2012年5月2日
我々は、中心動脈と神経と頭蓋神経血管束を分割することによってウサギ虚血性耳創傷モデルを作成するには、低侵襲技術を開発した。皮下トンネルは、すべての皮下組織をカットします。この手順では、最小限の皮膚の中断を引き起こし、安全に糖尿病の動物に使用することができます。
次の実験の全体的な目標は、正常なウサギだけでなく、老化したウサギや糖尿病のウサギなど、抵抗力が低下したウサギにも虚血性創傷を作り出すことを可能にすることです。現在、虚血性創傷形成に使用されている技術はすべて高侵襲性であり、これまでのところ、これらの技術はいずれも糖尿病動物には使用できません。この手順では、3つの血管束に3つの小さな皮膚切開を行うことから始まる低侵襲手術を使用します。
次のステップは、中心静脈とコドル血管束を分離して保護し、耳への血液循環が減少するが、完全に排除されないようにすることです。最後に、残りの血管、神経、皮下組織はすべて、皮膚切開部によって切断または結紮されます。耳虚血は、動脈脈拍の欠如、耳の外観、温度差、および皮下酸素飽和度によって確認されます。
この低侵襲手術は難しそうに思えるかもしれませんが、実はとても簡単です。この技術の主な利点は、皮膚の破壊がほとんどないことです。2007年にこの手法を初めて公開して以来、多くの質問をいただきました。
その後、この手順をさらに簡略化しました。顕微鏡を使わずにさらに簡単にするために、選択したウサギの体重を量ることから始め、ケタミンとキシラジンの混合物を使用してウサギに麻酔をかけます。ウサギのバイタルサインを監視すると、耳に供給する3つの血管束を背側で識別できます。
これらは中央のバンドルであり、他の船舶に接続する担保を持つ最大のバンドルです。動脈が通常非常に小さいか存在しないコドルバンドル、および頭蓋束。腹側では、遠位皮膚は近位血管から血液供給を受けません。
代わりに、背側の耳の血管束には、軟骨を通る多数の貫通枝があり、遠位腹側皮膚に血液を供給します。一部のウサギでは、非常に小さな皮下血管が腹側にも発生し、腹側皮膚の3分の1以下に血液が供給されます。開放的な円周方向の皮膚切開では、腹側切開による出血は基本的にありません。
先に進む前に、ウサギがつま先のつまみと目の反射を使用して痛みの刺激に反応しないことを確認し、人工涙液を適用して動物の目を保護します。軟膏。手術中は、温熱パッドでウサギを暖かく保ちます。次に、ベタジンとアルコールスクラブを使用して、両耳と周囲の皮膚がウサギを覆い、2つの耳だけが露出します。
片方の耳は虚血性になり、もう片方の耳はコントロールとして機能します。手術に使用される器具は、15番の刃と2組のピックアップ(1つは皮膚用、もう1つは他の軟部組織用)を備えた外科用ナイフです。蚊取りクランプ3個、湾曲したマイクロハサミ1組または2組、縫合糸や強靭な組織を切断するための小さなハサミ1組、ニードルホルダー、ステンレス製パンチ
。動脈と静脈に応じて3つの血管茎を特定することから手術を開始します。15番刃を使用。中央の血管茎に垂直に1つの皮膚切開を慎重に行います。
中心静脈を周囲の組織から隔離し、保護します。この手順は囲みます。引っ込みの中心静脈。
中枢神経を解剖します。それは通常、静脈のコドル側にあります。神経はハサミで切り落とされます。
中央動脈を自由に解剖します。それは通常、頭蓋側にあり、静脈よりも深く、動脈を結び、それを分割します。耳の軟骨の上の中心静脈の周りの組織をきれいにします。
2回目の皮膚切開が甘えん坊の茎の上に行われます。バンドルを保持するため。容器は自由に解剖され、保護のために取り囲まれています。
これは、このウサギのように静脈が大きい場合に特に便利です。これと最初の切開部との間にトンネルを開けます。軟骨の上の皮下組織を切断します。
3回目の皮膚切開が頭蓋束の上に行われます。この束全体がライゲーションされ、分離されます。3番目の束の上の皮膚が切り開かれます。
この静脈は皮膚に非常に近いので、深く切りすぎないでください。その後、容器の束全体を解剖し、縛り付けて分離します。ナイフとはさみを使って、皮下トンネルを作ります。
3つの切開部は、皮下組織、筋肉、神経、および小さな血管枝をすべて停止します。さらに鋭く鈍い解剖を使用してベースをクリーンアップし、裸の軟骨の幅を約5〜10ミリメートル残します。出血はガーゼ圧でコントロールできます。
電気焼灼は不要です。耳の内側の皮膚は血液をあまり運ばないので切られません。この手順の重要な側面は、血管を保護しながら皮下トンネルの適切な解剖を確保することです。
これはそれほど難しい手順ではないはずです。止血後、3つの皮膚切開部を4つのOHまたは5つのOH縫合糸を使用して閉じ、皮膚の切開部が適切に閉じられ、出血が見られないことを確認するために再度チェックされます。6mmのステンレス製パンチで、各耳の腹側に円形の全層皮膚の傷を作ることができます。
傷の間の距離は少なくとも20〜30ミリメートルです。パンチ内部の皮膚と軟骨膜は取り除かれますが、軟骨は損傷していません。両耳に傷ができたら、一時的にガーゼで覆い、ウサギを薬物適用のための処置室に移します。
傷口から血栓が取り除かれたら、テスト薬とコントロール薬を塗布します。傷口は乾燥を防ぐために閉塞性包帯で覆われています。2つの薬物を比較するときは、近位創と遠位創傷の両方に各薬物を適用します。.
