Name: FRETはレシオメトリックで細胞周期のキナーゼおよびホスファターゼの活動を監視 (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-01-27T12:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 38 s
Description: 学ぶFRETを用いた細胞周期におけるキナーゼとホスファターゼの活動監視法。U2 OS細胞でCFPとYFPを用いたレシオメトリック解析により、G2/M期のリン酸化状態をリアルタイムで可視化し、細胞生物学研究に応用できます。

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著者らは、スウェーデンの研究評議会、スウェーデン戦略研究財団、スウェーデン癌の社会、スウェーデンの小児がんの社会、オーケWibergs基盤とJeanssons基盤によってサポートされています。

1。細胞にプローブを導入する<ol><li> FRETに基づくプローブとプラスミド耐性を付与するとの同時トランスフェクション細胞。目的の細胞型で効率的なトランスフェクションの方法を選択してください。 U2OS細胞の場合は、標準的なリン酸カルシウムトランスフェクション法では十分な結果が15を与える。 </li><li>少なくとも7日間に適切な抗生物質でセルを選択します。これは豊かにプローブを発現する細胞の量をし、深刻な細胞周期に影響を与える毒性発現レベル、または発現レベルと細胞の量を制限します。 </li><li> （省略可能）安定したクローンを選択してください。 </li><li>固定またはライブセルを使用して、CFPとYFPの両方がほぼ同じ比率ですべての細胞に存在することを確認してください。 </li><li>一部の細胞だけCFPまたはYFPを含む場合には、組換えは可能性が発生しました。組換えは、細菌の増殖の間またはプローブのトランスフェクション後にどちらかが発生することができ、後者の場合にはプラスミドの品質に依存することがあります。プラスミドpを繰り返す償いと問題が解決しない場合はトランスフェクション前にプラスミドを線形化します。 </li></ol> 2。レシオメトリックを監視すると、FRETの<ol><li>チャンバー内にマウントするためのガラスボトムディッシュ、またはカバースリップ上にシード細胞。食器/カバースリップがない1.5（170μm厚）がないことを確認してください。 </li><li> 37℃に設定した温度制御による電動落射蛍光顕微鏡でフェノールレッドを増殖培地で細胞をマウントします。 CO 2によってまたはそのようなリーボウィッツ- 15などのCO 2 -独立系メディアを使用するかのいずれか、培地のpHの調節を確認してください。 </li><li>透過光を用いて細胞に焦点を当てる。蛍光灯を用いて細胞を直視しないでください。 </li><li> YFPの励起（YFPex）とYFPエミッション（YFPem）フィルタと、適切なダイクロイックミラーを使用して12または16ビットの画像を取得することから始めます。それでも、必要な細胞内解像度を可能にする使用可能な最大のビニングを使用してください。露光時間や強度を減少させる高ビニングを使用すると、光毒性を避けるために不可欠です。 </li><li>私asureまたは細胞を欠いているエリアでラフ平均、最小値および最大ピクセル値を測定または推定することによりバックグラウンドの強度とおおよそのノイズを推定する。セル内の平均的な信号はおよそバックグラウンド強度に加え、最大および最小のバックグラウンド強度の間に5〜10倍の差になるように露光時間とNDフィルターを変更します。 </li><li>飽和するために近くに配置されていないことのイメージを確認します。画像の最大強度は、細胞が有糸分裂を入力すると強度の違いを考慮してダイナミックレンジ（12ビットの画像で、例えば最大2000）の半分未満でなければなりません。 </li><li> CFPの励起とYFPの発光フィルターと、適切なダイクロイックミラーを使用して、ステップ2.4​​から2.6を繰り返します。 </li><li> 2.7ポイント2.4で使用される地域を除く、トランスフェクションされた細胞で複数の地域を選択し、その最大強度を確保するためには、すべてのセルのダイナミックレンジの半分以下です。 </li><li>すべての4つの画像を取得タイムラプス実験を開始YFPexを使用して5分​​ - YFPemとCFPex - YFPemフィルタセット。 </li></ol> 3。条件の確認と最適化<ol><li>取得した画像を開いて、有糸分裂から、トランスフェクトプローブを発現する細胞のための有糸分裂への細胞のサイクルタイムを監視します。 </li><li>使用する細胞の種類の公開データに測定された細胞周期の時間を比較。また、フィルムは、参照セルのサイクルタイムを取得する唯一の透過光の1つのイメージ（例えば、DICまたは位相コントラスト）時間ごとに取得することにより細胞をトランスフェクトされていない。 </li><li>有糸分裂から分裂までの時間は、細胞周期のタイミングを参照するために該当する場合においては、ステップ4に進みます。あるいは難しい露出を使用して、再取得の画像、より多くの時間がポイントまたは複数のz -レベルとステップ3を繰り返します。 </li><li>細胞周期のタイミングを参照するには対応していない有糸分裂から分裂までの時間のケースでは、映画は最後にのみ透過光の1つのイメージ（例えば、DICまたは位相コントラスト）は、1つの画像に続いてすべての時間を獲得することで細胞をトランスフェトランスフェクションされた細胞を識別するための実験の。 </li><li>トランスフェクションされた細胞はまだ長く、細胞周期の時間を表示する場合、手順1を繰り返しますが、少ないプローブをトランスフェクトまたはプローブの非常に少量を含む安定版（stable）クローンを選択します。 </li><li>トランスフェクションされた細胞は、蛍光灯のない状態で正常な細胞周期の時間を表示する場合、画像間のビニング、NDフィルター、露光時間、および時間を変更することで、手順2が下側の露出を繰り返す。 </li></ol> 4。 