2012年10月16日
神経管における遺伝子発現は、細胞型特異的、トレーサブルな方法でダウンレギュレートすることができる方法が記載されている。我々はどのように実証するエレクトロポレーションは、途上神経管における交連軸索ガイダンスを調査するために使用することができます。
この手順の目的は、細胞特異的な追跡可能な方法で遺伝子発現をダウンレギュレートした後、ニワトリ神経管における軸索誘導欠損を評価することです。これは、卵殻にウィンドウを作成することで、in ovo エレクトロポレーション用に受精鶏卵を準備することによって達成されます。次のステップは、microRNAをコードするDNAコンストラクトを神経管に注入し、エレクトロポレーションを行うことです。
次に、電気的に評価した脊髄を解剖し、フラットマウント・オープンブック標本として固定します。最終ステップとして、軸索投射を可視化するために蛍光染料を注入します。最終的に、蛍光顕微鏡を用いて、遺伝子サイレンシングが起こっている細胞を確認し、それに伴う交連軸索ガイダンスへの影響を評価します。
この手法の既存の方法に対する主な利点は、細胞型特異的な遺伝子サイレンシングが可能であることです。プラスミドの作製については、記載されたプロトコルの指示を確認してください。卵を38.5 °C、湿度約45%で、目的の発達段階に達するまでインキュベートします。交連ニューロンの軸索誘導を研究する場合は、胚を約3日間インキュベートし、Hamburger and Hamilton Stage 17から18まで成長させます。
目的の発達段階に達し、目的タンパク質が胚内に蓄積する前に、卵をインキュベーターから取り出し、卵の上側で胚が卵黄の上に再配置されるよう、20分間水平に安定した状態で保持します。胚が卵黄の上に再配置されたら、卵をインキュベーターから出し、70% ethanolで拭き取ります。次に、卵の長軸に沿ってテープを貼り、メスを使用して卵の鈍端に小さな穴を開け、さらにウィンドウを作成する領域の角にも穴を開けます。
次に、18ゲージの針を装着したシリンジを、卵の鈍端にある穴に45度の角度で挿入し、卵黄を傷つけないように注意しながら、白質を約3 mL吸引します。水平に持った小さなハサミを使用し、胚を傷つけないように卵に窓を開けます。その後、テープを用いて窓を封印します。
最後に、ブラシを使用して溶けたパラフィンワックスを塗り、卵の鈍端にある穴を封鎖し、同様の方法で卵の亀裂をすべて封鎖します。その後、卵をインキュベーターに戻します。エレクトロポレーションを行うすべての卵に対して、この工程を繰り返します。
ウィンドウを設けた卵の一つのテープを取り除き、Hamburger and Hamiltonの基準に従って胚のステージを判定します。次に、右側の主要な卵黄静脈と左側の卵黄静脈が交差する領域において、胚の背側半分の胚外膜をピンセットで持ち上げます。体幹部へ慎重に進入し、スプリングシザーで膜を裂くか切断し、それらを尾側に向かって押しやります。
次に、緩やかな吸引を用いて、エレクトロポレーションに用いるDNA混合液を、チューブが接続されたガラス製マイクロキャピラリーに充填します。マイクロキャピラリーを後肢の直上の神経管中央管に挿入し、口で注入量を調節しながらDNA溶液を注入します。青色色素が尾端から発達中の脳室まで広がることを確認してください。
胚の上に滅菌PBSを数滴滴下し、胚や血管に触れないように、胚の前後軸に平行に電極を配置します。次に、電極を固定した状態でエレクトロポレーションを行います。エレクトロポレーション後、電極を取り除き、滅菌水で速やかに洗浄して卵白から変性タンパク質を除去します。
最後に、胚の上に滅菌済みPBSを少量滴下し、卵をテープで再び密閉します。前述の通り、胚の脱水を防ぐためには適切な密閉が不可欠です。その後、目的の発育段階に達するまで胚をインキュベーターに戻します。
胚がハンバーガー・ハミルトン(Hamburger Hamilton)ステージ25から26に達したら、ピンセットを用いて胚を卵から取り出し、シルガード(sil guard)エラストマーをコーティングしたペトリ皿に置きます。ピンセットで胚外膜を取り除き、胚を背面下向きに置きます。次に、0.2 mmの昆虫ピンを用いて、首と尾から胚を緩やかに伸ばして固定します。
次に、胚の肢をピンで固定します。その後の解剖の妨げにならないよう、ピンを斜めに刺してください。組織の密度が判別できるように、胚が入ったディッシュを下から照らします。スプリングシザーで腹腔を開き、ピンセットで優しく掻き出すようにして、心臓と内臓を取り除きます。
すべての臓器を完全に除去すると、分節化した脊椎と脊髄が見えてきます。次に、胚を180度回転させ、スプリングシザーを用いて、頸部の脊髄上の脊椎を浅く切開します。その後、頸部から尾部にかけて、脊髄の両側の脊椎に沿って2本の短い縦切開を加えます。
ピンセットを使用して、脊髄からフラッパー椎骨を持ち上げ、その後、尾の方に向かって椎骨を帯状に一度に剥がします。次に、胚の尾と肢を介して慎重に伸ばし、再びピンで固定します。ここで、神経管と後根神経節の間に暗く密な組織の線として現れる脊髄髄膜を確認し、ステリンニードルまたは微細外科用メスを用いて、髄膜を頸部から尾部まで脊髄の両側に沿って縦方向に切開します。
ピン留めされた胚が伸展しているため、髄膜は脊髄から容易に分離できるはずです。最後に、肢芽の尾側かつ翼芽のレベルで脊髄を切断します。次に、脊髄が常にPBSに浸された状態を維持しながら、ピンセットを用いて吻側から尾側への動きで脊髄を取り出します。
分離した脊髄をスパチュラで広げ、PBSで希釈した4%パラホルムアルデヒドを含む、Sylgardコーティング済みの新しいディッシュに移します。次に、脊髄を正中線および四隅から0.1 mmの昆虫ピンで慎重に固定してフラットマウント標本を作成し、パラホルムアルデヒド中で30分から1時間インキュベートします。過固定にならないよう注意してください。