これにより、術後の遠位耳と近位耳の創傷治癒率の違いが制御されます。虚血性耳は通常、冷たくなってチアノーゼになり、切開部の遠位の感覚が低下します。軽度の浮腫は数日間現れることがありますが、自然に消え、治療は必要ありません。
中心動脈の脈拍はありません。耳の動きは減少しますが、一部の筋肉がまだ耳の基部に付着しているため、完全に排除されるわけではありません。トンネルが正しく作られていれば、切開部の間にはっきりとしたくぼみが見えます。
フェンタニルパッチは、術後の痛みを和らげるために背中の皮膚に取り付けられています。皮膚温は、体温計で毎日各耳で測定されます。耳の血液循環は、経皮的酸素圧計またはレーザードップラー流量計を使用して測定されます。
1週間後、2007年から皮膚切開部の縫合糸を切除することができます。この手順は70匹以上のウサギで使用されています。これには、23匹の糖尿病ウサギと4匹の老齢ウサギが含まれます。
非虚血性耳と虚血性耳の温度差は摂氏1度から10度の範囲であり、ほとんどのウサギは摂氏2度から6度の範囲に収まっています。手術後数日間は温度差が大きかったが、15日目以降は徐々に減少したが、1ヶ月経過後も維持されていた。各耳から6つの組織サンプルを採取し、TPと総エネルギーの両方で高エネルギーリン酸塩含有量をHPLCで測定しました。
濃度は虚血性耳よりも正常耳の方が高かった。創傷治癒時間は、15匹の非糖尿病ウサギの非糖尿病動物および糖尿病動物の虚血性耳よりも虚血性耳の方が常に長かった。平均治癒期間は、非虚血性耳で17.8日であったのに対し、虚血性耳では21.8日でした。
10 12か月の糖尿病動物では、平均治癒時間は虚血性耳で18.3日であったのに対し、虚血性耳では29.1日でした。糖尿病のウサギを含むすべての動物で、ウサギでは、皮膚の切開部は合併症なく正常に治癒しました。糖尿病期間が24か月になると、腹側創傷が感染する傾向が高くなります。
この特徴により、ヒトの糖尿病創傷に近づくことができます。組織学サンプルは、筋肉が存在せず、線維組織に置き換わる皮下トンネルの治癒を示しています。ただし、皮膚は無傷です。
この手順を試みる際には、動物を人道的に扱うことを忘れないようにすることが重要です。一度習得すれば、このテクニックは1時間未満で完了することができます。この技術は、23匹の糖尿病ウサギを含む70匹以上のウサギで使用され、出血や感染などの合併症はありませんでした。
この手順に従うことは非常に安全な手順です。血管潰瘍、褥瘡、糖尿病性神経障害などの追加の質問に答えるために、追加の虚血、神経損傷、細菌接種などの他の方法を実行できます。
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この研究は、ウサギにおいて虚血性耳の創傷モデルを作成するための低侵襲技術を提示し、特に糖尿病性の動物に適しています。この方法は、血液循環を減少させながら皮膚の破壊を最小限に抑えるため、血管束の慎重な解剖を含みます。
This technique addresses a critical gap in diabetic wound research by enabling the creation of ischemic wound models in animals with reduced physiological resistance, such as diabetic rabbits. It supports mechanistic de-risking of therapeutic candidates by replicating the vasculopathy component that impairs healing in human diabetic wounds. The paired ischemic and non-ischemic wound design within a single animal enhances predictive confidence and reduces variability in preclinical screening.
The method fits within the discovery continuum from target validation through lead identification to preclinical efficacy testing, particularly for wounds where vascular compromise is a key failure factor.