FRETはAnalysing <ol><li>分析は、顕微鏡専用の多くのソフトウェアで実行することができます。ここでは、フリーウェアのImageJ（使用して分析を実行する方法について説明します。 <a href="http://rsb.info.nih.gov/ij" target="_blank">http://rsb.info.nih.gov/ijを</a>プラグイン比プラス（活用） <a href="http://imagej.nih.gov/ij/plugins/ratio-plus.html" target="_blank">http://imagej.nih.gov/ij/plugins/ratio-plusを。HTML</a> ）。 </li><li> ImageJの中の画像を開きます。ケースではあなたのイメージが多色のSTACの形式になっていますK（例：Deltavision）は、最初のhyperstackに変換することで、個々のチャネルを分離する：hyperstackするImage - hyperstack -スタックして、その後使用して単一のチャネルスタックにそれらを分割： 画像- hyperstack -減らす次元 </li><li>それが唯一の比率は0と1の間の範囲内にないことを保証することで、画像の視覚的な明瞭さを高めるために意図されているため、このステップは、オプションですプロセス-数学-乗算 ：使用して3でYFPemスタック- YFPexを掛けます。 </li><li> YFPexに - YFPemスタック、細胞を欠いているが、それは測定しようとする細胞に近い地域に関心領域（ROI）を描く。バックグラウンドと信号強度の両方が一般的に画像の中心に最も強いのと同じイメージ内の別の細胞は、さまざまな地域が必要となる場合があります。 </li><li> ROIマネージャーにROIを追加： 分析-ツール- ROIマネージャー 。 </li><li> 分析-測定 ： - YFPemとCFPex - YFPemスタックYFPex両方のROIの平均強度を測定</li><li>複数のタイムポイントで繰り返すとその目的の細胞に近いバックグラウンド強度がフィルム全体に似ていることを確認します。 </li><li> 分析-セットの測定値- MinとMaxのグレー値 ：最小の強度を含むように測定値を設定します。 </li><li>細胞のほとんどをカバーする関心領域を描くとYFPex両方で最小限の強度を測定する - YFPemとCFPex - YFPemスタック。 4.6から測定された最小の強度とバックグラウンド強度の差を取ると2で割ります。これは、クリッピングの値の開始見積もりを提供します。 </li><li>オープン比プラス。 YFPemとCFPex - - YFPemスタックYFPexを選択します。比、選択CFPex FRETのために - スタック1としてYFPem - スタック1としてYFPemを、逆にリン酸化によって効率が低下するのFRETプローブ、選択YFPexを可視化比率をFRETのために。 </li><li>測定されたバックグラウンド強度とクリッピングの値を挿入します。 </li><li>結果として得られる比スタックのスケーリングを設定し、適切な外観のuを適用する比の変化を視覚化するpは、テーブル（LUT）。 </li></ol> 5。代表的な結果 PLK1活動は、G2期および有糸分裂の間にピークに核内で最初に表示されているです。図3は、セクション2で説明したように最小限の光毒性の設定を使用して実験を示しています。これは代表的な初期の結果であることに注意し、画像間の露光条件や時間が雑音比や時間分解能の信号を増加するように変更することができますしてください。プローブを発現する細胞の大部分は、撮影条件やプローブの発現レベルが細胞周期のタイミングに影響しないことを示す、20〜25時間の細胞周期の時間で増殖することを図3に示す。かなりのノイズがあるが、PLK1活動の傾向G2で増加し、有糸分裂14にピークがはっきりと（図3A）表示されます。ここで、生データを処理するわけで平均的な倒立RAのカイモグラフ（図3B）、または定量化として提示フィルタリング酸化チタン（図3C）は、透明度を高めることができます。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/3410/3410fig1.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="図1"> 図1 FRETに基づくプローブの原理キナーゼとホスファターゼの活動を監視する。通常2つのフルオロフォア、CFP（青）とYFP（緑色）は、リン結合ドメイン（オレンジ）とリン酸化可能なシーケンス（黄色）で接続されています。これにより、プローブのコンフォメーション変化を誘導するリン結合ドメインに結合するリン酸化（赤）を仲介する、。 CFPとYFP間のFRET効率に影響を与えるtwoフルオロフォア間の距離や方向の違いにおけるコンフォメーション変化の結果。 FRETは、刺激的なCFPとYFPの監視の放出（点線）によって可視化することができる。 <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/3410/3410fig2.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="図2"> 図2実験手順の概略図概略。 p_upload/3410/3410fig3.jpg"/&gt; 図3。PLK1の活性は、G2期および有糸分裂の間にピークに核内で最初に表示されているです。 FRETに基づくプローブの監視PLK1活動9,14の発現U2OS細胞は20倍、NA 0.7空気の目標と水銀ランプを装備Deltavisionスペクトリスイメージングシステムを用いて60時間撮影されました。撮像条件は、4倍ビニングとNDフィルターを使用して、2章で概説したように、最小限の光毒性を引き起こすために選ばれたその入射光のブロック99％。 、逆の偽色の表現は、4部門を通じて1つのセルに続く、比のFRET。 B、​​平均値フィルタを適用した後に示すようにセルのキモグラフ。 C、反転の定量化は、A. D、娘細胞の分裂を含む50のFRETプローブを発現する細胞、の累積有糸分裂のエントリに示されている細胞の比率のFRET。

