roeck, W. W., Tehranzadeh, J., Stanhope, K. L., Zimin, P., Havel, P. J., Griffey, S., Knaus, H. G., Nepom, G. T., Gutman, G. A., Calabresi, P. A., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kv1.3+channels+are+a+therapeutic+target+for+T+cell+mediated+autoimmune+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Kv1.3 channels are a therapeutic target for T cell mediated autoimmune diseases.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. , 17414-17419 (2006).</li>
<li>Beeton, C., Barbaria, J., Devaux, J., Benoliel, A. -M., Gola, M., Sabatier, J. -M., Bernard, D., Crest, M., Beraud, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+blocking+of+voltage-gated+K%2B+channels+treats+experimental+autoimmune+encephalomyelitis+and+inhibits+T-cell+activation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Selective blocking of voltage-gated K+ channels treats experimental autoimmune encephalomyelitis and inhibits T-cell activation.</a> J. Immunol. , 936-944 (2001).</li>
<li>Devaux, J., Forni, C., Beeton, C., Barbaria, J., Beraud, E., Gola, M., Crest, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myelin+basic+protein-reactive+T+cells+induce+conduction+failure+in+vivo+but+not+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroreport%22%5BJournal%5D)">Myelin basic protein-reactive T cells induce conduction failure in vivo but not in vitro.</a> Neuroreport. , 317-320 (2003).</li>
<li>Beeton, C., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+and+monitoring+of+adoptive+delayed+type+hypersensitivity+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Induction and monitoring of adoptive delayed type hypersensitivity in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. 8, (2007).</li>
</ol>

伏在静脈から血液を描画すると、麻酔なしで血液の少量を取る場合に便利です。繰り返しサンプリングが必要な場合は、一方のラットからあまりに多くの血を引くことがないように規制を確認してください。 心臓穿刺により血液を描画すると、血液を大量に取得する便利な方法ですが、これは端末の手順です。動物は採血の最後に安楽死されている必要があります。 これらの技術は、（生きた動物のすべての技術のような）最初の動物が適切に処理され、不必要な苦痛および/または苦痛にさらされていないことを評価できるようになる獣医師や動物看護士の存在下で行われる必要があります。

<table><tbody><tr><td>針 20G 1/2</td><td>器具</td><td>BD Biosciences</td><td>305176</td><td>伏在静脈の穿刺用</td></tr><tr><td>Microvette 300</td><td>器具</td><td>Sarstedt Ltd</td><td>20.1308.100</td><td>伏在静脈からの血液採取用</td></tr><tr><td>電気バリカン</td><td>器具</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>CLP-32130</td><td></td></tr><tr><td>針 23 G 1</td><td>器具</td><td>BD Biosciences</td><td>305145</td><td>心穿刺用</td></tr><tr><td>5 ml プラスチックシリンジ、スリップチップ</td><td>器具</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-826-12</td><td>心穿刺用</td></tr></tbody></table>

伏在静脈を通って心臓穿刺によりラットから採血

Drawing Blood from Rats through the Saphenous Vein and by Cardiac Puncture

げっ歯類から血液を描画すると、in vitroおよびin vivo試験の両方の数が多いために必要です。後眼窩洞、頸静脈、上顎静脈、伏在静脈、心臓：血液引き分けのサイトは、げっ歯類にたくさんあり​​ます。各手法には長所と短所がありますし、いくつかは（例えば、眼窩がオランダに引き分け）一部の国ではそれ以上承認されていません。血液を描画するためのさまざまな技術の議論は 1〜3ご利用いただけます。ここで、我々は、ラットから血液を描画するための2つの手法、その特定のアプリケーションとのそれぞれを紹介。 それは、適切に行われて提供さ伏在静脈からの採血は、動物に最小限の苦痛を誘発し、麻酔を必要としません。このテクニックは、繰り返しがプラズマ化学、または血球数6決定、4,5薬物動態試験に必要なような、血の少量の描画が可能。 心臓穿刺は、単一の動物から血液を大量に（血液の最大10mlを150gのラットから引き出すことができる）の収集が可能。伏在から血液を描画するときと、十分な大きさのサンプルを提供しないと、端末の手順として、この手法では、したがって、非常に便利です。我々はin vitroで4-9のTリンパ球の線を成長させるためにラットの特定の菌株から血清の十分な量を必要なときに我々は、心臓穿刺を使用してください。