これによりバックグラウンドが増加し、ダイオード拡散の効率が低下するためです。その後、パラアルデヒドを注意深く注ぎ捨て、PBSに交換します。エタノールで5 mg/mLのfast diを調製し、プラスチックチューブに取り付けた小径のガラスマイクロピペットの先端を折り、溶液をピペット内に吸引します。
充填済みの針をPBSが入ったディッシュに入れ、針から染料が漏れていないか確認します。漏れている場合は直径が広すぎるため、新しい針を準備する必要があります。オープンブック標本の下方から照明を当て、Hemi bookの側端から幅の約5分の1の位置にある、より密な組織の縦方向のストライプを確認します。交連ニューロンの細胞体は、この暗い線の直背側に位置しています。
ガラスマイクロピペットのチップを組織に挿入し、針を引き抜きながら、マウスピペットを用いて少量のD eyeを速やかに注入します。この操作を、開いた本の長さに沿って0.5 mmごとに繰り返します。注入が完了したら、トランスファーピペットを使用して余分なdiを吸引し、廃棄してください。これを怠ると、バックグラウンドが高くなります。
すべてのオープンブック標本に対してこの手順を繰り返します。その後、色素が軸索に沿って拡散するように、注入済みの標本が入ったディッシュを4 °Cで約3日間置きます。この期間が経過した後、書面によるプロトコルの指示に従って標本のマウントを行います。
横断面およびオープンブック状の標本は、Hamburger Hamilton Stage 18で電気穿孔を行ったHamburger Hamilton Stage 25から26のニワトリ胚から作製しました。こちらの横断面に見られるように、beta-actinプロモーターが遍在的な発現を誘導しています。矢印は背腹方向を示しています。
この画像は、プラスミドベクターのエレクトロポレーション後に得られた蛍光タンパク質発現パターンの例を示しています。ここでは、オープンブック法による標本において、β-アクチンプロモーターによる普遍的な発現が見られます。矢印は吻側方向を示しています。
この画像は、math1エンハンサーを含むコンストラクトを用いてエレクトロポレーションを行った後の断面図です。これにより、di1ニューロンでの発現が誘導されます。ここでは、オープンブック標本におけるmath1エンハンサーコンストラクトからの発現が示されています。
この断面図は、コンストラクトの両側電泳後におけるhawk A1エンハンサーからの発現を示しています。hawk A1エンハンサーは、floor plate(底板)に特異的に発現を誘導します。このオープンブック法による標本では、floor plateにおけるhawk A1コンストラクトの発現パターンが示されています。
この画像は、Daiの注入部位を明視野で撮影したものです。オープンブック法において、Daiはオープンブックの外側縁に近い位置に点状のパターンで注入されました。電泳側では、同じ標本におけるGFP発現の可視化が示されており、ここでDaiが可視化されています。
3日間の拡散後、交連弛緩の軌跡を蛍光顕微鏡下で可視化できるはずです。正常な軸索軌跡は、フロアプレートに向かって伸展し、フロアプレートを横切り、その後方向を変えて伸展します。ここに見られる通りです。
ここで示しているような、遺伝子ノックダウンによって生じる異常な表現型を、標準的な軌跡と比較することができます。この例では、一部の軸索がフロアプレートで停止したり、対側で誤った方向転換を行ったりしています。この手順を実施する際は、微量注入および解剖の各ステップにおいて、慎重に且つ根気強く取り組むことが重要です。
これらにはある程度の習熟が必要です。このビデオを視聴することで、神経管の発達過程において、細胞種特異的に遺伝子機能を調査するためのRNAIプラスミドの注入および投与方法について十分に理解できるはずです。
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この記事では、細胞種特異的で追跡可能な方法で神経管における遺伝子発現をダウンレギュレーションする方法について説明します。この技術は、神経管発達中の神経交叉軸索誘導を研究するために、卵内でのマイクロRNAベースのプラスミドの電気ポレーションを利用しています。
This method enables precise, cell type-specific gene knockdown in vivo to interrogate axon guidance mechanisms, supporting target validation in neurodevelopmental pathways. By linking molecular perturbation to phenotypic readouts in commissural neurons, it provides mechanistic de-risking for therapeutic target hypotheses. The approach enhances predictive confidence in early discovery by enabling traceable, reproducible assessment of gene function in a disease-relevant system.
The method fits within the discovery continuum from target hypothesis testing through phenotypic screening to preclinical validation, enabling iterative de-risking of neurodevelopmental targets.