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</ol>

我々は、開示することは何もない。

細胞周期を通してFRETを監視することで外部からの刺激に短期的応答を評価する際には、あまり重要な考慮事項が必要です。最初に、細胞周期の進行が容易にその光毒性を最小限にとどめる必要、ストレスのシグナリングによって摂動されています。第二に、すべての記者たちが潜在的にキナーゼ、ホスファターゼまたは相互作用ドメインを滴定することによって細胞プロセスに影響を与える可能性があります。実験条件が適切かどうか見極め、おそらく最も簡単な方法は、有糸分裂から細胞分裂する細胞周期の長さを測定し、プローブの蛍光イメージングと表現の独立した実験と比較することです。 モニタリングの重要な要因は、高解像度で美しい画像を取得するために誘惑に耐えられるようになる細胞周期を通して比率のFRET。正確な設定は、顕微鏡システムや発現レベルの感度と特定のプローブの性質に依存するが、それは使用することが重要です。何に対応するビニングのレベルは確認することは絶対に必要です。 CFPex間の時間が - YFPemとYFPex - YFPemイメージは我々の手で、細胞の形態変化を避けるために短くする必要があるそれ以上の0.1秒で露...

<table border="1"><tbody><tr><td> 試薬 </td><td> カタログ番号 </td><td> 会社 </td></tr><tr><td>リーボビッツL - 15、無フェノールレッド</td><td> 21083-027 </td><td> GIBCO、Life Technologies社によって</td></tr><tr><td> DMEM +グルタミン- I </td><td> 31966 </td><td> GIBCO、Life Technologies社によって</td></tr><tr><td>ウシ胎児血清（FBS） </td><td> SV30160.03 </td><td> HyClone </td></tr><tr><td> 0.05％トリプシンEDTA </td><td> SH30236.01 </td><td> HyClone </td></tr><tr><td>ペニシリン - ストレプトマイシン</td><td> SV30010 </td><td> HyClone </td></tr><tr><td> DPBS </td><td> 14287 </td><td> GIBCO、Life Technologies社によって</td></tr><tr><td>ピューロマイシン</td><td> P8833 </td><td>シグマアルドリッチ</td></tr></tbody></table>

fretはレシオメトリックで細胞周期のキナーゼおよびホスファターゼの活動を監視

Monitoring Kinase and Phosphatase Activities Through the Cell Cycle by Ratiometric FRET