血液は、化合物の薬物動態プロファイルを研究するために、例えば、多くの研究に必要な描画します。伏在静脈からまたは心臓穿刺によって採血：ここでは、2つの手法を用いてラットから血液を描画する方法を示します。

げっ歯類からの採血は、in vitroおよびin vivoの両方における非常に多くの研究において不可欠です。げっ歯類における採血部位は多岐にわたります。...

こんにちは、クリスティン・ビートンです。私はカリフォルニア大学アーバイン校の生理学・生物物理学部にあるジョージ・チェンの研究室で助席研究員を務めています。これからご覧いただくビデオでは、同研究室の大学院生であるアドリアナ・ガルシアの協力を得て解説します。ラットから採血するための2つの手法をご紹介します。最初に説明するのは、伏在静脈から採血する方法です。この手法は、麻酔なしでラットから少量の血液を採取したい場合に非常に有用です。例えば、少量の血液を定期的な間隔で採取する必要がある薬物動態試験などを行う場合です。次に紹介する2つ目の手法は、心穿刺による採血です。これは終末的な手法であるため、採血後にラットを安楽死させる必要があります。しかし、この手法の利点は、数ミリリットルという非常に大量の血液を採取できることです。したがって、採取部位を整えた後、被毛が飛散してチューブに入り込んだり、血液を凝固させたりするのを防ぐために、主に通常のスキンローションを塗布します。次に、親指で圧力をかけ、静脈がわずかに膨らむようにします。その後、アドリアナが静脈を穿刺します。静脈が転がってうまく刺さらないことがあり、その場合は再度穿刺を行います。静脈を穿刺したことで、血液が一定の間隔で滴下してきます。これをマイクロチューブで回収し、アッセイに十分な量の血液が得られるまで、あるいは血液が出なくなるまで繰り返します。得られる脳からの採血量は、ラットの個体差や穿刺の精度によって異なります。より多くの血液を流出させるために、脚でポンプ動作を行います。これは、一般的な静脈採血で得られる血液量です。それでは、kaunの実施方法を説明します。この手順で実際に必要なものは、5 mLのプラスチック製使い捨てシリンジ1本と、23ゲージの針のみです。ラットをイソフルランで深く麻酔し、ラットが目覚めないように、イソフルランを含ませたキムワイプを入れたシリンジのマスクを装着させます。私は右利きなので、自分の位置を固定するため、左手の人差し指を太陽神経叢の高さに置きます。そして心臓の位置を確認するため、そこから1cmほど高く、わずかに右側に、シリンジを約45度の角度で挿入します。心臓内にいれば、一定量の血液が得られるはずです。心臓内にいない場合は、より深く、あるいはより浅い層へと移動します。この手法を用いることで、1匹のラットから数mLの血液を採取できるはずです。当然ながら、心停止に伴い血流も同時に停止します。そのため、ラットを深く麻酔させる必要がありますが、急速に死に至らせないように注意してください。シリンジがいっぱいになったら、針を外し、チューブに移します。溶血を避けるため、ゆっくりと注ぎ入れます。これは、後で血清を組織培養や注入用薬剤の希釈に使用できるようにするためです。針を刺したままにしていますので、

drawing-blood-from-rats-through-saphenous-vein-cardiac

Research

JoVE Journal

Biology

生物学

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血液サンプリング、医薬品の管理と意識血圧および心拍数測定のための大腿動脈および静脈カテーテル

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