フェルスター共鳴エネルギー移動（FRET）ベースの記者1は、生きた細胞中の内因性キナーゼとホスファターゼ活性の評価を可能にする。このようなプローブは、一般的にリン酸化可能なシーケンスとリン結合ドメインによる介入CFPとYFPの変異体、で構成されています。効率（図1）、FRETの変化につながる、CFPとYFPの間の距離や方向の変化をもたらすリン酸化の際、プローブの変更のコンフォメーション、。いくつかのプローブは、PKA 2、PKB 3、PKC 4、PKD 5、ERK 6、JNK 7、CDK 18、オーロラB 9の記者とPLK1 9を含む複数のキナーゼとホスファターゼの活性のバランスを、監視し、過去10年間の間に発表されている。モジュラー設計を考えると、追加のプローブは、近い将来10で出現するものと予想される。 細胞周期の進行は、ストレスsignaliによって影響されるngは11パスウェイ。特に、細胞周期が細胞周期を通じて細胞の細胞がストレスを12から回復している。タイムラプスイメージングでは、したがって、特に注意を必要とする場合に比べて成長を摂動の間に異なる規制されています。レシオメトリックイメージングを採用する場合は特に対ノイズ比の高い信号を持つ2つのイメージが正しく結果を解釈するために必要とされるので、これは、問題になります。キナーゼとホスファターゼ活性で細胞周期依存性変化のレシオメトリックFRETのイメージングは、主に細胞周期8,9,13,14のサブセクションに限定されています。 ここで、我々は、人間の細胞周期を通してレシオイメージングを用いたFRETに基づくプローブを監視する方法について説明します。方法は、ライフサイエンスにおける多くの研究者に利用可能であり、顕微鏡や画像処理の専門知識を必要としない機器に依存しています。

FRETに基づく記者はますます、生細胞におけるキナーゼとホスファターゼの活動を監視するために使用されています。ここでは、ターゲットのリン酸化の細胞周期依存性の変化を評価するためのFRETに基づくレポーターを使用する方法の方法を説明します。

FRETはレシオメトリックで細胞周期のキナーゼおよびホスファターゼの活動を監視

フェルスター共鳴エネルギー伝達（FRET）ベースのリポーター1を用いることで、生存細胞内における内在性のキナーゼおよびホスファターゼ活性の評価が可能になります。このような...

このビデオでは、Förster共鳴エネルギー移動（FRET）を用いて、細胞周期全体におけるキナーゼおよびホスファターゼ活性をモニタリングします。ここでは、Polo-like kinase 1（PLK1）活性プローブの一端にシアン蛍光タンパク質（CFP）を、もう一端にイエロー蛍光タンパク質（YFP）を配置しています。このプローブをU2 OS細胞にトランスフェクションします。次に、G2/M期移行におけるLckターゲットのリン酸化状態を調べるため、トランスフェクションしたU2 OS細胞に対してタイムラプス蛍光イメージングを行います。CFPとYFPが近接しており、かつCFPが励起されると、エネルギーがYFPに転移し、YFPの放出が検出されます。しかし、プローブがリン酸化されると、タンパク質の構造変化が起こり、CFPとYFPが離れます。CFPが励起されると、強いCFP発光とわずかなYFP発光のみが検出されます。CFPおよびYFPの両方を励起させた後のYFP発光比を定量化することで、PLK1の活性がG2期に上昇し、有糸分裂中にピークに達することが示されます。したがって、標準的なタイムラプス撮影などの既存の手法に対する本手法の主な利点は、撮影条件やプローブの発現によって細胞周期が乱されないことに特に配慮している点にあります。本手法は、特定のキナーゼやホスファターゼがいつ、どこで活性化されるかといった、細胞周期分野における重要な疑問を解決するのに役立ちます。この手法は細胞周期調節酵素に関する知見を得るために有用であるだけでなく、細胞増殖アッセイなど、非共役条件が必要とされる他のシステムにも適用可能です。ヒトの細胞周期をモニタリングするため、U2 OS細胞にFRETベースのPK1活性プローブをトランスフェクションします。標準的なリン酸カルシウム法を用いてトランスフェクションを行い、ピューマイシンで少なくとも7日間選択します。これにより、プローブを発現している細胞集団を濃縮し、毒性のある発現レベルや細胞周期に深刻な影響を及ぼす発現レベルを持つ細胞数を制限します。次に、限界希釈法によりCFPを発現する安定クローンを選別し、YFPの発現を確認して、すべての細胞でほぼ同じ比率で存在しているかを検証します。一部の細胞にCFPまたはYFPのみが含まれている場合は、組換えが起こった可能性が高いため、Sure 2 cellsなどの相同組換えが起こりにくい細菌を用いてプラスミド調製をやり直し、その後プラスミドを線状化してトランスフェクションを繰り返してください。プローブを安定的に発現させた細胞を、接着後、コンフルエンシーが 30% から 50% に達した時点で、No. 1.5 のガラスボトムディッシュに播種します。培地を CO2 独立型でフェノールレッドを含まないものに交換し、温度制御を 37 °C に設定した電動エピ蛍光顕微鏡に細胞をセットします。顕微鏡には CFP および YFP の励起・蛍光フィルターが装着されている必要があります。CFPおよびYFPのモニタリングに適したROICミラーと、必要とされる解像度に適した対物レンズを用意します。ここでは、20 x NA 0.75の空気対物レンズを使用しています。透過光を用いて、細胞に焦点を合わせます。この時点で蛍光光を用いると、細胞周期を乱す可能性のあるストレス応答が誘導されるため、使用しないでください。光毒性を避けるため、必要な細胞内解像度を維持できる範囲で、屈折率を最大に設定します。本実験では、核と細胞質を区別できれば十分です。露光時間を短く設定し、高濃度ニュートラル密度フィルターを挿入します。次に、YFPの励起および蛍光波長を用いて12ビットまたは16ビットのテスト画像を撮像します。細胞内の平均強度が、背景強度に「背景強度の最小値と最大値の差の5倍」を加えた値とおよそ等しくなるように、露光時間とニュートラル密度フィルターを調整します。画像が飽和していないことを確認するため、サンプル画像の蛍光強度を検証してください。細胞が有糸分裂に入った際の強度変化を許容するため、画像内の最大強度はダイナミックレンジの半分未満にする必要があります。次に、CFP励起フィルタとYFP蛍光フィルタを用いてこのプロセスを繰り返します。フォーカシングおよび露光条件の最適化に使用した領域を除き、トランスフェクションされた細胞が含まれる複数の領域を選択してください。これらの手順によってストレス応答が誘発された可能性があるため、すべての細胞において最大強度がダイナミックレンジの半分未満であることを確認してください。ソフトウェアを用いて、YFP励起、YFP蛍光、およびCFP励起を用いて45分ごとに2枚の画像を撮影するように設定します。YFP蛍光フィルターを使用してください。また、実験の総時間を細胞周期の期間より長く設定してください。すべての設定が完了したら、画像の取得を開始します。取得が完了した後、取得した画像を開き、有糸分裂から次の有糸分裂までの細胞周期時間をモニタリングします。ここでトランスフェクションされたプローブを発現している細胞の場合、細胞周期時間は概ね 20 to 25 hours でした。これを、使用した細胞種のコントロールデータと比較します。細胞周期の時間が参照タイミングと一致していれば、FRET解析が可能です。タイミングが確認された後、画像の解析を行うことができます。解析は、ほとんどの顕微鏡専用ソフトウェアで実行可能です。ここでは、フリーウェアのImage Jとratio plusプラグインを使用します。まず、Image Jで画像を開き、解析を開始します。画像がマルチカラースタック形式である場合は、Imageメニューからハイパースタックに変換して、個々のチャンネルを分離してください。次に、「Hyperstack」から「Stack to Hyperstack」を選択します。「Convert to Hyperstack」ウィンドウが表示され、設定画面が開くので、「OK」をクリックします。これで、画像の下に2本のスライダーバーが表示されます。次に、画像をシングルチャンネルスタックに分割するため、画像をクリックし、「Hyperstack Reduce Dimensionality」を選択します。これによりリデュースウィンドウが開きますので、「Frames」と「Keep Source」が選択されていることを確認し、「OK」をクリックします。1つのチャンネルのみを含む新しい画像が表示されます。この操作を繰り返し、2番目のチャンネルを含む新しい画像を表示させます。次に、最終的な画像の視覚的な明瞭度を上げるため、YFP excitation YFP emission stackを選択します。「process」をクリックし、次に「math」をクリックします。その後、「multiply」を選択してください。「multiply」ウィンドウが開いたら、「3」を入力して、YFP excitation YFP emissionスタックを3倍にします。このステップは任意ですが、これにより比率が0から1の範囲に収まるのを防ぐことができます。次に、Image Jツールバーでフリーハンドツールを選択します。続いて、YFP励起・YFP蛍光スタックにおいて、細胞が存在しないが測定対象の細胞に近い領域に、関心領域（ROI）を描画します。ROIマネージャーにROIを追加するため、「Analyze」ツールをクリックし、「ROI Manager」を選択します。ROIマネージャーウィンドウが表示されます。[add]をクリックしてROI座標を保存し、YFP励起YFP蛍光スタックにおけるROIの平均強度を測定します。[analyze]をクリックし、[measure]を選択します。結果ウィンドウが開きます。CFP励起YFP蛍光のスタックを選択してください。次に、ROIマネージャー内のROIをダブルクリックし、測定を繰り返します。測定値が結果ウィンドウに追加されます。スタック内の他の箇所にスクロールし、複数のタイムポイントでこのプロセスを繰り返します。結果ウィンドウの測定値を比較して、目的の細胞付近の背景強度がフィルム全体で同様であることを確認してください。最小強度を測定に含めるには、[analyze]をクリックし、次に[set measurements]をクリックして、グレー値の最小値と最大値を指定します。次に、測定オプションを表示するウィンドウが表示されます。必要に応じて明るさとコントラストを調整した後、細胞の大部分を覆うようにROIを描き、両方のスタックで最小強度を測定します。次に、今度はバックグラウンドの代わりに細胞を用いて、前と同様に測定を行います。結果セクションの値を用いて、測定された最小強度とバックグラウンド強度の差を算出し、それを2で割ります。これにより、clipping value to open ratioプラス選択したプラグインのための初期推定値が得られます。次に、「ratio plus」を選択します。FRET比について、CFP励起YFP蛍光のS stack 1を選択するか、あるいはリン酸化に伴いFRET効率が低下するプローブを可視化する反転FRET比の場合は、YFP励起YFP蛍光のS stack 1を選択して、測定した背景強度とクリッピング値を挿入します。結果ウィンドウの値を使用し、それを ratio plus ウィンドウに貼り付けます。得られたレシオスタックのスケーリングを設定し、適切なルックアップテーブルを適用してレシオの変化を可視化します。PLK1活性をモニタリングするFRETベースのプローブを発現させたU2 OS細胞を、本ビデオで説明した通り60時間にわたって撮影しました。この画像は、娘細胞の分裂を含む、fretプローブを発現している50個の細胞における累積的な有糸分裂進入を示しています。プローブを発現している細胞の大部分は20から25時間の細胞周期で増殖しており、このことは、イメージング条件およびプローブの発現レベルが細胞周期のタイミングに影響を与えていないことを示しています。1個の細胞の4回の分裂を追跡した反転fret比の擬似カラー表示では、かなりのノイズはあるものの、PK oneの活性がG2期に上昇し、有糸分裂中にピークに達するという傾向が見られます。生データを平均化フィルタリングしてグラフとして提示すると、活性ピーク間の時間を容易に推定することができます。この図は、前の画像に示された細胞の逆FRET比の定量化をグラフで示したものです。活性化のタイミングを推定することができ、ここで見られるように、プローブのリン酸化は、有糸分裂においてリン酸化がピークに達する約4時間前から視認できるようになります。本手順を行う際は、細胞にストレスを与えない状態に保つことが重要であるため、光への曝露を最小限に抑え、温度やpHの変化を最小限に留めるようにする。また、本手法は細胞内におけるキナーゼ活性とホスファターゼ活性のバランスをモニタリングするものであることを念頭に置く必要がある。本手順は、RNA干渉や阻害剤スクリーニングと組み合わせることで、これらのキナーゼおよびホスファターゼの上流調節因子を特定することが可能である。

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HepG2細胞における代謝制御Akt活性化ダイナミクスの生細胞フェルスター共鳴エネルギー移動イメージング

学ぶFRETを用いた細胞周期におけるキナーゼとホスファターゼの活動監視法。U2 OS細胞でCFPとYFPを用いたレシオメトリック解析により、G2/M期のリン酸化状態をリアルタイムで可視化し、細胞生物学研究に応用できます。

FRETはレシオメトリックで細胞周期のキナーゼおよびホスファターゼの活動を監視

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